Évaluer les changements dans volatils anesthésie générale sensibilité des souris après l'intervention pharmacologique local ou systémique

L'objectif général de cette procédure est d'évaluer les modifications de la sensibilité anesthésique après une intervention pharmacologique. Cela est réalisé en vérifiant d'abord attentivement les chambres d'exposition afin de garantir un débit de gaz et une température uniformes. La deuxième étape consiste à habituer les animaux aux chambres.

Ensuite, l'intervention pharmacologique d'intérêt est réalisée. La dernière étape consiste à évaluer les modifications de la sensibilité anesthésique en analysant le réflexe d'écriture de l'animal en réponse à une exposition anesthésique. En définitive, les tests du réflexe d'écriture permettent de mettre en évidence les différences de sensibilité anesthésique induites par des interventions pharmacologiques à action longue ou courte durée.

Bien que ce système puisse fournir des informations sur les modifications de la sensibilité anesthésique chez la souris, il peut également être utilisé chez diverses espèces pour étudier les effets de tout agent thérapeutique inhalé. L'appareil de test est composé de 24 chambres cylindriques transparentes en acrylique, de 10 centimètres de longueur et de 5 centimètres de diamètre. Cette taille convient à une souris adulte typique de 25 grammes.

Chaque chambre possède un orifice à chaque extrémité pour l'entrée et la sortie du gaz. L'extrémité de sortie est scellée avec des joints en caoutchouc afin de faciliter son retrait. Pour l'insertion des animaux, fixez chaque chambre sur un support placé à l'intérieur d'un bain d'eau.

Placer la grille de manière à ce que seule la partie inférieure des chambres soit immergée. Un support situé à l'extrémité arrière de la chambre assure la stabilité et maintient les chambres à l'horizontale, garantissant un contact uniforme de chaque chambre avec le bain. Après avoir raccordé un réservoir d'oxygène à un vaporisateur et à un débitmètre à l'aide de tubulures en polyéthylène, diviser la tubulure en 25 résistances de petit diamètre et de longueur égale.

Cela garantit que chaque chambre reçoit un débit égal lorsqu'elle est raccordée. Ensuite, connectez les lignes de vide qui sortent de chaque chambre à l'extrémité opposée à l'entrée de gaz. Les lignes de vide se rejoignent sur un collecteur afin d'être raccordées à une ligne d'aspiration intégrée.

Une vanne de décharge le long de la conduite principale de vide assure des conditions de pression atmosphérique dans chaque chambre. Une fois que tout est connecté, remplissez le bain avec suffisamment d'eau pour assurer un contact complet avec la partie inférieure de chaque chambre. Mettez en marche la pompe pour faire circuler l'eau et maintenir une température constante de 37 degrés Celsius.

Avant de procéder aux tests, les chambres sont examinées pour détecter les fuites et un débit d'air correct. Commencez par régler l'oxygène à un débit de cinq litres par minute. Immergez chaque chambre sous l'eau et observez la présence de bulles ou l'entrée d'eau, deux signes indiquant des fuites.

Remplacez toutes les chambres présentant une fuite avant de commencer l'expérience. Pour chaque chambre, connectez un débitmètre de 500 millilitres par minute en ligne avant la chambre afin de vous assurer que les débits sont équilibrés sur chaque ligne. Toute chambre ne recevant pas le débit attendu doit faire l'objet d'un contrôle de son tubage afin de vérifier la présence d'obstructions.

Enfin, étalonner l'analyseur d'agent afin de garantir une lecture de 0,0 % de fluorure d'isoflurane lorsque de l'oxygène à 100 % circule, une semaine avant l'habituaton. Des transpondeurs sont implantés pour suivre la température corporelle pendant les tests. Après avoir atteint la profondeur d'anesthésie appropriée, stériliser la région dorsale du cou avec du Bétadine.

Ensuite, utilisez une aiguille stérile pour injecter les transpondeurs de température par voie sous-cutanée entre les omoplates. Surveillez quotidiennement le site d'injection afin de détecter toute infection ou migration du transpondeur. Quatre jours avant la première évaluation, habituez tous les animaux de test aux chambres afin de réduire les effets du stress liés à un nouvel environnement.

Pour ce faire, placez un animal dans chaque chambre avec un flux d'oxygène à 100 % pendant deux heures. Répétez cette exposition quotidiennement jusqu'au début des tests. Après quatre jours d'acclimatation, la journée de test commence par une exposition à l'intervention pharmacologique d'intérêt.

Cette intervention peut être une injection stéréotaxique dans une région cérébrale spécifique, une injection intraveineuse ou une injection intrapéritonéale pour les interventions pharmacologiques. Lorsque la durée d'action est longue, une détermination progressive de la sensibilité anesthésique est effectuée. Commencez les tests en plaçant chaque animal dans des chambres individuelles avec un flux d'oxygène à 100 % une fois que tous les animaux sont en place.

Régler la concentration de fluorure d'isoflurane à 0,4 % pendant 15 minutes. Pendant les deux dernières minutes de cette période, évaluer le réflexe de redressement de chaque animal en faisant doucement pivoter la chambre jusqu'à ce que la souris soit placée sur le dos. Le réflexe de redressement est considéré comme intact si la souris est capable de ramener toutes ses pattes au contact du fond de la chambre.

En moins de deux minutes, enregistrez l'état du réflexe d'écriture pour chaque souris et numérisez chaque souris afin d'obtenir les données de température. Ensuite, augmentez la concentration d'isoflurane d'environ 0,05 % pendant 15 minutes, puis évaluez le réflexe d'écriture comme indiqué précédemment. Continuez à augmenter la concentration d'anesthésique jusqu'à ce que toutes les animaux aient perdu leur réflexe d'écriture.

Éventuellement, la sortie de l'anesthésie peut être mesurée en répétant l'évaluation pas à pas du réflexe d'écriture pendant que la concentration anesthésique est progressivement réduite. Pour terminer l'expérience, éteignez l'isoflurane et purgez l'ensemble du système avec 100 % d'oxygène pendant 15 minutes dans le cas d'interventions de courte durée. Le test du temps de sortie de l'anesthésie est effectué.

Après avoir placé chaque animal dans des chambres individuelles avec un débit d'oxygène à 100 %, régler la concentration d'isoflurane à 1,2 %. Après plusieurs minutes d'exposition à l'anesthésique, faire rouler doucement chaque chambre jusqu'à ce que chaque souris reste sur le dos. Une fois la perte du réflexe de redressement confirmée, maintenir la concentration d'isoflurane à 1,2 % pendant 30 minutes à une heure, selon la durée d'action prévue de l'intervention aiguë. Après avoir arrêté le débit d'isoflurane, maintenir un flux d'oxygène à 100 % et mesurer le temps nécessaire pour que chaque animal pose ses quatre pattes au sol.

Le réflexe d'écriture est considéré comme intact lorsque l'animal parvient à poser les quatre pattes au sol trois fois consécutivement. Ici, le réflexe d'écriture a été testé une semaine après l'injection d'acide i botanique dans le noyau préoptique latéroventral. Une lésion de cette région cérébrale était censée diminuer la sensibilité anesthésique.

Cependant, aucune différence significative concernant la sensibilité progressive aux anesthésiques n’a été observée, ni pour l’induction ni pour le réveil. Dans cet exemple, le test du temps de réveil a été effectué immédiatement après une microinjection bilatérale d’acide I botanique. Lorsqu’il a été injecté dans le VLPO, un état d’hypnose nettement prolongé a été observé par rapport aux injections réalisées dans le septum médian voisin et aux témoins injectés avec le véhicule.

Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment évaluer la sensibilité anesthésique à l’aide du test d’induction progressive ou du test de temps de réveil, tout en veillant à ce que chaque animal soit exposé à des débits de gaz et à des températures identiques.