Name: Une méthode pour électrochimique systématique et lévaluation électrophysiologique des neurones électrodes denregistrement (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-03-03T22:15:00.000+00:00
Duration: 9 min 27 s
Description: Découvrez une méthode d'évaluation électrochimique et électrophysiologique d'électrodes d'enregistrement neuronales modifiées par des polymères conducteurs organiques chez le rat. Cette approche systématique guide le développement d'implants neuronaux améliorés.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs reconnaissent le soutien de l&#39;Australian Research Council à travers le Centre d&#39;excellence pour Electromaterials science.

Le protocole a été approuvé par l&#39;Université La Trobe (09-28P) et de l&#39;Université RMIT comités d&#39;éthique des animaux (1315). Une. Préparation de l&#39;électrode et les tests préliminaires in vitro <ol><li> Préparer des solutions de dépôt de revêtement de l&#39;électrode, par exemple 10 mM de 3,4-éthylènedioxythiophène (EDOT) et de sodium 0,1 M para-toluène sulfonate (Na 2 pts) pour former le poly-3 ,4-éthylènedioxythiophène-PTS (PEDOT-pts). </li><li> Connectez le réseau d&#39;électrodes à un potentiostat. </li><li> Placez délicatement le réseau d&#39;électrodes dans la solution de dépôt et serrer en place. </li><li> Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans une solution de dépôt, et se connecter à un potentiostat. </li><li> En utilisant le potentiostat, des revêtements de dépôt sur les électrodes souhaités. Les conditions de dépôt (potentiel, courant et de temps) sera variable en fonction de revêtements désirés. Pour les revêtements PEDOT-pts, un pote appliquéential de 1 V à 15, 30, 45, ou 60 sec a été utilisé. Quatre électrodes sur le réseau doivent être revêtus avec le revêtement en quinconce (Figure 1). </li><li> Enlever la matrice d&#39;électrodes à partir de la solution de dépôt et rincer doucement avec de l&#39;eau désionisée. </li><li> Répétez la procédure de revêtement avec d&#39;autres matériaux comme souhaité. </li><li> Préparer une solution d&#39;essai in vitro (phosphate di-sodique 0,3 M (Na 2 HPO 4) dans de l&#39;eau désionisée). </li><li> Connectez le réseau d&#39;électrodes à un potentiostat. </li><li> Placez délicatement le réseau d&#39;électrodes dans la solution d&#39;essai et serrer en place. </li><li> Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans la solution d&#39;essai et de se connecter à un potentiostat. </li><li> Utilisation du potentiostat, effectuer séquentielle spectroscopie d&#39;impédance électrochimique (EIS) (potentiel offset 0 V, amplitude 10 mV, la gamme de fréquence 10-100,000 Hz) et voltamétrie cyclique (1 cycle, plage de potentiel 00,8 à -0,8 V, la vitesse de balayage de 100 mV / s) sur toutes les électrodes. Électrodes non testés sont maintenus au potentiel de circuit ouvert et un temps calme de 1 sec est utilisé entre chaque test. Les 32 électrodes sont en contact avec la solution de la session de test complet de 1 h. </li><li> Enlever la matrice d&#39;électrodes à partir de la solution d&#39;essai et rincer doucement avec de l&#39;eau désionisée. </li><li> Exécuter toutes autres analyses souhaitées telles que la microscopie optique. </li><li> sondes dans un contenant protecteur sec pour éviter les dommages et la dégradation de la surface des électrodes. </li></ol> 2. Electrode Implantation <ol><li> Peser le rat. </li><li> Injecter uréthane (20% p / v dans de l&#39;eau distillée, 1,3 g / kg ip) pour l&#39;anesthésie sans récupération. </li><li> Assurer début anesthésie en testant un réflexe de retrait orteil de pincement. Si l&#39;anesthésie est insuffisante, des doses supplémentaires d&#39;uréthane doivent être administrées (0,3 g / kg ip). </li><li> Appliquer du lubrifiant de l&#39;oeil, et puis raser la tête de l&#39;uniMAL. </li><li> Placez l&#39;animal dans la position couchée sur une plaque homéothermes et insérer une sonde rectale (37,5 ° C). </li><li> Placez une barre de l&#39;oreille dans la position finale d&#39;environ prévu dans le cadre stéréotaxique, puis ajuster l&#39;animal pour positionner la barre de l&#39;oreille dans le conduit auditif externe. </li><li> Aligner la deuxième barre de l&#39;oreille dans le méat acoustique externe controlatéral. Déplacer l&#39;animal dans les barres d&#39;oreilles pour s&#39;aligner avec le porte-dent. </li><li> En utilisant des pinces rat-dents, ouvrir la mâchoire de l&#39;animal, accrocher les incisives supérieures sur le support de la dent et serrer le nez en place. </li><li> Créer une incision dans la peau de la tête, à environ 1 mm vers la droite de la ligne médiane et de 10 mm à 10 mm rostrale caudale du lambda. </li><li> Rétracter la peau et le muscle latéral de l&#39;incision pour exposer le pariétal et interpariétales Grâce à la solution de peroxyde d&#39;hydrogène à 20% et un tampon de gaze, nettoyer la surface de l&#39;os exposé. </li><li> Percez un trou d&#39;environ3 mm 2 dans l&#39;os interparietal aussi près lambda et la ligne médiane que possible et retirer le bouchon de l&#39;os. En utilisant une solution saline stérile, rincer le trou pour enlever la poussière d&#39;os ou de fragments qui peuvent endommager l&#39;électrode. </li><li> Avec des ciseaux émoussés-franc, disséquer en dessous de la peau du cou et de créer une cavité. Enrouler un fil Ag / AgCl dans du coton, le saturer avec une solution saline, puis insérer l&#39;électrode de référence dans la cavité. </li><li> Faire une incision dans la dure-mère dans le plan sagittal en utilisant la pointe d&#39;une aiguille. </li><li> Attacher l&#39;ensemble d&#39;électrodes à l&#39;électrode de manipulateur et d&#39;ajuster sa position au-dessus de l&#39;ouverture avec un angle de rostro-caudal 19 °. Insérer manuellement l&#39;électrode environ 2 mm dans le cerveau vers le colliculus inférieur. </li><li> Fixez le haut-parleur de la barre creuse gauche de l&#39;oreille. </li><li> Assurer l&#39;amplificateur est sous tension. Puis vérifier l&#39;anesthésie de l&#39;animal avant de sceller la chambre d&#39;enregistrement. </li></ol> 3.Dans les essais in vivo <ol><li> Fournir des salves de bruit blanc, (bruit distribution gaussienne, 1-44 kHz, 10 ms temps de montée-descente) et de surveiller l&#39;activité sur chaque électrode. La vitesse maximale à laquelle éclate devrait être livré est une salve toutes les 200 ms. </li><li> Utilisation du microdrive motorisé, insérez doucement le réseau d&#39;électrodes que l&#39;activité acoustique entraînée est enregistré sur les trois électrodes plus distale de chaque tige (le nombre et la position de l&#39;activité d&#39;enregistrement des électrodes peuvent varier avec le placement de l&#39;électrode ou de la conception de l&#39;électrode). </li><li> Effectuer le protocole de stimulation acoustique par 300 répétitions de 50 ms rafales de bruit blanc (bruit distribution gaussienne, 1-44 kHz, 10 ms temps de montée-descente) avec un taux de répétition de 1 sec à 70 dB, et enregistrer l&#39;activité à plusieurs unités à chaque électrode ( 24,4 kHz taux d&#39;échantillonnage). </li><li> Insérez délicatement le réseau d&#39;électrodes autre 200 μ m dans le IC à positionner chaque électrode à peu près la même position que l&#39;électrode plus distale de ee position initiale d&#39;enregistrement. </li><li> Répétez la stimulation acoustique et le protocole d&#39;enregistrement de neurones. </li><li> Continuer l&#39;insertion du réseau d&#39;électrodes dans 200 μ m et l&#39;exécution des étapes de la stimulation acoustique et un protocole d&#39;enregistrement de neurones jusqu&#39;à ce que toutes les électrodes ont enregistré l&#39;activité acoustique entraînée à partir d&#39;au moins trois positions (typiquement 8 à 12 positions d&#39;électrodes en tout). </li><li> Rétracter l&#39;ensemble d&#39;électrodes dans 200 μ m et de poursuivre l&#39;exécution des étapes de la stimulation acoustique et un protocole d&#39;enregistrement de neurones jusqu&#39;à ce que la position initiale de l&#39;ensemble d&#39;électrodes est réalisé. </li><li> Rétracter délicatement le réseau d&#39;électrodes manuellement. </li><li> Injecter un surdosage de pentobarbital de sodium (Lethobarb; 200 mg / kg ip) pour euthanasier l&#39;animal. </li><li> Rincer délicatement le réseau d&#39;électrodes à l&#39;eau distillée. Puis sondes de magasins dans un conteneur de protection sec pour prévenir les dommages et la dégradation de la surface des électrodes. </li></ol> 4. Post-implantation en vitTest ro <ol><li> Rincer délicatement le réseau d&#39;électrodes avec de l&#39;eau distillée pour éliminer toute contamination. </li><li> Connectez le réseau d&#39;électrodes à un potentiostat. </li><li> Placez délicatement le réseau d&#39;électrodes dans la solution d&#39;essai et serrer en place. </li><li> Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans la solution d&#39;essai et de se connecter au potentiostat. </li><li> Utilisation du potentiostat, effectuer séquentielle spectroscopie d&#39;impédance électrochimique (EIS) (potentiel offset 0 V, amplitude 10 mV, la gamme de fréquence 10-100,000 Hz) et voltamétrie cyclique (1 cycle, portée potentielle de 0,8 à -0,8 V, la vitesse de balayage de 100 mV / s ) sur toutes les électrodes. Électrodes non testés sont maintenus au potentiel de circuit ouvert et un temps calme de 1 sec est utilisé entre chaque test. Les 32 électrodes sont en contact avec la solution de la session de test complet de 1 h. </li><li> Enlever la matrice d&#39;électrodes à partir de la solution d&#39;essai et rincer doucement avec de l&#39;eau désionisée. </li><li> Placer le réseau d&#39;électrodes dans une solution de nettoyage enzymatique pendant 24 heures. </li><li> Enlever la matrice d&#39;électrodes à partir de la solution et rincer avec de l&#39;eau distillée. </li><li> Connectez le réseau d&#39;électrodes à un potentiostat. </li><li> Placez délicatement le réseau d&#39;électrodes dans la solution d&#39;essai et serrer en place. </li><li> Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans la solution d&#39;essai et de se connecter au potentiostat. </li><li> Utilisation du potentiostat, effectuer séquentielle spectroscopie d&#39;impédance électrochimique (EIS) (potentiel offset 0 V, amplitude 10 mV, la gamme de fréquence 10-100,000 Hz) et voltamétrie cyclique (1 cycle, portée potentielle de 0,8 à -0,8 V, la vitesse de balayage de 100 mV / s ) sur toutes les électrodes. Électrodes non testés sont maintenus au potentiel de circuit ouvert et un temps calme de 1 sec est utilisé entre chaque test. Les 32 électrodes sont en contact avec la solution de la session de test complet de 1 h. </li><li> Enlever la matrice d&#39;électrodes à partir de la solution d&#39;essai etrincer délicatement avec de l&#39;eau déminéralisée. </li><li> sondes dans un contenant protecteur sec pour éviter les dommages et la dégradation de la surface des électrodes. </li></ol>

<ol><li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Biomed.+Eng%22%5BJournal%5D)">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li>
<li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus%3A+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li>
<li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+Brain+Stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li>
<li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Med.+Assoc%22%5BJournal%5D)">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li>
<li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li>
<li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implanted+neural+electrodes+cause+chronic%2C+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li>
<li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Rehab.+Eng%22%5BJournal%5D)">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li>
<li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li>
<li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li>
<li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li>
<li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBard%2C+AJ+%22Electrochemical+Methods%22">Electrochemical Methods</a>. , Wiley. (2001).</li>
<li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly%283%2C4-ethylenedioxythiophene%29+%28PEDOT%29+film%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li>
</ol>

Ce protocole fournit une méthode de comparaison de neurones revêtements d&#39;électrode d&#39;enregistrement à l&#39;intérieur d&#39;un animal. La conception de l&#39;électrode utilisée est idéal pour l&#39;implantation dans un rat colliculus inférieur (IC), avec des dimensions de même ordre de grandeur. Des variantes de cette électrode tels que plus d&#39;espace entre tiges empêcheraient tous les tiges étant chez le rat IC en même temps, alors que plus des tiges et un pas plus grand entre les électrodes augmentent le r...

Implants neuronaux sont utilisés de plus en plus pour la recherche, le contrôle des prothèses et le traitement des troubles tels que la maladie de Parkinson, l&#39;épilepsie et perte sensorielle 1,2. Mesurer et / ou contrôler à la fois la composition électrique du cerveau chimique et constitue la base de tous les implants neuronaux. Cependant, il est important d&#39;administrer un traitement uniquement lorsque le tissu neural est dans l&#39;état anormal pour réduire les effets secondaires 3. Par exemple, les stimulateurs cérébraux profonds pour traitement de l&#39;épilepsie ne devraient s&#39;appliquer qu&#39;à une impulsion électrique au cerveau pendant une crise. Certains effets secondaires peuvent être dystonie, perte de mémoire, désorientation, altération des fonctions cognitives, hallucinations induites, la dépression ou anti-dépression 3,4. Dans de nombreux dispositifs, un système en boucle fermée est donc nécessaire d&#39;enregistrer l&#39;activité électrique et de déclencher une stimulation quand un état anormal est détecté. Électrodes d&#39;enregistrement sont également utilisés pour contrôler prodispositifs Sthetic. Il est essentiel d&#39;enregistrer l&#39;activité neuronale cible avec le plus haut rapport signal-sur-bruit pour réaliser le déclenchement le plus précis et le contrôle de l&#39;appareil. Un grand rapport signal sur bruit est également très souhaitable pour des applications de recherche, que des données plus fiables peuvent être obtenus, ce qui entraîne moins de sujets de test requises. Cela permettra également une meilleure compréhension des mécanismes et des voies de signalisation impliquées dans la stimulation et l&#39;enregistrement de neurones. Après un implant neural a été placé dans le cerveau, une réponse immunitaire est déclenchée 5,6. L&#39;évolution dans le temps de la réaction est généralement divisé en phases aiguë et chronique, chacun étant constitué de différents processus biologiques 7. La réponse immunitaire peut avoir des effets dramatiques sur la performance de l&#39;implant, telles que l&#39;isolement des électrodes à partir des neurones cibles par encapsulation dans une cicatrice gliale ou de la dégradation chimique des matériaux d&#39;implant 8.Cela peut réduire le rapport signal-sur-bruit d&#39;une électrode d&#39;enregistrement et de la puissance de sortie d&#39;une électrode de stimulation, et le plomb à l&#39;électrode 9 défaillance. Un choix judicieux de la conception et des matériaux implant sont nécessaires pour prévenir l&#39;échec sur la durée de vie de l&#39;implant. Beaucoup différents matériaux et modèles d&#39;implants ont été développés récemment pour améliorer le rapport signal-sur-bruit et la stabilité de l&#39;implant pour l&#39;enregistrement de neurones. matériaux d&#39;électrode ont inclus le platine, l&#39;iridium, le tungstène, l&#39;oxyde d&#39;iridium, l&#39;oxyde de tantale, de graphène, nanotubes de carbone, les polymères conducteurs dopés, et plus récemment, des hydrogels. matériaux de substrats testés comprend également du silicium, de l&#39;oxyde de silicium, nitrure de silicium, la soie, le téflon, un polyimide, et de silicone. Diverses modifications d&#39;électrodes ont également été étudiés, en utilisant des revêtements tels que la laminine, les neurotrophines, ou monocouches et des traitements auto-assemblées à l&#39;aide électrochimique, le plasma et des techniques optiques. Conception de l&#39;implants peut être de 1 -, 2 - ou 3-dimensionnelle avec les électrodes généralement à l&#39;extrémité d&#39;une sonde ou d&#39;isolant le long du bord d&#39;une tige pour pénétrer dans les électrodes ou dans un tableau à 2 dimensions de cortex implants de surface. Indépendamment de la conception ou de matériau électrode, la littérature antérieure a généralement démontré la performance du nouvel implant sans référence à d&#39;autres constructions d&#39;implants. Cela empêche une évaluation systématique de leurs propriétés. Ce protocole fournit un procédé pour la comparaison de différents matériaux d&#39;électrode par l&#39;intermédiaire d&#39;une gamme de techniques analytiques et électrophysiologiques. Il est basé sur un article récemment publié qui compare 4 dopé différente conduite revêtements de polymère (de polypyrrole (Ppy) et le poly-3 ,4-éthylènedioxythiophène (PEDOT) dopé avec du sulfate (SO 4) ou para-toluène sulfonate (PTS)) et 4 revêtement différentes épaisseurs 10. Cet article a trouvé un matériau, PEDOT-pts avec un temps de dépôt de 45 sec,eu le rapport le plus élevé et le pic comptage signal-sur-bruit avec le bruit de fond le plus petit et que ces paramètres étaient dépendants de l&#39;impédance d&#39;électrode. PEDOT-PTS également affiché biostabilité aigu supérieur comparé aux autres polymères dopées conductrice et les électrodes d&#39;iridium nues. Le protocole permet aux paramètres critiques commander le rapport et la stabilité de signal-sur-bruit doit être déterminée et utilisée pour améliorer encore les performances d&#39;électrodes d&#39;enregistrement neural.

<table><tbody><tr><td>Atténuateur programmable</td><td>TDT</td><td>PA5</td><td>Contrôle l’amplitude du signal acoustique à travers les fréquences</td></tr><tr><td>Haut-parleur électrostatique</td><td>TDT</td><td>ED1</td><td>Pilote les haut-parleurs électrostatiques (EC1)</td></tr><tr><td>Haut-parleur électrostatique couplé</td><td>TDT</td><td>EC1</td><td>Fournit le son à l’animal</td></tr><tr><td>Station de base de traitement</td><td>TDT</td><td>RZ2</td><td>Enregistre l’activité neuronale du réseau d’électrodes (à l’aide du préamplificateur PZ2)</td></tr><tr><td>Préamplificateur</td><td>TDT</td><td>PZ2-256</td><td>Préamplificateur à haute impédance 256 canaux</td></tr><tr><td>Processeur multifonction</td><td>TDT</td><td>RX6</td><td>Utilisé pour générer des stimuli acoustiques</td></tr><tr><td>Électrode multicanal</td><td>NeuroNexus Technologies</td><td>A4 &times ; 8&ndash ; 5mm-200-200-413</td><td>Réseau d’électrodes 32 canaux à 4 dents</td></tr><tr><td>Potentiostat</td><td>CH Instruments</td><td>CHI660B</td><td>Dépose des revêtements d’électrodes et effectue la voltampérométrie cyclique et l’EIS (utilisé avec CHI684)</td></tr><tr><td>Multiplexeur</td><td>CH Instruments</td><td>CHI684</td><td>Commutateurs entre électrodes sur le potentiostat</td></tr><tr><td>Phosphate disodique</td><td>Fluka</td><td>71644</td><td>Utilisé dans la solution d’essai</td></tr><tr><td>3,4- Éthylènedioxythiophène (EDOT)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>483028</td><td>Un matériau de revêtement d’électrode</td></tr><tr><td>para-toluène sulfonate (Na2pTS)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>152536</td><td>Un matériau de revêtement d’électrode</td></tr><tr><td>Uréthane</td><td>Sigma Aldrich</td><td>U2500</td><td>Utilisé pour anesthésier l’animal</td></tr><tr><td>Électrode d’argent/chlorure d’argent</td><td>CH Instruments</td><td>CHI111</td><td>Utilisé pour tester l’électrode in vitro</td></tr><tr><td>Électrode en platine</td><td>CH Instruments</td><td>MW4130</td><td>Utilisé pour tester l’électrode in vitro</td></tr><tr><td>Motorized microdrive</td><td>Sutter Instruments</td><td>DR1000</td><td>Pour contrôler la position du réseau d’électrodes pendant l’opération</td></tr><tr><td>Nettoyeur enzymatique</td><td>Advanced Medical Optics</td><td>Ultrazyme</td><td>Nettoie la protéine du réseau d’électrodes après l’implantation</td></tr><tr><td>Enceinte acoustique</td><td>TMC Ametek</td><td>83-501</td><td>Isole l’animal des bruits acoustiques et électriques</td></tr><tr><td>Cadre stéréotaxique</td><td>David Kopf Instruments</td><td>1430</td><td>Sécurise et positionne l’animal</td></tr><tr><td>Régulateur de température</td><td>World Precision Instruments</td><td>ATC1000</td><td>Contrôle la température de l’animal</td></tr><tr><td>Foret à os</td><td>KaVo Dental</td><td>K5Plus</td><td>Utilisé pour effectuer la craniectomie</td></tr><tr><td>Aspirateur</td><td>Flaem</td><td>Suction pro</td><td>Utilisé pour effectuer la craniectomie</td></tr></tbody></table>

une méthode pour électrochimique systématique et l&#39;évaluation électrophysiologique des neurones électrodes d&#39;enregistrement

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Les nouveaux matériaux et designs pour les implants neuronaux sont généralement testés séparément, avec une démonstration de performance, mais sans référence à d&#39;autres caractéristiques des implants. Ceci s&#39;oppose à une sélection rationnelle d&#39;un implant particulier comme optimale pour une application particulière et le développement de nouveaux matériaux à base de paramètres de performance les plus critiques. Cet article développe un protocole pour in vitro et in vivo de dépistage d&#39;électrodes d&#39;enregistrement neural. Paramètres recommandés pour le test électrochimique et électrophysiologique sont documentés avec les étapes clés et les problèmes potentiels évoqués. Cette méthode élimine ou réduit l&#39;incidence de nombreuses erreurs systématiques présentes dans plus simples vivo dans des paradigmes de test, en particulier les variations de la distance électrode / de neurones et entre les modèles animaux. Il en résulte une forte corrélation entre la critique in vitro et in vivo des réponses, telles que l&#39;impédance et sirapport gnal sur bruit. Ce protocole peut être facilement adapté pour tester d&#39;autres matériaux d&#39;électrode et des dessins. Les techniques in vitro peuvent être étendus à toute autre méthode non destructive pour déterminer les indicateurs de performance encore importants. Les principes retenus pour l&#39;approche chirurgicale dans la voie auditive peuvent également être modifiés à d&#39;autres régions ou de tissus neuronaux.

Un réseau typique d&#39;électrode utilisé pour ce protocole expérimental est représenté sur la figure 1. Il ya 32 électrodes en iridium sur 4 tiges avec 413 μ m 2 de surface géométrique nominale et un μ m hauteur 200. Chaque seconde électrode sur la matrice a été revêtue d&#39;un des quatre revêtements d&#39;électrodes différents, marqués 1 à 4. Les matériaux de revêtement ont été soigneusement choisis pour leurs propriétés chimiques, mécaniques et électrochimiques. Comme me...

Différents revêtements d&#39;électrodes affectent les performances d&#39;enregistrement de neurones par des changements aux propriétés électrochimiques, chimiques et mécaniques. Comparaison des électrodes in vitro est relativement simple, mais la comparaison de la réponse in vivo est généralement compliquée par les variations de la distance électrode / des neurones et entre les animaux. Cet article fournit une méthode robuste de comparer les électrodes d&#39;enregistrement de neurones.

Une méthode pour électrochimique systématique et l&#39;évaluation électrophysiologique des neurones électrodes d&#39;enregistrement

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

L'objectif général de cette procédure est de déterminer de manière fiable l'électrode la mieux adaptée pour l'enregistrement neuronal aigu. Cela est réalisé en modifiant d'abord des électrodes nues, dans ce cas par dépôt de polymères conducteurs organiques. La deuxième étape consiste à tester les propriétés des revêtements in vitro.Ensuite, les électrodes sont placées dans un modèle animal de rat pour l'enregistrement neuronal aigu. La dernière étape consiste à tester à nouveau les électrodes in vitro afin d'évaluer leur stabilité biologique. En définitive, une comparaison de différentes électrodes à l'aide d'une gamme de techniques analytiques, incluant l'électrophysiologie et l'électrochimie, est utilisée pour déterminer les propriétés chimiques et physiques clés des implants neuronaux.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le développement de nouvelles interfaces cerveau-machine, comme quelles sont les propriétés clés des électrodes pouvant améliorer le rapport signal sur bruit et la stabilité bio-ino. Sime et Morgan m'assisteront dans cette procédure. Commencez cette procédure en anesthésiant un rat par injection intrapéritonéale d'uréthane.Vérifiez le dé

a-method-for-systematic-electrochemical-electrophysiological

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Une question fondamentale dans notre compréhension des circuits corticaux est de savoir comment les réseaux dans différentes couches corticales codent l'information sensorielle. Ici, nous décrivons des techniques électrophysiologiques utilisant des électrodes laminaires multi-contact pour enregistrer une seule des unités et des potentiels de champ local et des analyses actuelles afin d'identifier les couches corticales.

L&#39;examen de transformation réseau local en utilisant l&#39;enregistrement multi-contact d&#39;électrode laminaire

L'interface électrode-tissu d'électrodes d'enregistrement de neurones peut être caractérisée par spectroscopie d'impédance électrique (SIE) et la voltamétrie cyclique (CV). Application de la capacité d'enregistrement des changements de tension de polarisation des propriétés électrochimiques de l'interface électrode-tissu et peut améliorer. Tension de polarisation, EIS, CV, et des enregistrements de neurones sont complémentaires.

Tension de polarisation, voltampérométrie cyclique, et la spectroscopie d&#39;impédance électrique pour des interfaces neuronales

La vidéo montre comment utiliser un réseau de microélectrodes (MEA) pour enregistrer l’activité électrophysiologique des neurones dérivés de cellules souches pluripotentes induites humaines (hiPSC). L’activité électrophysiologique d’un MEA multipuits contenant une co-culture neurone-astrocytes est enregistrée pour détecter les potentiels d’action de plusieurs neurones du réseau, confirmant ainsi la différenciation réussie des hiPSC en neurones.

Mesure de l’activité électrophysiologique des réseaux neuronaux à l’aide de réseaux de micro-électrodes

Cette vidéo présente un protocole d’implantation d’électrocorticographiques dans le cortex cérébral de la souris afin d’enregistrer des signaux électriques en réponse à des virus adéno-associés qui ciblent et manipulent l’expression de la cofiline.

Implantation d’électrodes dans le cortex d’une souris pour des enregistrements électrocorticographiques

Cette vidéo montre une technique d’implantation d’un ensemble d’électrodes dans le cerveau d’une souris. L’ensemble contient des électrodes bipolaires pour enregistrer l’activité de l’hippocampe et une électrode de référence pour obtenir l’activité de base du cervelet. Une souris anesthésiée est placée sur un cadre stéréotaxique et l’ensemble d’électrodes est implanté dans la région cérébrale cible. L’animal est ensuite laissé récupérer avant d’effectuer un enregistrement électrophysiologique.

Implantation d’un ensemble d’électrodes dans un cerveau de souris pour l’enregistrement électrophysiologique

Cette vidéo montre le processus d’enregistrement de l’activité neuronale corticale et sous-corticale à l’aide d’électroencéphalographies (EEG) et d’électrodes de stimulation cérébrale profonde (DBS) lors d’un test de stimulation visuelle basé sur l’attention.

Enregistrement de l’activité neuronale corticale et sous-corticale à l’aide de systèmes d’électrodes

Cette procédure effectue de longue durée des enregistrements intracellulaires in vivo de neurones isolés au cours des états cérébraux physiologiquement pertinents et après l' abolition complète des activités électriques en cours, ce qui entraîne un état ​​du cerveau isoélectrique. Les constantes physiologiques de l'animal sont soigneusement surveillés pendant la transition vers l'état comateux artificiel.

Induction d&#39;un Etat isoélectrique cerveau chargé d&#39;enquêter sur l&#39;impact de l&#39;activité sur Endogène Synaptic Neuronal excitabilité<em&gt; In Vivo</em

Nous présentons un protocole pour cultiver des explants primaires de neurones murins du ganglion spiralé sur des réseaux multi-électrodes afin d’étudier les profils de réponse neuronale et d’optimiser les paramètres de stimulation. Ces études visent à améliorer l’interface neurone-électrode des implants cochléaires au profit de l’audition des patients ainsi que de la consommation d’énergie du dispositif.

Spiral Ganglion Neuron Explantation Culture et électrophysiologie sur multi-électrodes Arrays

Dans cette étude, la méthodologie est présentée sur la façon d'effectuer des enregistrements électrophysiologiques in vivo multi-sites à partir de la voie hyperdirect sous anesthésie uréthane.

Aigu<em&gt; In vivo</em&gt; Enregistrements électrophysiologiques des potentiels de terrain locaux et activité multi-unités à partir de la voie hyperdirect dans les rats anesthésiés

Notre objectif était de fournir un guide mis à jour et facile à suivre sur la fabrication et les tests d’électrodes d’électromyographie épimysiale. À cette fin, nous fournissons des instructions pour l’approvisionnement en matériaux et une présentation détaillée du processus de fabrication et de test.

Développement d’une électrode d’électromyographie épimysiale à faible coût : un flux de travail simplifié pour la fabrication et les tests

Nous avons développé une approche simplifiée et rentable pour la fabrication d’électrodes et avons effectué des enregistrements de signaux dans plusieurs régions chez des souris se déplaçant librement. L’utilisation de l’optogénétique, associée à l’électrophysiologie multirégion et à l’enregistrement du signal calcique, a permis de révéler les activités neuronales dans toutes les régions du modèle d’allumage des crises.

Une méthode intégrée pour la fabrication d’optrodes électrophysiologiques flexibles et pratiques pour l’enregistrement in vivo multi-régions

Découvrez une méthode d'évaluation électrochimique et électrophysiologique d'électrodes d'enregistrement neuronales modifiées par des polymères conducteurs organiques chez le rat. Cette approche systématique guide le développement d'implants neuronaux améliorés.

Une méthode pour électrochimique systématique et l'évaluation électrophysiologique des neurones électrodes d'enregistrement

Explorer plus de vidéos