Name: Collecte et analyse des Arabidopsis Phloème exsudats Utilisation de la méthode EDTA-animé (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-10-23T19:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: Découvrez la collecte de sève de phloème chez Arabidopsis par la méthode EDTA pour analyser métabolites, protéines et ARN. Cette technique révèle les mécanismes de signalisation et de transport chez les plantes.

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Ce travail a été soutenu par la Science Foundation NSF-IOS subvention nationale # 1144391 de SHB.

1. Préparation des plantes <ol><li> Graines d&#39;Arabidopsis peuvent être mises à germer directement sur ​​le sol ou sur des plaques de SEP. Cultiver les plantes pour quatre à six semaines dans des chambres de croissance avec une photopériode de 12 heures (22 ° C le jour, 15 ° C la nuit 14). Arrosez les plantes une à deux fois par semaine. Utilisez le tiroir du bas pour l&#39;arrosage, ne pas les plantes aquatiques à partir du haut; permettent aux plateaux sécher avant de re-arrosage. Assurez-vous que les plantes sont bien hydratés au moment de la récolte. </li></ol> 2. Préparation des solutions et plats <ol><li> Solution 2-EDTA K: Faire une solution 100 mM K 2-EDTA solution actions, qui peut être conservé au réfrigérateur. Le jour de la collecte, diluer la solution à un à cinq (une solution EDTA partie, quatre parties d&#39;eau) pour obtenir une solution 20 mM de 2-EDTA K. </li><li> Remplir un verre ou une boîte de Pétri (diamètre 7-15 cm) à mi-chemin avec le 20 mm solution 2-EDTA K. Si la collecte d&#39;échantillons de différents traitements (par explantes sel de stress ou de différents génotypes ample contrôle et), préparent des plats séparés pour chaque traitement. </li><li> Remplissez nombre désiré de 1,7 tubes de réaction ml à 1,4 ml de solution à 20 mM K 2-EDTA. Remplir un nombre égal de tubes de réaction avec 1,4 ml d&#39;eau désionisée ou autoclavés Millipore. </li><li> Mettez des serviettes en papier sur le banc de mettre des plantes sur; obtenir une lame de rasoir neuve et mettre des gants. </li></ol> 3. Collection de phloème exsudats (représentée dans le diagramme de la figure 1) <ol><li> Rosette de récolte feuilles de quatre à six semaines d&#39;âge plantes en les coupant avec la lame de rasoir à la base du pétiole à proximité du centre de la rosette. </li><li> Immédiatement placer les feuilles dans les boîtes contenant 20 mM K 2-EDTA. Assurez-vous que la fin de la coupe du pétiole est immergée dans la solution (Figure 2). </li><li> Une fois 15 feuilles ont été collectés (environ trois à quatre plantes), empiler les feuilles délicatement sur le dessus de l&#39;autre de telle tpétioles le chapeau de coupe sont alignés les uns avec les autres. Retailler la base des pétioles (environ 1 mm) et de transférer immédiatement les feuilles dans l&#39;un des tubes de réaction avec la solution de 20 mM de K-EDTA 2. Les feuilles correspondent plus facile si elles sont légèrement retroussées. Éviter de serrer les feuilles en ce qui risque de causer des blessures des cellules et, par conséquent, conduit à la collecte du contenu des cellules de la feuille. </li><li> Si plus de matériel est nécessaire, couvrir soigneusement les échantillons avec une serviette en papier humide. Utilisez une nouvelle série de plats si pour la collecte des échantillons de différents traitements ou des génotypes. </li><li> Une fois que tous les échantillons sont placés dans des tubes de réaction, de recueillir les exsudats soit dans l&#39;obscurité ou à la lumière. </li><li> Pour la collecte dans l&#39;obscurité, la ligne-de-chaussée d&#39;un grand plat peu profond avec des serviettes en papier humide. Placer la grille avec les tubes de réaction feuilles remplies dans le plat et couvrir soit avec du papier absorbant humide ou le mettre dans un dos en plastique noir avec des fentes pour l&#39;aération. Placez l&#39;ensemble du montage dans une armoire ou une pièce sombre. </li><li> Pour la collecte, à la lumière, tapisser le fond d&#39;un récipient en plexiglas transparent avec des serviettes en papier humide. Placer la grille avec les tubes de réaction remplis de feuilles dans le bac et fermez-le. </li><li> Après 1 heure, enlever les feuilles doucement à partir du conteneur et des tubes de réaction et laver abondamment avec de l&#39;eau distillée, déminéralisée ou Millipore pour enlever toute EDTA. Cette étape sert trois objectifs: (1) il élimine le EDTA à minimiser les dommages aux cellules, (2) il élimine l&#39;interférence de l&#39;EDTA avec SDS-PAGE et la chromatographie, et (3) supprime tous les composés qui se sont accumulés depuis cut / endommagé cellules. Transférer immédiatement dans les tubes de réaction préparés contenant de l&#39;eau autoclave et revenir aux conteneurs de collecte humidifiés pour la collecte des exsudats. À ce stade, ajouter inhibiteur de RNase si l&#39;exsudat doit être utilisé pour l&#39;extraction d&#39;ARN. En option: inhibiteur de protéinase peut être ajouté si l&#39;analyse des protéines est souhaitée. </li><li> Après le temps de collecte destiné, sortez et DISCAe les feuilles et geler les exsudats de phloème dans N2 liquide pour une utilisation ultérieure. Si un stockage prolongé est nécessaire, lyophiliser les échantillons et les conserver à -80 ° C. </li><li> Dans le cas d&#39;Arabidopsis, métabolites peuvent déjà être détectés après la collecte des exsudats pendant 1 heure. Toutefois, la collecte de 5-8 heures est conseillé si l&#39;analyse des composants moins abondantes sont prévues. Pour les grandes installations, comme Perilla, les délais de recouvrement plus longs (8 h) sont recommandés. Exsudat recueilli à partir de 15 feuilles est généralement suffisant pour une voie sur un gel SDS-PAGE (protéines), pour l&#39;extraction de l&#39;ARNm, GC-MS (sucres et de métabolites). Pour l&#39;analyse des lipides la mise en commun de 2-3 échantillons (exsudat de 30 à 45 feuilles) est recommandée et conduit à des résultats plus clairs. </li></ol> 4. Une analyse ultérieure (pour la vidéo Nous n&#39;indiquons que les 4.4) <ol><li> Pour l&#39;analyse des protéines, échantillon remettre en suspension dans 15 pi d&#39;eau et de tampon Lämmli 30 ul, de la chaleur à 95 ° C pendant 5 min, rapidement Isoler tout precipitates et charger ensemble de l&#39;échantillon sur un gel SDS-PAGE (45 poches de chargement pi). Les échantillons doivent être colorées avec Coomassie colloïdal ou d&#39;autres taches sensibles depuis abondance de protéines est très faible. </li><li> Pour le sucre et les petits analyse des métabolites, ajouter des agents de dérivation de l&#39;échantillon séché comme décrit dans la littérature 14. </li><li> ARNm peut être analysée par RT-PCR, puces à ADN ou l&#39;analyse d&#39;ARN-Seq. </li><li> Pour l&#39;analyse des lipides piscine immédiatement deux à trois échantillons et cloisons contre chloroforme: methanol (1:1) dans la hotte comme suit: ajouter une quantité égale de chloroforme et de methanol à chaque échantillon, vortex pendant quelques secondes, et centrifuger pendant 4 min à 400 x g. Recueillir la phase inférieure (organique) dans un tube en verre avec bouchon en téflon et la partition de répétition de la phase supérieure de plus de trois fois. Sécher les phases organiques réunies sous un courant de N 2 et de soumettre à une analyse (chromatographie sur couche mince: TLC 14, 37; liquide spectrométrie de masse à: LC-MS 14). </li></ol>

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<li>Yoo, B. C., Kragler, F., Varkonyi-Gasic, E., Haywood, V., Archer-Evans, S., Lee, Y. M., Lough, T. J., Lucas, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systemic+small+RNA+signaling+system+in+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">A systemic small RNA signaling system in plants.</a> Plant Cell. 16, 1979-2000 (2004).</li>
<li>Zhang, B., Tolstikov, V., Turnbull, C., Hicks, L. M., Fiehn, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Divergent+metabolome+and+proteome+suggest+functional+independence+of+dual+phloem+transport+systems+in+cucurbits%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS+USA%22%5BJournal%5D)">Divergent metabolome and proteome suggest functional independence of dual phloem transport systems in cucurbits.</a> PNAS USA. 107, 13532-13537 (2010).</li>
<li>Zhang, C., Yu, X., Ayre, B. G., Turgeon, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Origin+and+Composition+of+Cucurbit+%22Phloem%22+Exudate%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">The Origin and Composition of Cucurbit "Phloem" Exudate.</a> Plant Physiology. 158, 1873-1882 (2012).</li>
<li>Zhang, S., Sun, L., Kragler, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Phloem-Delivered+RNA+Pool+Contains+Small+Noncoding+RNAs+and+Interferes+with+Translation%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">The Phloem-Delivered RNA Pool Contains Small Noncoding RNAs and Interferes with Translation.</a> Plant Physiol. 150, 378-387 (2009).</li>
</ol>

Nous n&#39;avons rien à révéler.

La collection EDTA facilité de phloème exsudats est très simple, nécessite un équipement minimal, et est applicable à la plupart des plantes. Dans l&#39;ensemble, cette méthode étend la capacité d&#39;analyser les exsudats phloème de plusieurs espèces. Bien que l&#39;exsudat est dilué, il est facile de recueillir de nombreux échantillons différents ou de plusieurs usines à l&#39;échelle jusqu&#39;à une grande quantité de matériel. Ceci permet alors de détecter de nouveaux composés qui sont en très faible abondance et qui seraient autrement ignorés. Cette méthode peut être utilisée pour de multiples espèces végétales et fonctionne comme décrit pour ceux qui sont mentionnés dans ce manuscrit. Si de nouvelles espèces sont explorées, les deux aspects qui pourraient avoir besoin de modification sont le nombre de feuilles utilisées et le temps de l&#39;exsudation. Dans la plupart des cas, une exsudation de cinq à huit heures doit être adapté. Pour confirmer l&#39;utilisation de cette méthode pour de nouvelles espèces de plantes, l&#39;exsudat doit être collecté et un ou plusieurs de l&#39;analyse ultérieure, comme décrit dans le protocole partie 4 needs à effectuer. Selon l&#39;intensité du signal observé, le volume de collecte peut avoir besoin d&#39;être élargis. En général, les lipides et l&#39;analyse des protéines auront besoin de plus de matériel que l&#39;analyse des sucres et du métabolite depuis les premiers sont moins abondants dans les exsudats phloème. Parce que la collecte de l&#39;exsudat EDTA facilité implique surfaces coupées ainsi que d&#39;un effet potentiellement néfaste de l&#39;EDTA, plusieurs points doivent être pris en compte: (1) après une heure d&#39;incubation avec de l&#39;EDTA, les pétioles doivent être soigneusement lavés. Cela supprime tous les composés obtenus à partir de cellules blessés ainsi que l&#39;EDTA lui-même, ce qui pourrait endommager les cellules ou interférer avec l&#39;extraction. (2) Les contrôles positifs et négatifs doivent être inclus pour s&#39;assurer que les données obtenues proviennent de sève et non à partir de cellules lésées (voir les étapes critiques ci-dessous). (3) sève contient plusieurs enzymes, ce qui pourrait être actif lors de la collecte exsudat. Ainsi, dans certains cas, il peut être utile de recueillir des for différentes quantités de temps. (4) Comme le procédé impliqué exsudation dans l&#39;eau, une quantification absolue des composés n&#39;est pas possible. Les étapes critiques: La clé de la bonne utilisation de cette méthode est l&#39;utilisation de prudence lors de la manipulation de l&#39;échantillon pour ne pas blesser les cellules ainsi que l&#39;utilisation de contrôles appropriés (voir ref 14).. Un contrôle approprié est la collecte des exsudats phloème sans traitement préalable avec EDTA. Dans ce cas, le phloème va se sceller et aucun exsudat peut être collectée. Toutes les composés contaminants provenant des cellules blessés seront détectés ici. Un deuxième contrôle serait l&#39;analyse des sucres dans l&#39;exsudat. Dans Arabidopsis, le saccharose doit être le métabolite prédominant au sein de la sève élaborée, avec du fructose à rapport de saccharose de 01 heures 04-à-01:08 (réf. 8, 14). Pour l&#39;extraction d&#39;ARN de l&#39;utilisation d&#39;un inhibiteur de la RNase est nécessaire. En outre, un contrôle positif précédemment décritesed ARNm phloème localisée (UBC9: ubiquitine enzyme de conjugaison 9, At4g27960, 8, 14) et un contrôle négatif par exemple d&#39;un de l&#39;ARNm du chloroplaste (Rubisco LSU) sont souhaitables. Parce que l&#39;exsudat contient des enzymes actives, une évolution dans le temps est conseillé de s&#39;assurer que les changements dans le profil du phloème sont pas simplement due à des variations dans le temps de collecte. Dans certains cas, il peut être avantageux d&#39;utiliser des inhibiteurs de protéases. Toutefois, les enquêteurs doivent garder à l&#39;esprit que l&#39;exsudat recueilli sera concentrée et que les composés ajoutés seront largement concentrées. Une deuxième étape critique dans le protocole est le redécoupage du pétiole sous EDTA. Cette étape sert un double objectif: d&#39;abord, elle supprime tous les plateaux perforés scellés tout en empêchant la formation de nouveaux bouchons permettant ainsi la libre circulation de la sève. Deuxièmement, il supprime la bulle de cavitation dans le xylème généré pendant la coupe et donc permet le transport du xylème. La taille de la deuxième coupe dépends sur les plantes utilisées. Dans les installations avec de grandes pétioles, il devrait être de plusieurs millimètres (jusqu&#39;à 1 cm) au-dessus de la première coupe, dans les plantes comme Arabidopsis, 1-2 mm sont suffisants. L&#39;utilisation de cette méthode peut conduire à la découverte de nouveaux composés dans les exsudats phloème qui auraient signalisation, les implications du développement ou biomédicale. Il a suscité un regard plus en profondeur sur la signalisation des lipides à longue distance, ce qui était un domaine peu étudié dans les sciences végétales en raison du manque d&#39;accès à l&#39;phloème.

Les plantes ne peuvent pas se déplacer pour échapper à des conditions défavorables. Par conséquent, ils ont dû développer des mécanismes pour détecter les stress environnementaux, obtenir et transmettre un signal lié à toute la plante, et d&#39;ajuster en conséquence le développement. Deux systèmes de transport existent pour la distribution d&#39;eau, de nutriments et d&#39;autres composés (signalisation). Le premier est le xylème, qui transporte habituellement de l&#39;eau et des minéraux absorbés par les racines de l&#39;usine. Le second est le phloème. La vue sur le phloème a changé à partir d&#39;un simple système de transport assimiler à un conduit pour l&#39;ARN, les protéines, les virus, les lipides et d&#39;autres petites molécules. Il joue un rôle important dans l&#39;assimiler et le transport des nutriments, la réponse au stress biotique et abiotique, ainsi que dans la croissance et le développement des plantes. Il est désormais appelé le «autoroutes de l&#39;information» de la plante 18. Le phloème est composé de plusieurs types de cellules: parenchyme du phloème, ainsi que compagnon spécialisé CELLS et des éléments tamis. L&#39;élément de tamis est le site de mouvement longue distance. Pour permettre l&#39;écoulement longitudinal dégagée, éléments tamis sont absents la plupart des organites ainsi que les noyaux et sont pensés pour contenir au mieux une machinerie traductionnelle limitée 21, 33. On croit que les cellules compagnes synthétiser des protéines et d&#39;autres composés, qui se déplacent dans le flux phloème. Ces composés sont ensuite transportés dans l&#39;élément de tamis par l&#39;intermédiaire d&#39;plasmodesmata et peuvent fonctionner en tant que signal d&#39;appel interurbain 4,16. Plusieurs groupes de composés peuvent être trouvés dans les exsudats phloème: <ul><li> Les sucres sont souvent les produits de la photosynthèse et sont transportés comme des molécules &quot;énergie-transport&quot; vers d&#39;autres parties de la plante pour le stockage ou comme blocs de construction. Toutefois, ils peuvent également fonctionner comme antigel ou de signalisation des composés. </li><li> Les protéines peuvent également être trouvés dans les exsudats phloème. Ils comprennent des enzymes métaboliques, mais aussi fonction ont de signalisation. Un example d&#39;une protéine qui sert de signal de développement est le locus T protéine de floraison, qui signale l&#39;induction de la floraison, ainsi que l&#39;abscission des feuilles des plantes saisonnière à 6. </li><li> Les acides nucléiques sont présents dans les exsudats phloème sous la forme d&#39;ARNm, les petites et les micro ARN et ARN viraux. Ils semblent être largement impliquées dans la signalisation 27, 28, 39. Dans le même temps, ARNr et ARNt pour presque tous les acides aminés ont été observés dans la sève des cucurbitacées 42. Ils apparaissent à transférer sélectivement dans le système de tube tamis. Les ARNt montrent modifications nécessaires à la possibilité de transférer des acides aminés à l&#39;appareil translationnelle. Pourtant, plutôt que de participer à la traduction, ils semblent inhiber ce processus. Alternativement, ils pourraient servir de source de cytokine ou signaler l&#39;état métabolique de la plante 42. </li><li> Acides gras, oxylipines, et d&#39;autres lipides ont également été trouvés dans le phloème exsudats 3, 13, 14, 23. Jasmoacide nic, un oxylipines se déplace à travers le phloème dans le cadre de la réponse à l&#39;infection pathogène 22, 29, 31, 32. Bien que le rôle de la plupart des lipides du phloème n&#39;est pas encore clair, certains d&#39;entre eux ont probablement fonction de signalisation 4. </li></ul> Le défi de travailler avec le phloème de la plante réside dans sa capacité à se sceller sur blessure. Il existe quatre grandes méthodes utilisées pour recueillir les exsudats phloème, mais ils ne fonctionnent que dans certaines espèces: 1) Dans les cucurbitacées, il est possible d&#39;obtenir des quantités raisonnables de phloème exsudat par des coupures du pétiole. Une fois que la baisse initiale de la contamination de cellules lésées est supprimé, il est possible d&#39;obtenir assez grandes quantités de pur sève 1, 15. Cependant, avec l&#39;augmentation du temps de collecte, ce exsudat s&#39;épaissit, ce qui rend de plus en plus inadapté aux approches de chromatographie liquide (non publié). Des publications récentes suggèrent que selon les espèces, cette sève est dérivé de either la fasciculée (FP) ou le extrafasciculaire phloème (EP) et que, s&#39;il contient &quot;mobile&quot; sève élaborée à partir des éléments tamis (FP), il est aussi sujette à la contamination par d&#39;autres types de cellules, y compris le xylème 40, 41 . 2) Une deuxième approche consiste à obtenir sève élaborée par des coupures peu profondes ou des perforations dans la tige ou pétiole. Cette méthode a été utilisée avec succès dans lupin 17, 25, 36 cucurbitacées, et Brassica napus 12. Ici, la contamination de cellules lésées est minime et les exsudats très pure. Cependant, les plantes ont besoin pour être en bonne santé et bien arrosée, car il est très difficile de percer sélectivement seulement les éléments de tamis. Si vaisseaux du bois sont entaillés, tout exsudat est aspiré dans le flux de xylème. Cela rend la méthode inadaptée pour les plantes à tiges ou les pétioles très fragiles et très lignifiées. 3) stylectomy de puceron pucerons permet d&#39;insérer leur stylet dans les tubes criblés dun enlevant le puceron avec un laser. Sève est sécrétée par le reste stylet 2, 9, 10, 35, 38. En théorie, toute plante qui peut être infecté par des pucerons peut être utilisé pour cette approche. Cependant, la plupart de serre ou managers en chambre de croissance ne seront pas en charge l&#39;utilisation d&#39;un agent pathogène. En outre, les pucerons introduisent plusieurs protéines dans le phloème avec leur salive 19, 33. Cela conduit à une reprogrammation 30 transcriptionnelle limitée et a le potentiel de changer la composition du phloème 26. 4) La méthode décrite ici est l&#39;exsudation EDTA facilité de sève. Cette méthode utilise l&#39;EDTA pour prévenir étanchéité du phloème 20. EDTA chélate ions Ca 2 + qui participeraient autrement dans les processus qui scellent le phloème. Alors que l&#39;EDTA peut conduire à des dommages cellulaires 30, plusieurs groupes ont utilisé cette méthode et observé aucun effet indésirable des concentrations d&#39;EDTA de 10 à 20 mm sur l&#39;ultrastructure cellulaire ou sur phloem chargement et le transport 5, 24. Pour réduire les effets dommageables ainsi que l&#39;interférence de l&#39;EDTA par chromatographie et électrophorèse sur gel, les plantes sont déplacés dans l&#39;eau après 1 h et uniquement la partie postérieure de l&#39;exsudat est utilisé 14. Ainsi, plutôt que exsudation dans de l&#39;EDTA, du phloème est exudated dans l&#39;eau (exsudation EDTA-animé). C&#39;est une méthode straight-forward, à faible coût et de faible technicité pour la collecte des exsudats phloème. Sève obtenu de cette manière peut être utilisée pour analyser les protéines, petites molécules, des lipides et des ARN et a été utilisé avec succès dans de nombreuses plantes. Malgré le nombre limité d&#39;expériences a été effectuée chez les monocotylédones 11, la méthode semble être plus approprié pour les dicotylédones (Perilla 17, 20, Arabidopsis 8, 13, 14, Poplar 7). Collection d&#39;exsudats doit se produire dans un environnement humide pour éviter les pertes d&#39;exsudats par la transpiration. En fonction de la plante, l&#39;incubation dans de l&#39;EDTA pour une à deux heures estsuffisante pour empêcher l&#39;étanchéité des éléments du phloème / tamis. La collection peut alors se produire dans l&#39;eau. Ceci a l&#39;avantage d&#39;éviter l&#39;effet négatif EDTA a sur la structure et la stabilité cellule. Il élimine aussi les interférences de l&#39;EDTA avec des méthodes telles que HPLC ou SDS-PAGE. Il est représenté tel qu&#39;il s&#39;applique aux Arabidopsis. Pour les grandes installations, l&#39;incubation dans de l&#39;EDTA et l&#39;exsudat collections doit être intensifié et est effectuée dans des béchers plutôt que dans 1,7 tubes de réaction ml.

<table><tbody><tr><td>K2-EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>ED2P-500G</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Boîte de Pétri peu profonde en verre ou en plastique (7-15cm)</td><td>PYREX ou Corning</td><td></td><td>N’importe quelle parabole propre et peu profonde fera l’affaire</td></tr><tr><td>Chloroforme</td><td>EMD</td><td>CX1054-1</td><td>Récipients ouverts uniquement dans la hotte</td></tr><tr><td>Méthanol</td><td>J.T.Baker</td><td>9070-03</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Tubes à vis</td><td>VWR International</td><td>53283-800</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Tubes à bouchon à vis</td><td>Sun Sri</td><td>13-425</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Eppendorf tubes</td><td>Denville</td><td>C2170</td><td>&nbsp ;</td></tr></tbody></table>

collecte et analyse des<em&gt; arabidopsis</em&gt; phloème exsudats utilisation de la méthode edta-animé

Collection and Analysis of Arabidopsis Phloem Exudates Using the EDTA-facilitated Method

Le phloème des plantes est essentiel pour le transport à longue distance de (photo) assimile ainsi que la transmission des signaux de stress biotique ou abiotique. Il contient des sucres, des acides aminés, des protéines, des lipides, de l&#39;ARN et d&#39;autres métabolites. Bien qu&#39;il existe un grand intérêt pour la compréhension de la composition et le fonctionnement du phloème, le rôle d&#39;un grand nombre de ces molécules et donc leur importance dans le développement de la plante et la réponse au stress doit encore être déterminée. Un obstacle à l&#39;analyse phloème réside dans le fait que les phoques du phloème lui-même lors d&#39;une lésion. En conséquence, le nombre de plantes à partir desquelles sève peut être obtenue est limitée. Une méthode qui permet la collecte des exsudats phloème de plusieurs espèces de plantes, sans équipement supplémentaire est la collection EDTA facilitée par le phloème exsudat décrite ici. Bien qu&#39;il soit facile à utiliser, elle conduit à la blessure de cellules et de soins doit être prise pour enlever le contenu des cellules endommagées. En outre, plusieurs témoins pour prouver la pureté de l&#39;exsudatsont nécessaires. Parce que c&#39;est une exsudation plutôt qu&#39;une collecte directe de la sève élaborée (pas possible dans de nombreuses espèces) seulement quantification relative de son contenu peut se produire. L&#39;avantage de cette méthode sur les autres est qu&#39;il peut être utilisé dans de nombreuses espèces herbacées ou ligneuses (Perilla, Arabidopsis, peuplier, etc) et nécessite un équipement et une formation minimale. Elle conduit à relativement grandes quantités d&#39;exsudats qui peuvent être utilisées pour une analyse ultérieure des protéines, des sucres, des lipides, des ARN, des virus et des métabolites. Il est assez simple qu&#39;il peut être utilisé à la fois une recherche, ainsi que dans un laboratoire d&#39;enseignement.

Il est devenu évident au cours des dernières années que la complexité de la sève peut être la réponse à la question de savoir comment les plantes envoient différents signaux de développement et de stress pour une réponse optimale. En utilisant l&#39;EDTA facilité exsudation phloème peut fournir l&#39;occasion d&#39;analyser les exsudats phloème de plantes qui ne conviennent pas à d&#39;autres approches, mais peut-être un intérêt économique ou physiologique. Cette méthode permet la récolte de suffisamment phloème exsudats pour identifier les protéines phloème localisés et détecter des changements dans leur niveau en réponse au développement ou de stress (figure 3). Comme le montre la figure, les protéines sont en très faible abondance, et pourtant, leur niveau est suffisamment élevé pour des expériences de protéomique ultérieures par LC-MS/MS ou pour l&#39;analyse de Western blot. Les conclusions de cucurbitacées suggèrent que la coupe de la tige entraîne une perturbation de l&#39;équilibre du potentiel de l&#39;eau et un afflux ultérieur de l&#39;eau etcontaminants possibles du apoplaste 41. Pourtant, la collecte des temps allant de un à huit heures n&#39;affecte pas le profil du phloème de protéines / composition chez Arabidopsis (. Seulement la quantité absolue varie Guelette et al), la quantité de protéines recueillies et le modèle de protéines trouvées varie selon les espèces (Arabidopsis: Au; Perilla, voie I et NI) et les traitements (Perilla cultivé à différentes longueurs de jour, voie I et NI). En tant que signaux protéiques de résultats peuvent être visualisés, identifiés et suivis. ARNm et micro ARNs peuvent également être identifiés dans les exsudats phloème par cette méthode. Cependant, le traitement avec un inhibiteur de la RNase est nécessaire pour éviter la dégradation de l&#39;ARNm pendant le temps d&#39;exsudation prolongée. Comme les éléments tamis ne contiennent pas de chloroplastes fonctionnels, Rubisco petite ou grande sous-unité (hématies ou RbcL, respectivement) ARNm peuvent être utilisés comme témoins négatifs, tandis connu phloème-ARNm localisée comme enzyme de conjugaison de l&#39;ubiquitine peut être utilisé comme un témoin positif (figure 4). De même, les sucres ou les petits métabolites peuvent être analysés en utilisant soit GC-MS ou LC-MS. Ici, il convient de mentionner que les exsudats de phloème contiennent un grand nombre d&#39;enzymes fonctionnelles, y compris la quasi-totalité glycolyse 12. Ainsi, en utilisant plusieurs points dans le temps peut révéler les processus métaboliques lors de la collecte exsudat. Un exemple est illustré à la figure 5: Dans tous les exsudats, le saccharose est le métabolite le plus abondant, ce qui est le plus évident après une collection pendant 1 heure. Toutefois, après cinq heures du saccharose rapport fructose est légèrement réduite. Si le même exsudat est collecté pendant une heure et laissé sur le banc pour les quatre prochaines heures, le saccharose et de fructose ratio est réduit à une mesure beaucoup plus importante, ce qui suggère que les enzymes actives dans le phloème exsudats conduire à une dégradation du saccharose à température ambiantetempérature (pour plus d&#39;interprétations de pointe voir 14). Ceci est cohérent avec les résultats que phloème chargement et le transport des molécules à partir de cellules compagnes dans les éléments de tamis peuvent continuer pendant exsudation jusqu&#39;à ce que le système perd de sa vitalité 34. Lipides dans les exsudats phloème et, par extension, de la signalisation des lipides à longue distance sont un domaine relativement récent de l&#39;intérêt pour la science des plantes. En raison de leur nature hydrophobe des lipides ne sont présents en faibles concentrations et peuvent être liés à d&#39;autres molécules de solubilisation. Pourtant, l&#39;exsudation EDTA facilité permet la collecte de suffisamment de matière pour visualiser (TLC; Figure 6) et d&#39;identifier (LC-MS; Figure 7) lipides phloème de plusieurs espèces de plantes. Comme la figure montre qu&#39;il est possible d&#39;identifier et de séparer plusieurs espèces de lipides. LC-MS permet d&#39;identifier les différentes espèces de lipides et de suivre les changements dans les profils lipidiques des différegénotypes NT ou traitements. Cela permet pour l&#39;étude du rôle des lipides au cours du développement de la plante et la réponse au stress. <img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51111/51111fig1.jpg" width="600px" /> Figure 1. Organigramme de la collection du phloème exsudats d&#39;Arabidopsis ou Perilla. Différents chemins mènent à différents produits finis, qui sont indiqués en bleu. Pour la préparation de l&#39;ARN, un inhibiteur de RNase (100 U / ml, Roche) est ajouté à l&#39;eau dans laquelle l&#39;exsudat phloème est recueilli. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51111/51111fig1highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image</a> . <img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51111/51111fig2.jpg" width="600px" /> Figure 2. Installation de matériaux pour le phloème exsudat recueillird&#39;ions. Le setup affiche tous les matériaux nécessaires pour le protocole étapes 3.1-3.4. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51111/51111fig2highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image</a> . <img alt="Figure 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51111/51111fig3.jpg" width="600px" /> . Figure 3 protéines trouvées dans le phloème exsudats de deux espèces différentes de plantes, Arabidopsis (AT) et Perilla (I et NI; différentes longueurs de jour); MW: marqueurs de poids moléculaire (piste 2). Les protéines ont été séparées à l&#39;aide d&#39;un gradient de 10 à 20% SDS-PAGE. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51111/51111fig3highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image</a> . <img alt="Figure 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51111/51111fig4.jpg" width="600px" /> Figure 4. Analysede la présence d&#39;ARNm de la Rubisco petite et grande sous-unité (hématies et RbcL, respectivement) et de l&#39;enzyme de conjugaison de l&#39;ubiquitine (UCB). L&#39;ARNm a été recueilli à partir des feuilles d&#39;Arabidopsis (L), les pétioles (P), et les exsudats du phloème (Ph), inverser les transcriptions transcrits et spécifique visualisés à l&#39;aide de PCR. Le chiffre a été modifié à partir de Guelette et al. 14. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51111/51111fig4highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image</a> . <img alt="Figure 5" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51111/51111fig5.jpg" width="600px" /> Figure GC-MS profil de phloème 5. Exsudats recueillis montant différent de fois. On notera que la quantité relative des changements de saccharose de 1 heure de collecte (A) à 5 heures de temps de collecte (B). Exsudat profil après la collecte pendant 1 heure suivie de «incubation» à la salle<html> température (RT) pendant quatre heures, (C). profil des métabolites de la feuille (D). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51111/51111fig5highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image</a> . <img alt="Figure 6" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51111/51111fig6.jpg" width="600px" /> Figure 6. Couche mince chromatogramme comparant les lipides de Perilla (à gauche) et les feuilles d&#39;Arabidopsis (à droite) et les exsudats de phloème. Les astérisques indiquent les lipides spécifiques pour exsudats phloème. DGDG: digalactosyldiacylglycérol; PG: phosphatidylglycerol; MGDG: monogalactosyldiacyglycerol, la partie de la figure montrant lipides Arabidopsis a été modifié depuis Guelette et al. 14. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51111/51111fig6highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image</a> . nt &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figure 7" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51111/51111fig7.jpg" width="600px" /> Figure 7. Du profil lipidique du phloème exsudats d&#39;Arabidopsis (chloroforme phases) à l&#39;aide de LC-MS / mode d&#39;ions négatifs. Graphiques dans le top (mutant, A) et le fond (de type sauvage, B) montrent les différences dans les profils lipidiques entre les deux génotypes différents (indiqués par des flèches). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51111/51111fig7highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image</a> .

La connaissance de la composition de la sève ainsi que le mécanisme de son transport de chargement et de longue distance est essentielle pour la compréhension de la signalisation à longue distance dans le développement de la plante et le stress / réponse pathogène et de les assimiler transport. Ce manuscrit décrit la collecte des exsudats phloème en utilisant la méthode EDTA-animé.

Collecte et analyse des<em&gt; Arabidopsis</em&gt; Phloème exsudats Utilisation de la méthode EDTA-animé

The plant phloem is essential for the long-distance transport of (photo-) assimilates as well as of signals conveying biotic or abiotic stress. It ...

L'objectif général de cette procédure est de recueillir l'exsudat de flom provenant d'Arabidopsis ou d'autres plantes afin d'analyser ses composants ou de confirmer la présence de composés dans le flux de flom. Cette opération s'effectue en deux étapes : premièrement, on coupe le pétale et on l'incube dans du KCl-EDTA afin d'empêcher la fermeture du ou des éléments conducteurs. La deuxième étape consiste à rincer soigneusement le pétale pour éliminer tout résidu d'EDTA susceptible d'interférer avec les analyses ultérieures et de nuire aux cellules lors d'une exposition prolongée.Ensuite, les exsudats de flux EM sont recueillis dans de l'eau. La dernière étape consiste à préparer les échantillons pour des analyses ultérieures par L-C-M-S-G-C-M-S gel, électrophorèse et chromatographie sur couche mince. En définitive, l'exsudation de phem facilitée par l'EDTA peut être utilisée pour analyser et confirmer la teneur en phem de métabolites et de lipides, de protéines ou d'ARN.Les plantes ne peuvent pas échapper aux conditions défavorables. En conséquence, elles nécessitent des systèmes très efficaces et rapides pour transmettre les signaux environnementaux à travers toute la plante et réagir en modifiant leur développement. L'un de ces voies de signalisation est le flux végétal, dont la composition est assez complexe à comprendre.Nous utilisons la sédation par flux facilitée par l'EDTA pour la collecte et l'analyse des contenus de flux. Elle a été initialement développée dans le Perilla par King, mais peut facilement être modifiée pour d'autres espèces. La procédure sera démontrée par Elena et US, deux étudiants de licence de mon laboratoire, avant le début de cette procédure.Faire pousser des plants d'Arabidopsis pendant quatre à six semaines dans des chambres de croissance avec une période photopériodique de 12 heures le jour du prélèvement. Diluer la solution de potassium EDTA à 100 millimolaire préparée précédemment avec de l'eau pour obtenir une concentration finale de 20 millimolaire. Ensuite, remplir à moitié deux boîtes en verre de 7 à 15 centimètres de diamètre avec la solution de potassium EDTA à 20 millimolaire.Lorsque terminé, remplir des tubes de réaction de 1,7 millilitre avec 1,4 millilitre de la solution de EDTA potassique 20 millimolaire. Ensuite, remplir un nombre égal de tubes de réaction avec 1,4 millilitre d'eau millipore. Après avoir retiré des plantes âgées de quatre à six semaines des chambres de croissance, récolter les feuilles en rosette en les coupant avec une lame de rasoir à la base du pétale, près du centre de la rosette.Placer immédiatement les feuilles dans les boîtes contenant du EDTA de potassium à 20 millimolaire, en maintenant l'extrémité coupée des pétioles immergée dans la solution. Une fois que 15 feuilles ont été collectées à partir de trois à quatre plantes, les empiler délicatement les unes sur les autres de manière à aligner les extrémités coupées des pétioles. Recouper la base des pétioles et rouler doucement les feuilles.Insérez ensuite délicatement les feuilles roulées dans l'un des tubes à réaction contenant de l'EDTA de potassium à 20 millimolaire pour la collecte de l'exsudat. Dans l'obscurité, tapissez le fond d'un grand plat peu profond avec des serviettes en papier humides. Placez le porte-échantillons contenant les tubes à réaction remplis de feuilles dans le plat, puis mettez l'ensemble dans un sac en plastique noir percé de fentes pour l'aération.Placez ensuite l'ensemble dans un caisson pour la collecte de l'exsudat. Dans un récipient en plexiglas transparent, humidifiez la surface inférieure avec des serviettes en papier humides. Placez le porte-tubes contenant les feuilles et les tubes à réaction dans le récipient et fermez-le.Une heure après avoir retiré le support du récipient, sortez les feuilles des tubes de réaction. Lavez soigneusement les feuilles avec de l'eau distillée afin d'éliminer tout l'EDTA. Transférez immédiatement les feuilles dans les tubes de réaction contenant de l'eau Millipore et replacez-les dans les récipients humidifiés pour la collecte des exsudats, après avoir retiré le support du récipient humidifié.Cinq à huit heures plus tard, sortez les feuilles des tubes, puis congélez les exsudats de sève dans de l'azote liquide et stockez-les dans un congélateur à moins 80 degrés Celsius. Pour une analyse ultérieure le jour suivant, décongelez les échantillons en vue d'une analyse lipidique. Ensuite, prélevez deux à trois échantillons et ajoutez une quantité équivalente de chloroforme et de méthanol à la solution combinée.Vortexez le mélange pendant quelques secondes. Ensuite, centrifugez l'échantillon pendant quatre minutes à 400 ×g. Une fois terminé, récupérez la phase organique inférieure dans un tube en verre après avoir répété la partition avec la phase supérieure trois fois supplémentaires, sèchez les phases organiques combinées sous un courant d'azote et soumettez-les à une analyse par chromatographie sur couche mince et par CLSV.Cette méthode permet la récolte de quantités suffisantes d'exsudats phloémiens pour identifier les protéines localisées dans le phloème ainsi que les variations de leur concentration en réponse au développement ou au stress. Dans certains cas, les chercheurs peuvent souhaiter utiliser des inhibiteurs de protéinase afin d'éviter la dégradation des protéines. Comme illustré ici, les protéines sont présentes en très faible abondance, mais leur niveau est néanmoins suffisant pour permettre des expériences ultérieures de protéomique.L'utilisation de la LC-MS ou des résultats d'analyses par immunotransfert chez les cucurbitacées suggère que la section du TIGE entraîne une perturbation de l'équilibre du potentiel hydrique et une entrée subséquente d'eau ainsi que de contaminants éventuels provenant de l'alast. Toutefois, des durées de collecte variant de une à huit heures n'affectent pas le profil et la composition en protéine M dans InOpSys. La quantité de protéines recueillies ainsi que le profil des protéines identifiées varient selon les espèces et les traitements.En conséquence, les signaux protéiques peuvent être visualisés, identifiés et suivis. Les ARNm et les microARN peuvent également être identifiés dans les exsudats phloémiens par cette méthode. Toutefois, un traitement avec un inhibiteur d'ARN est nécessaire pour prévenir la dégradation de l'ARN pendant la durée prolongée d'exsudation.Étant donné que les éléments C ne contiennent pas de chloroplastes fonctionnels, les ARNm des sous-unités petite ou grande de la rubis peuvent être utilisés comme contrôles négatifs, tandis qu'un ARNm localisé dans la sève phloémienne connu, comme celui de l'enzyme de conjugaison de l'ubiquitine, peut servir de contrôle positif. De même, les sucres ou les petits métabolites peuvent être analysés par GC-MS ou LC-MS. Il convient de noter que les exsudats phloémiens contiennent un grand nombre d'enzymes fonctionnelles, incluant presque l'ensemble de la voie glycolytique.Par conséquent, l'utilisation de plusieurs points temporels peut révéler les processus métaboliques durant la collecte des exsudats. Dans tous les exsudats, le sucrose est le métabolite le plus abondant. Cela est particulièrement évident après une collecte d'une heure.Cependant, après cinq heures, le rapport entre le saccharose et le fructose est légèrement réduit. Si le même exsudat est collecté pendant une heure, puis laissé au banc pendant quatre heures supplémentaires, le rapport entre le saccharose et le fructose est réduit dans une bien plus grande mesure. Cela suggère que des enzymes actives présentes dans les exsudats phloémiens entraînent la dégradation du saccharose à température ambiante.En outre, le fait qu'une collecte continue pendant cinq heures montre seulement une légère réduction du rapport saccharose à fructose est compatible avec les observations selon lesquelles le chargement du phloème et le transport de molécules depuis les cellules compagnes vers les éléments conducteurs peuvent se poursuivre pendant l'exsudation, jusqu'à ce que le système perde sa vitalité. Les lipides présents dans les exsudats phloémiens, et par extension la signalisation lipidique à longue distance, constituent un domaine d'intérêt assez récent en biologie végétale. En raison de leur nature hydrophobe, les lipides ne sont présents qu'à de faibles concentrations et peuvent être liés à d'autres molécules pour en assurer la solubilisation.Pourtant, l'exsudation facilitée par l'EDTA permet de recueillir suffisamment de matériel pour visualiser et identifier les flux et les lipides provenant de plusieurs espèces végétales. Comme illustré ici, il est possible de séparer plusieurs espèces lipidiques par chromatographie sur couche mince. La LC-MS permet d'identifier différentes espèces lipidiques et de suivre les modifications des profils lipidiques entre différents génotypes ou traitements.Cela permet l'étude du rôle des lipides au cours du développement végétal et de la réponse au stress. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en aussi peu que trois heures si elle est effectuée correctement. Toutefois, pour la plupart des échantillons, nous recommandons un temps de collecte de cinq à huit heures.Dans ce cas, il est recommandé de commencer la récolte des feuilles tôt le matin. Ce protocole peut être modifié pour d'autres plantes et peut conduire à la découverte ou à la confirmation de nouveaux composés mobiles. Lors de la réalisation de ce protocole, il est important de surveiller attentivement les exsudats foliaires après la première heure afin de retirer l'EDTA, et de ne pas presser les feuilles afin d'éviter toute contamination par le contenu d'autres cellules.En outre, le port de gants protège également vos échantillons contre les contaminants que vous pourriez introduire depuis votre peau. Pour prévenir la contamination, utilisez les contrôles appropriés pour les échantillons de protéines, d'ARN ou de métabolites. Les contrôles suggérés sont indiqués dans le protocole textuel. Cette méthode nous a permis d'obtenir de nouvelles perspectives sur la composition du flux végétal.Nous avons pu identifier plusieurs lipides dans l'exsudat de la forme, qui n'étaient pas attendus dans l'environnement aqueux du sol. Cela nous a amenés, ainsi que d'autres chercheurs, à introduire le concept de signalisation lipidique à longue distance, qui s'est désormais développé en un domaine de recherche novateur et passionnant sur l'implantation.

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