Name: Étiquetage différentiel de surface cellulaire et intériorisé protéines après Anticorps alimentation de Live de culture neurones (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-12T14:30:00.000+00:00
Duration: 11 min 56 s
Description: Apprenez à étiqueter les protéines de surface et internalisées dans les neurones vivants par immunofluorescence différentielle. Cette méthode permet d'étudier le trafic protéique et la dynamique cellulaire en neurosciences.

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Les auteurs remercient Teele Palumaa d&#39;assistance avec les chiffres. Financé par le projet Grant 1008046 du Conseil de recherches médicales, en Australie Santé nationale et du.

Une. Dissociée de l&#39;hippocampe Neuron Culture <ol><li> Préparer des lamelles de verre (borosilicate): <ol><li> Laver à l&#39;éthanol à 100%. </li><li> Sécher à l&#39;air sous irradiation UV. </li><li> Manteau de Poly-D-lysine (0,5 mg / ml dans un tampon de borate 0,15 M, pendant une nuit à 4 ° C). </li><li> Le jour suivant (le jour de la culture), laver 3 fois dans du PBS puis enduire de la laminine (2,5 pg / ml, de la laminine de souris normal) + 5% v / v de sérum de veau foetal inactivé par la chaleur (FCS) dilué dans du PBS pendant 2 h à 37 ° C. </li></ol></li><li> Disséquer embryonnaires jour 18 (E18) hippocampes de rats et de recueillir dans PBS contenant du calcium et du magnésium, refroidi sur glace. REMARQUE: tous les protocoles expérimentaux impliquant des animaux ont été approuvés par le Comité d&#39;éthique animale de l&#39;Université de Melbourne. </li><li> Préparer la papaïne et de solutions de DNase I de la papaïne dissociation Kit selon les instructions du fabricant. <ol><li> Ajouter la solution de 50 ul DNase I à 1 ml de solution de papaïne. </li><li> REMARQUE: Une foisd&#39;abord préparée, la solution de papaïne et les solutions DNase I peuvent être distribués séparément en portions aliquotes (0,5 ml et 25 uL d&#39;aliquotes de la papaïne et de la DNase I, respectivement) et stockés à -20 ° C jusqu&#39;à utilisation. </li></ol></li><li> Enlever autant que possible PBS et incuber hippocampe (une litière à partir d&#39;embryons) avec 1 ml de papaïne / solution de DNase I à 37 ° C pendant 15 à 20 min. Tapotez doucement le tube pour mélanger le contenu de deux fois au cours de la période d&#39;incubation. </li><li> Triturer le tissu hippocampique doucement (en évitant la génération de bulles) avec une pipette Pasteur siliconée 10-15x-poli à la flamme jusqu&#39;à ce que la dispersion de la cellule est obtenue et peu, s&#39;il y en a, des morceaux de tissu restent non dissocié. </li><li> Couche avec précaution la suspension cellulaire dissociée sur un coussin de 3 ml de 4% p / v de sérum albumine bovine (BSA) dans la solution de Hanks Balanced Salt plus additifs (HBSS +, voir la section 1.6.1). <ol><li> Préparer cette solution de gradient par étape en dissolvant le BSA à température ambiante sans agitationanneau dans HBSS contenant 2 mM de CaCl2, 1 mM MgSO 4, 4 mM NaHCO 3 et 40 mM de glucose (HBSS +), puis filtre stérile et conserver à 4 ° C. </li></ol></li><li> Centrifugeuse 100 xg, 7 min dans une centrifugeuse de paillasse avec un rotor swing-out. </li><li> Retirer le surnageant en prenant soin de ne pas aspirer le culot cellulaire. </li><li> Remettre en suspension le culot cellulaire en douceur avec une flamme poli (silicone) de pipette Pasteur (ou un bleu pointe de la pipette 1 ml) dans 1 ml de milieu Neurobasal complète (avec 2% de B27, 0,5 mM de L-glutamine supplémenté avec 1% de FCS). </li><li> Comptez deux aliquotes de 10 ul en utilisant un hématimètre (NB seulement compter les cellules en phase de lustrage et cellules &quot;live&quot;). </li><li> Plate neurones primaires sur des lamelles de verre revêtues préparées à l&#39;avance (0,75-1 x 10 5/18 mm lamelle en plaque de 12 puits). Immédiatement avant le placage, aspirer l&#39;excès de solution de laminine / sérique de lamelles et le remplacer par un milieu de culture de neurones primaires (voir ci-dessous). NB Le n requisombre de lamelles doit être déterminé à l&#39;avance que la préparation de la lamelle est commencée la veille de la culture (voir l&#39;étape 1.1). </li><li> Culture rat primaire E18 Les neurones de l&#39;hippocampe pour jusqu&#39;à 21 jours in vitro (DIV) en milieu Neurobasal, 2% B27, 0,5 mM de L-glutamine additionné de 1% de FCS (inactivé par la chaleur). Effectuer un changement de la moitié de moyenne à 7 DIV et hebdomadaire par la suite. L&#39;anti-mitotique fluorodésoxyuridine / uridine est ajouté à 7 DIV; 1/1, 000 dilution de 10 mM de chaque nucléoside) pour empêcher la prolifération des cellules gliales. </li></ol> 2. Incubation de l&#39;anticorps avec Live neurones <ol><li> Au cours de la première semaine de la culture, les neurones se développent tonnelles dendritiques et par semaine 2-3, les neurones ont suffisamment mûri pour être soumis à la synaptogenèse 6,7. <ol><li> Au temps expérimental points / s, appliquer l&#39;anticorps primaire des puits en triple contenant les neurones embryonnaires primaires sur des lamelles. Ajouter une fraction aliquote de l&#39;anticorps directement dans le milieu de culture deles neurones primaires de la dilution finale désiré Remarque: Dans notre exemple, un antisérum polyclonal de lapin dirigé contre une forme sécrétée recombinante de la protéine ont été dilués au 1/500 en ajoutant 2 ul à 1 ml de milieu de culture dans les puits, une centrifugation pendant 10 min , 13 000 xg, RT peut être incorporé avant de prendre une aliquote d&#39;anticorps que cela va enlever toute matière particulaire et peut aider à réduire le fond. </li><li> Pour les témoins de sérum pré-immun, ajouter une quantité équivalente de sérum pré-immun (à la même dilution finale). Si pas de sérum pré-immun est disponible, ajouter le volume équivalent de milieu Neurobasal ou PBS (pas de contrôle de l&#39;anticorps primaire). En variante, si un anticorps primaire approprié est disponible qui reconnaît la région intracellulaire / s de la protéine, cet anticorps peut être ajouté à un contrôle de puits dans le but de tester la spécificité de la coloration de la surface. </li><li> Remettre les cellules dans l&#39;incubateur de culture pendant 1-4 h (cette période d&#39;incubation peut être déterminée empiriquement). Dans notre experiments, ​​l&#39;anticorps était présent pendant toute la période, bien que la conception expérimentale pourrait incorporer une impulsion d&#39;anticorps suivie d&#39;une autre période d&#39;incubation après lavage de départ (une expérience pulse-chase) afin d&#39;évaluer l&#39;évolution dans le temps de l&#39;internalisation. Facultatif: Cette incubation peut être réalisée à température ambiante ou même sur de la glace pour ralentir le taux basal de l&#39;internalisation de la protéine, si nécessaire. Si elle est effectuée dans un environnement non-contrôlé de CO 2, le milieu doit être remplacé par celui qui n&#39;est pas en mémoire tampon bicarbonate avant l&#39;addition de l&#39;anticorps / antisérum. ATTENTION: Les cultures de neurones matures (&gt; 14 jours, et en particulier en culture des neurones embryonnaires de souris) ne tolèrent pas bien les changements de moyennes complets. </li></ol></li><li> Nous avons utilisé des temps d&#39;incubation pour cette première étape de l&#39;internalisation des anticorps de 1 h, 2 h et 4 h avec de bons résultats bien que le temps optimal dépend de l&#39;abondance de la protéine d&#39;intérêt ainsi que la dynamique de la traite des protéines dans la cells à l&#39;étude. REMARQUE: Les images à deux couleurs représentées sur résultats représentatifs ont été obtenus avec une incubation de 1 heure à 37 ° C dans un incubateur de culture tissulaire. </li><li> Après incubation pendant la période désirée, aspirer hors du milieu contenant l&#39;anticorps. Laver les puits en douceur mais rapidement une fois avec du PBS à température ambiante. </li></ol> 3. Demande d&#39;anticorps secondaire de cellules fixes, Unpermeabilized <ol><li> Fixer les neurones avec du paraformaldéhyde 4% dans un tampon phosphate pH 7,2, 5 min à température ambiante Remarque: pour de meilleurs résultats, utilisez fixateur fraîchement préparé; également utiliser correctif qui a été stocké à -20 ° C et complètement décongelés afin que personne ne paraformaldéhyde précipité est évident . ATTENTION: fixateur Paraformaldéhyde doit être préparé et manipulé dans une hotte. </li><li> Retirer correctif à partir de puits (transfert de conteneur de déchets liquides dans une hotte) et rincer 3 fois avec PBS. <ol><li> Facultatif: Si vous le souhaitez, pour économiser sur les réactifs d&#39;anticorps, les lamelles peuventêtre soigneusement retirée de la plaque de 12 puits avec une pince et placé du côté de la cellule-haut, sur une feuille de Parafilm prévue sur la base d&#39;une plaque de culture jetable. </li><li> Les solutions peuvent alors être déposés à la pipette doucement sur les lamelles couvre-objet de sorte qu&#39;elles soient complètement couvertes sans l&#39;injection d&#39;une solution sur le bord de la lamelle couvre-objet sur le Parafilm. </li><li> Cette technique est appropriée pour des incubations à court terme (1-2 h), cependant plus incubations (par exemple la nuit) devraient être effectuées dans une chambre humidifiée. En variante, les lamelles peuvent être placés de nouveau dans les puits de la plaque à 12 puits pour l&#39;incubation pendant une nuit et un volume suffisants doivent être ajoutés afin de s&#39;assurer que les lamelles ne se dessèchent pas. </li></ol></li><li> Bloc pendant 30 min à température ambiante avec 5% de BSA dans du PBS (Remarque: Ne pas ajouter de détergent à la solution de blocage à ce stade, car il est important que les cellules ne sont pas perméabilisées). </li><li> Afin de marquer la protéine de surface avant de procéder à la détectiontion de la protéine intériorisée, appliquer le premier marqué par fluorescence 2 ° anticorps de choix. Remarque: Dans l&#39;exemple décrit ici, l&#39;antisérum primaire a été soulevée dans le lapin (anticorps en interne) à une isoforme sécrétée recombinante 4. Ainsi, pour le premier anticorps secondaire pour détecter la région extracellulaire de l&#39;isoforme transmembranaire à la surface des neurones unpermeabilized, nous avons utilisé âne anti-lapin DyLight 649 (1/200 dilué dans du PBS contenant 5% de BSA). Il est recommandé de centrifuger les solutions d&#39;anticorps secondaire dilué (10 min, 13 000 xg, RT) avant de les utiliser. </li><li> Incuber les lamelles pendant 2 h à température ambiante. </li><li> Lavez lamelles (dans les puits), 2x 5 min avec du PBS. </li></ol> 4. Blocage avec excès vierge 2 ° anticorps <ol><li> Bloquer les neurones unpermeabilized avec une forte concentration (&gt; 0,1 mg / ml) de non marqué anticorps 2 °. <ol><li> L&#39;anticorps 2 ° sans étiquette devrait être soulevée contre l&#39;espèce dans laquellel&#39;anticorps primaire a été élevée (dans ce cas le lapin) par incubation pendant une nuit à température ambiante. </li><li> Pour ce protocole, un fragment F ab AffiniPure Chèvre anti-lapin IgG (H + L) a été utilisé à une concentration de 0,13 mg / ml. NOTE: L&#39;incubation d&#39;une nuit a été jugé essentiel comme une période d&#39;incubation plus court (2 heures) était insuffisante pour permettre un blocage complet de l&#39;anticorps primaire qui n&#39;a pas été entièrement fixé par l&#39;anticorps secondaire marqué. </li></ol></li><li> Lavez lamelles (dans les puits), 2x 5 min avec du PBS. </li><li> Après cette étape de blocage, après la fixation des cellules avec du paraformaldéhyde 4% dans un tampon phosphate pH 7,2, 5 min à température ambiante. Rincer avec du PBS (2x) après élimination du fixateur (transfert fixateur de réservoir de déchets liquides dans une hotte). </li></ol> 5. Perméabilisation et l&#39;application de la deuxième fluorescence conjugué 2 ° anticorps <ol><li> Et bloquer perméabiliser les cellules avec 5% de BSA dans du PBS contenant 0,1% de Triton-X-100 à la chambre temperature pendant 30 min. </li><li> Retirer la solution de blocage (en prenant soin de ce que les lamelles ne se dessèchent pas). Ajouter la 2 ° anticorps deuxième fluorescence conjugué marqué avec un fluorophore différent. <ol><li> REMARQUE: Il doit être possible de distinguer ce tag fluorophore de celui précédemment utilisé, en fonction des filtres d&#39;excitation / émission disponibles sur le microscope confocal (voir ci-dessous). </li><li> Pour l&#39;exemple présenté dans ce protocole, un Alexa Fluor 488 âne conjugué anti-lapin 2 ° anticorps a été utilisé (1/200 dans du PBS, 5% de BSA et 0,1% de Triton-X-100). Incuber 2 heures à température ambiante, puis retirer la solution d&#39;anticorps de 2 °. </li></ol></li><li> Lavage des lamelles couvre-3x 5 min avec du PBS et, enfin, se laver rapidement à l&#39;eau déminéralisée. </li></ol> 6. Montage et imagerie <ol><li> Mont lamelles couvre sur des lames de verre avec un milieu contenant de montage antifade aqueuse (par exemple Vectashield) et laisser sécher. Conserver dans l&#39;obscurité à 4 ° C pour oppréservation de timal de l&#39;intensité du signal fluorescent. </li><li> Image en immunocolorée cellules sur un microscope confocal. <ol><li> Excitation et d&#39;émission des filtres appropriés pour la détection des deux signaux de fluorophores doivent être disponibles. </li><li> Si différentes conditions expérimentales doivent être comparés (par exemple, les taux d&#39;internalisation de moins de 8,9 dépolarisés ou les conditions de contrôle), veiller à ce que tous reproduisent des lamelles de différentes conditions sont imagées avec les mêmes paramètres d&#39;acquisition d&#39;images. La densité intégrée des régions standards d&#39;intérêt ou les attributs de punctas (nombre, taille) des images résultant peut alors être mesurée en utilisant un logiciel d&#39;analyse d&#39;image standard (par exemple Fidji / ImageJ, Metamorph). </li></ol></li></ol>

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<li>Petrini, E. M., Lu, J., Cognet, L., Lounis, B., Ehlers, M. D., Choquet, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endocytic+trafficking+and+recycling+maintain+a+pool+of+mobile+surface+AMPA+receptors+required+for+synaptic+potentiation%29%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Endocytic trafficking and recycling maintain a pool of mobile surface AMPA receptors required for synaptic potentiation).</a> Neuron. 63, 92-105 (2009).</li>
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</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

La technique décrite ici est complémentaire de celle de la biotinylation de la surface cellulaire (passé en revue par ARANCIBIA-carcamo et al.) 12 et elle est la méthode de choix pour la conservation de l&#39;information au sujet de la localisation subcellulaire de la protéine internalisé, pourvu d&#39;un anticorps primaire approprié pour une épitope extracellulaire est disponible. En outre, la quantification du trafic de protéines / internalisation au fil du temps peut être effectué (en fixant des l...

En instituant la fonction des protéines nouvellement identifiées, l&#39;enquête de la localisation subcellulaire et le trafic de la protéine en question peut fournir des indices importants sur le rôle probable / s de 1,2 de protéine. L&#39;analyse bioinformatique du transcriptome du néocortex développement 3 nous a fourni une liste de gènes présentant une expression altérée au cours de cerveaux de souris corticogenèse. Nous avons alors adopté une approche de coup de grâce de gène de s&#39;assurer que la protéine codée par l&#39;un de ces gènes, sez6, a un rôle clé dans le développement des neurones. Nous avons observé que le gène lié à la saisie-6, ou Sez6, la protéine se trouve dans les dendrites en développement et est également présent dans les épines dendritiques, des structures spécialisées sur les dendrites qui reçoivent et intègrent les signaux excitateurs. De plus, lorsque cette protéine est absente, les dendrites et les synapses excitateurs ne parviennent pas à former correctement 4. L&#39;isoforme dominante probable de la protéine présente des caractéristiques d&#39;un transmembranrécepteur de l&#39;e, bien que, lors de la distribution subcellulaire de la protéine immuno-a été examinée par microscopie confocale ou par microscopie immuno plupart, sinon la totalité, du signal apparu associé à de petites vésicules dans le compartiment somato-dendritique avec peu ou pas de protéine marquée sur la membrane plasmique à la surface de la cellule. Afin de montrer définitivement que ce récepteur putatif avec un grand domaine extracellulaire prédit est traite à la membrane plasmique, nous avons adopté une approche de cellules vivantes en utilisant l&#39;antisérum nous avions généré à une portion extracellulaire de la protéine à marquer la protéine à la surface cellulaire. En combinant cette approche &quot;alimentation anticorps&quot; avec deux applications d&#39;anticorps secondaire différentielle marqué séparées par une étape de blocage vaste et une étape de perméabilisation, nous avons pu identifier deux piscines différentes de protéines qui se distinguent par liaison à des anticorps secondaires marqués par fluorescence portant Déess différentetags Ent. Ainsi, nous avons pu distinguer protéine qui avait été intériorisé par endocytose lors de l&#39;étape d&#39;incubation anticorps de la protéine qui soit resté sur la surface de la cellule ou a été victimes de la traite à la surface au cours de cette période. En utilisant cette méthode, nous avons établi que la protéine d&#39;intérêt est un trafic à destination et à partir de la surface cellulaire dans les neurones. Par conséquent, cette technique relativement rapide et simple s&#39;est avéré plus instructif que les méthodes d&#39;immunocytochimie traditionnels ou pré-enrobage microscopie électronique immunologique, malgré le fait que nous avons utilisé le même antisérum polyclonal de lapin pour toutes ces techniques. Cette technique est généralement applicable à n&#39;importe quelle protéine transmembranaire a fourni une bonne anticorps reconnaissant des épitopes de domaines extracellulaires est disponible. La technique a déjà été utilisée pour étudier le trafic de récepteur du récepteur de glutamate GluR1 sous-unité 5.

<table><tbody><tr><td>PBS avec Ca et Mg</td><td>Invitrogen</td><td>14040182</td><td></td></tr><tr><td>milieu neurobasal</td><td>Invitrogen</td><td>21103-049</td><td></td></tr><tr><td>Supplément de B27</td><td>Invitrogen</td><td>17504-044</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Invitrogen</td><td>25030-081</td><td></td></tr><tr><td>Système de dissociation de la papaïne</td><td>Worthington Biochemical Corporation</td><td>PDS</td><td></td></tr><tr><td>Sérum bovin Albumine&nbsp ;</td><td>Sigma Aldrich Australie</td><td>A9418</td><td></td></tr><tr><td>Hank&#039 ; solution saline équilibrée sans calcium, magnésium, rouge de phénol</td><td>Invitrogen (Gibco)</td><td>14175-079</td><td></td></tr><tr><td>Poly-D-Lysine</td><td>Sigma Aldrich Australie</td><td>P0899</td><td></td></tr><tr><td>Laminine naturelle de souris</td><td>Invitrogen</td><td>23017-015</td><td>Décongeler sur de la glace avant de faire des aliquotes</td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin HyClone</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluorodésoxyuridine</td><td>Sigma Aldrich Australie</td><td>F0503</td><td></td></tr><tr><td>Uridine</td><td>Sigma Aldrich Australie</td><td>U3003</td><td></td></tr><tr><td>18 mm Lamelles rondes en verre</td><td>Menzel Gl&auml ; ser</td><td>CB00180RA1</td><td></td></tr><tr><td>VECTASHIELD support de montage aqueux</td><td>Vector Laboratories</td><td>H1400</td><td></td></tr><tr><td>Âne anti-lapin Dylight 649&nbsp ;</td><td>Jackson ImmunoResearch Laboratories</td><td>711-495-152</td><td></td></tr><tr><td>AffiniPure Fab fragment Chèvre anti-Lapin 1gG (H+L)&nbsp ;</td><td>Jackson ImmunoResearch Laboratories</td><td>111-007-003</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldéhyde</td><td>Sigma Aldrich Australie</td><td>P6148</td><td>TOXIQUE - poignée dans la hotte</td></tr><tr><td>Triton-X-100</td><td>Sigma Aldrich Australie</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488-âne conjugué anti-lapin 2&deg ;</td><td>anticorps Invitrogen - Sondes moléculaires</td><td>A21206</td><td></td></tr></tbody></table>

Étiquetage différentiel de surface cellulaire et intériorisé protéines après anticorps alimentation de live de culture neurones

Differential Labeling of Cell-surface and Internalized Proteins after Antibody Feeding of Live Cultured Neurons

Afin de démontrer la localisation à la surface cellulaire d&#39;un récepteur transmembranaire putatif dans des neurones en culture, nous avons appelé la protéine sur la surface des neurones vivants avec un anticorps primaire spécifique dirigé contre une portion extracellulaire de la protéine. Étant donné que les récepteurs sont victimes de trafic vers et depuis la surface, si les cellules sont perméabilisées puis après fixation à la fois à la surface cellulaire et la protéine interne sera détecté par le même anticorps secondaire marqué. Ici, nous avons adapté une méthode utilisée pour étudier le trafic de la protéine («d&#39;alimentation d&#39;anticorps») de façon différentielle des protéines de l&#39;étiquette qui a été internalisée par endocytose au cours de l&#39;étape anticorps d&#39;incubation et de protéines qui soit resté sur la surface de la cellule ou est d&#39;un trafic à la surface au cours de cette période, . La capacité de distinguer ces deux groupes de protéines a été rendu possible grâce à l&#39;incorporation d&#39;une étape de blocage pendant la nuit avec l&#39;anticorps secondaire non marqué très concentré après une incubatio initialen des neurones unpermeabilized avec un anticorps secondaire marqué par fluorescence. Après l&#39;étape de blocage, la perméabilisation des neurones admis détection de la piscine internalisée avec un anticorps secondaire fluorescent marqué avec un fluorophore différent. Grâce à cette technique, nous avons pu obtenir des informations importantes sur la localisation subcellulaire de ce récepteur putatif, révélant qu&#39;il était, en effet, de la traite à la surface cellulaire dans les neurones. Cette technique est largement applicable à toute une gamme de types de cellules et des protéines de surface cellulaire, en fournissant un anticorps approprié à un épitope extracellulaire est disponible.

La technique d&#39;immuno-coloration fluorescente bicolore présenté ici est utile pour le marquage des domaines extracellulaires des protéines transmembranaires dans des cellules vivantes (représenté schématiquement sur ​​la figure 1). Au cours de la période d&#39;incubation, les immunoglobulines se lient les épitopes accessibles et une proportion de la population de molécules de protéine, conjointement avec l&#39;anticorps lié, est endocytose. En outre, la protéine nouvellement synthétisé peut atteindr...

Nous décrivons un procédé pour marquer la protéine à la surface des neurones vivants en utilisant un anticorps polyclonal spécifique à des épitopes extracellulaires. Protéine liée par l&#39;anticorps sur la surface de la cellule et ensuite internalisée par endocytose peut être distinguée de la protéine restante sur, ou à un trafic, de la surface au cours de l&#39;incubation.

Étiquetage différentiel de surface cellulaire et intériorisé protéines après Anticorps alimentation de Live de culture neurones

In order to demonstrate the cell-surface localization of a putative transmembrane receptor in cultured neurons, we labeled the protein on the surface of ...

L'objectif général de cette procédure est de marquer les protéines présentes à la surface de neurones vivants, puis de distinguer ultérieurement les protéines de surface des protéines internalisées à l'aide d'un marquage différentiel par anticorps secondaires. Pour ce faire, des neurones primaires cultivés sur lamelle sont incubés avec un anticorps dirigé contre un épitope de surface, puis incubés afin de permettre l’internalisation. Après l’incubation, un anticorps secondaire marqué de manière fluorescente est appliqué pour identifier les protéines exposées à la surface.Ensuite, un excès d'anticorps secondaire non marqué est appliqué pour bloquer les complexes restants entre l'anticorps primaire et la protéine de surface. Les neurones en culture sont ensuite perméabilisés et un anticorps secondaire d'une couleur différente est appliqué pour détecter la protéine internalisée. En définitive, des résultats peuvent être obtenus, montrant les niveaux relatifs de protéine internalisée par rapport à la protéine de surface, grâce à la microscopie en immunofluorescence.Après cette procédure, un suivi temporel de l'internalisation des protéines de surface peut être obtenu, fournissant des i

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Étiquetage DiOLISTIC des neurones à partir de rongeurs et non-humains tranches de cerveau des primates

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La transfection d&#39;anticorps dans les neurones comme outil pour étudier la pathogenèse des maladies

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Étiquetage des cellules isolées dans le système nerveux central des<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Les microglies sont les cellules immunitaires résidentes du système nerveux central (SNC) avec une grande capacité à phagocyter ou engloutir matériau dans leur environnement extracellulaire. Ici, un test largement applicable, fiable et hautement quantitative pour la visualisation et la mesure de l'engloutissement de la microglie médiation de composants synaptiques est décrite.

Un enlisement test: Un protocole pour évaluer les interactions entre les neurones du système nerveux central et les phagocytes

Nous fournissons une description détaillée d’un protocole d’analyse cytométrique en flux d’antigènes de surface et/ou d’antigènes intracellulaires dans les types de cellules neurales. Les aspects critiques de la planification expérimentale, les procédures méthodologiques étape par étape et les principes fondamentaux de la cytométrie en flux sont expliqués afin de permettre aux neurobiologistes d’exploiter cette technologie puissante.

Cytométrie en flux pour les protocoles surface et intracellulaire Antigen analyses des types cellulaires de neurones

le trafic de signalisation et module récepteur cellulaire réactivité aux ligands et est, elle-même, répondant à des conditions cellulaires, y compris la signalisation induite par le ligand. Ici, nous décrivons une technique puissante et flexible pour évaluer quantitativement le trafic des récepteurs induite par le médicament en utilisant immunomarquage et analyse colocalizational.

Suivi des modifications induites par la drogue dans des récepteurs post-internalisation traite par Analyse Colocalizational

L'étude du trafic membranaire est cruciale pour comprendre les fonctions neuronales. Ici, nous introduisons un procédé pour quantifier la motilité des vésicules dans les neurones. C'est une méthode pratique qui peut être adaptée à la quantification du trafic membranaire dans le système nerveux.

Quantification des molécules d&#39;endosome et de lysosome dans les neurones cultivés utilisant des sondes fluorescentes

Présenté ici est un protocole qui combine un système de co-culture neural-endothelial in vitro et l'incorporation métabolique du sialoglycan avec des groupes fonctionnels bioorthogonals pour étendre les cellules neurales primaires de tige et d'ancêtre et étiqueter leur surface sialoglycoproteins pour l'imagerie ou l'analyse de la spectrométrie de masse des marqueurs de surface cellulaire.

Identification des marqueurs de surface cellulaire des cellules neurales primaires de tige et de progéniture par l'étiquetage métabolique du sialoglycan

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Analyse spécifique au sous-type cellulaire du protéasome de la membrane neuronale dans les neurones somatosensoriels

Apprenez à étiqueter les protéines de surface et internalisées dans les neurones vivants par immunofluorescence différentielle. Cette méthode permet d'étudier le trafic protéique et la dynamique cellulaire en neurosciences.

Étiquetage différentiel de surface cellulaire et intériorisé protéines après Anticorps alimentation de Live de culture neurones

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