Name: En Vivo mesures électrophysiologiques sur les nerfs sciatiques souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 7 s
Description: Découvrez les mesures électrophysiologiques in vivo sur les nerfs sciatiques de souris anesthésiées. Cette méthode permet d'analyser les propriétés de conduction nerveuse dans les modèles animaux de maladies neuromusculaires.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par SFB 604, DFG MO 1421/2-1 et Krebshilfe 107089 (HM). AS est récipiendaire du prix du jeune chercheur de la tumeur du Children Foundation (New York, États-Unis).

La présente étude a été réalisée selon la protection des animaux Loi de la République fédérale d&#39;Allemagne (Tierschutzgesetz der Bundesrepublik Deutschland) et a été approuvé par l&#39;Office d&#39;Etat de Thuringe pour la sécurité alimentaire et la protection des consommateurs (Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz). 1. Configuration des mesures <ol><li> Anesthésier les souris par isoflurane / O 2 inhalation - pour l&#39;initiation de l&#39;anesthésie à 3%, pour l&#39;entretien 2% d&#39;isoflurane dans de l&#39;oxygène à 100% (Figure 1). Confirmez l&#39;anesthésie suffisamment en testant les réflexes simples comme des réflexes et des tests de sensibilité pour la douleur de bas grade mouvement. L&#39;utilisation de la pommade sur les yeux pour prévenir la sécheresse pendant l&#39;anesthésie est recommandé mais pas indispensable car la procédure prend généralement que 30 min / animaux au total. En cas d&#39;expériences de survie, d&#39;administrer en temps opportun plus analgésiques à action pour la gestion de la douleur postopératoire. </li><li> Raser les poils qui recouvrent les pattes arrière avec un rasoir électrique et effectuer l&#39;épilation avec une crème d&#39;épilation disponibles dans le commerce alors que les animaux sont déjà sous analgésie. Afin de maintenir le statut exempt d&#39;agents pathogènes tout au long de la procédure, porter des gants aseptiques et toujours utiliser des instruments soigneusement nettoyées à l&#39;éthanol à 70%. </li><li> Organe de contrôle de la stabilité de la température par une plaque de chauffage de retour et contrôlée sonde thermo rectale (figure 2). Si nécessaire, s&#39;il vous plaît utiliser un champ stérile pour couvrir la plaque de chauffage entre les animaux afin de maintenir un environnement expérimental stérile. En outre, il est recommandé d&#39;utiliser une plaque de chauffage, qui est commandé électroniquement par l&#39;intermédiaire d&#39;un capteur intégré pour limiter la température de chauffage à ≤ 40 ° C, afin d&#39;éviter des dommages aux tissus. <img alt="Figure 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1.jpg" /> Figure 1. Expconfiguration erimental montrant une souris anesthésiée avec les membres postérieurs rasé. </li><li> Prenez l&#39;électrocardiographie (ECG) pour surveiller le rythme cardiaque comme un paramètre essentiel. Installez trois électrodes pour les enregistrements ECG comme suit: une électrode sous la peau de chaque patte avant et une électrode sous la peau dans la région du cou. </li><li> Électrodes Lieu d&#39;anneau utilisant un gel de contact pour la résistance de conductivité / transfert optimal. L&#39;électrode de détection (marqué en noir) est placé à la position où le muscle gastrocnémien a son diamètre maximal. L&#39;électrode de référence (indiqué en rouge) est placé juste en dessous de l&#39;électrode de détection. Note: S&#39;il vous plaît voir «Tableau des matériaux» pour les détails d&#39;équipement. </li><li> Marquez les positions correctes de mesure des distances prédéterminées mais cohérentes entre la stimulation proximale et distale du nerf sciatique et l&#39;électrode de plomb. Proposition expérimentale: À une distance de 4 mm de l&#39;électrode de détection, la stimulation distale aura lieu.Dans une distance de 16 mm à l&#39;électrode de détection, la stimulation proximale sera réalisée (figure 2). </li></ol><img alt="Figure 2" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2.jpg" /> Figure 2. D&#39;image représentative montrant la situation expérimentale juste avant le début des mesures. La flèche blanche indique la position du palpeur (noir) et de référence (rouge) à l&#39;électrode muscle jumeau de la patte arrière gauche. La stimulation par des électrodes à aiguille est réalisée à des positions définies par rapport à l&#39;électrode de détection noir. Le point de stimulation distale (marque noire avec &quot;ds&quot; à la patte arrière gauche) a une distance de 4 mm de l&#39;électrode de détection; le lieu de la stimulation proximale (marque noire &quot;ps&quot;) est de 16 mm de distance. La ligne rouge sur la patte postérieure droite montre l&#39;env<html> iMate trajet anatomique du nerf sciatique. En outre, les positions approximatives des muscles des pattes postérieures pertinents sont présentés comme points de repère. L&#39;astérisque indique la sonde thermique rectale. 2. Mesure <ol><li> Principe: Effectuez une série de stimulations nerveuses avec des impulsions carrés d&#39;ondes simples générés de façon répétitive de 0,1 msec par jetables 28 G électrodes aiguilles monopolaires (taux de répétition de 200 ms, voir la figure 3A). Pour l&#39;analyse des données hors de la ligne, il est recommandé d&#39;acquérir simultanément des signaux de stimulation neuromusculaire avec la courbe de réponse en fonction (Figure 3B) du fait de la stimulation du nerf. Moyenne d&#39;une série de réponses maximales («réponse de la fonction neuromusculaire représentant&quot;) pour une analyse ultérieure des données. Afin de produire des données fiables, fiche et au moins trois courbes plus tard moyennes indépendantes, optimales réponse par site de stimulation et animale. p_upload/51181/51181fig3highres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/51181/51181fig3.jpg &quot;/&gt; Figure 3. Procédure d&#39;acquisition de données et d&#39;analyse (présentation schématique). Impulsions générées sont appliquées répétitivement au nerf sciatique par l&#39;intermédiaire d&#39;électrodes à aiguille (rangée supérieure sur la figure 3A). Simultanément, plusieurs courbes de réponse neuromusculaire correspondantes sont enregistrées (rangée inférieure de la figure 3A). Lorsque la moyenne et agrandie, des courbes de réponse neuromusculaire due à des impulsions de stimulation (rangée supérieure sur la figure 3B) présentent les propriétés suivantes caractéristiques (rangée inférieure sur la figure 3B): Temps de latence de la réponse de signal ainsi que la durée et l&#39;amplitude du signal sont indiquées et peuvent être obtenu pour les calculs et les statistiques suivantes. Conduction du signal irrégulière et / ou enregistrements sous-optimaux aboutissent généralement à diverses déformations de signaux avec plus que juste une positive et une déviation négative ou déformation du signal(Forme bimodale) avec une amplitude réduite (figure 3C). </li><li> Effectuer une stimulation avec une électrode proximale de l&#39;aiguille à la position déterminée (&quot;ps&quot; sur la figure 2). <ol><li> Afin d&#39;obtenir les meilleures conditions d&#39;enregistrement avec des amplitudes maximales, de visualiser des courbes de réponse réels simultanés au processus de stimulation. En faisant cela, l&#39;expérimentateur est en mesure d&#39;évaluer immédiatement la forme de courbes de réponse ainsi que la taille de l&#39;amplitude. </li><li> Le cas échéant, un peu d&#39;attention et de manipuler la position et / ou l&#39;angle de l&#39;aiguille de stimulation par rapport au nerf sciatique. Cette optimisation douceur de conditions de stimulation permet d&#39;atteindre des amplitudes constantes avec la plus grande valeur possible, et une courbe de réponse typique de forme biphasique (figure 4). </li></ol></li><li> Effectuer une stimulation distale avec une électrode à aiguille en position déterminée (&quot;ds&quot; dans la figure 2). </li><li> Après des achèvementsn de la mesure, de transférer la souris testée à une cage séparée jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait repris conscience suffisante pour maintenir décubitus sternal. Ne pas laisser un animal sans surveillance, et en compagnie d&#39;autres animaux jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait totalement récupéré de l&#39;anesthésie. Administrer en temps opportun plus analgésiques à action pour la gestion de la douleur postopératoire. L&#39;administration systémique de médicaments anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) et les opioïdes sont recommandés pour 1-3 jours. </li><li> Sinon, sacrifier la souris encore anesthésiés de façon rapide et sans cruauté sans autre douleur pour l&#39;animal, par exemple par dislocation cervicale. </li></ol><img alt="Figure 4" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4.jpg" /> Figure 4. Illustration de déterminer les enregistrements CMAP avec des amplitudes maximales. Une série d&#39;inscription complète est présentée. (A </strong&gt;) point d&#39;insertion de la réponse de CMAP minime. (B) les résultats du mouvement de l&#39;aiguille légère de stimulation dans les enregistrements CMAP avec amplitudes maximales. (C) D&#39;autres changements dans le placement de l&#39;aiguille produisent enregistrements CMAP avec des amplitudes différentes, y compris près du maximum des amplitudes. (D) la stimulation de remplacement de l&#39;aiguille avec des enregistrements CMAP série d&#39;amplitudes quasi-maximales. Remarque: décroissance typique des amplitudes CMAP peut se produire lors de la stimulation répétitive à optimale site de stimulation 12, 13. Les astérisques indiquent les enregistrements CMAP avec des amplitudes maximales représentées pour la moyenne. 3. Analyse <ol><li> Extraire des paramètres de conduction nerveuse sur la base de l&#39;ensemble neuromusculaire représentant de réponse de la fonction de données en utilisant un logiciel approprié (par exemple AtisaPro). Note: S&#39;il vous plaît traiter détermination de données en fonction du temps avec un soin particulier car le point d&#39;inflexion de détermination composé action motrice potrentiel (CMAP) début et la fin peut être difficile. Une procédure avec une reproductibilité garantie est donnée à la figure 3B, où les tangentes sur des détournements de signal après le début et avant la fin sont utilisés. </li><li> Calculez «signal latence» et les valeurs «CMAP. <ol><li> Latence »représente le délai entre la stimulation et CMAP apparition, tandis que le laps de temps entre CAMP début de déviation initiale négative à parapher retour à la ligne de base est appelé« durée CMAP. Utiliser la différence entre les latences distales et proximales pour calculer la vitesse de conduction en même temps que la distance entre les sites de stimulation distale et proximale. = vitesse de conduction de latence / distance entre les sites de stimulation </li><li> CMAP &#39;(composé potentiel d&#39;action du moteur) amplitude représente l&#39;amplitude entre le point positif et négatif maximum de redressement du signal CMAP (donnée en mV). CMAP = valeur &quot;point de retournement positif» - valeur «négative redressement point &#39; </li></ol></li></ol>

<ol><li>Kimura, J. 3rd ed. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKimura%2C+J+%22Electrodiagnosis+in+Diseases+of+Nerve+and+Muscle%22">Electrodiagnosis in Diseases of Nerve and Muscle</a>. , Oxford University Press. (2001).</li>
<li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+temperature+on+neuromuscular+electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Effects of temperature on neuromuscular electrophysiology.</a> Muscle Nerve. 24, 867-882 (2001).</li>
<li>Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dorsal+caudal+tail+and+sciatic+motor+nerve+conduction+studies+in+adult+mice%3A+technical+aspects+and+normative+data%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data.</a> Muscle Nerve. 41, 850-856 (2010).</li>
<li>Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+abnormalities+in+P0-deficient+mice+resemble+human+hereditary+neuropathies+linked+to+P0+gene+mutations%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations.</a> Muscle Nerve. 19, 946-952 (1996).</li>
<li>Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+between+axonal+and+demyelinating+neuropathies%3A+identical+segments+recorded+from+proximal+and+distal+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles.</a> Muscle Nerve. 18, 402-408 (1995).</li>
<li>Pareyson, D., Scaioli, V., Laura, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+and+electrophysiological+aspects+of+Charcot-Marie-Tooth+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromol.+Med%22%5BJournal%5D)">Clinical and electrophysiological aspects of Charcot-Marie-Tooth disease.</a> Neuromol. Med. 8, 3-22 (2006).</li>
<li>Schulz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Merlin+isoform+2+in+neurofibromatosis+type+2-associated+polyneuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Merlin isoform 2 in neurofibromatosis type 2-associated polyneuropathy.</a> Nat. Neurosci. 16, 426-433 (2013).</li>
<li>Lamontagne, A., Buchthal, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+studies+in+diabetic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurol.+Neurosurg.+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological studies in diabetic neuropathy.</a> J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 33, 442-452 (1970).</li>
<li>Andersen, H., Nielsen, J. F., Nielsen, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inability+of+insulin+to+maintain+normal+nerve+function+during+high-frequency+stimulation+in+diabetic+rat+tail+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Inability of insulin to maintain normal nerve function during high-frequency stimulation in diabetic rat tail nerves.</a> Muscle Nerve. 17, 80-84 (1994).</li>
<li>Magda, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+electrodiagnostic+abnormalities+and+criteria+in+a+cohort+of+patients+with+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Comparison of electrodiagnostic abnormalities and criteria in a cohort of patients with chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch. Neurol. 60, 1755-1759 (2003).</li>
<li>Lindberg, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+neuropathy+in+porphobilinogen+deaminase-deficient+mice+imitates+the+peripheral+neuropathy+of+human+acute+porphyria%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Motor neuropathy in porphobilinogen deaminase-deficient mice imitates the peripheral neuropathy of human acute porphyria.</a> J. Clin. Invest. 103, 1127-1134 (1999).</li>
<li>Massey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electromyography+in+disorders+of+neuromuscular+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22Sem.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Electromyography in disorders of neuromuscular transmission.</a> Sem. Neurol. 10, 6-11 (1990).</li>
<li>Stalberg, E., Falck, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+electromyography+in+neurology%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr.+Clin.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The role of electromyography in neurology.</a> Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 103, 579-598 (1997).</li>
<li>Osuchowski, M. F., Teener, J., Remick, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+model+of+sciatic+nerve+conduction+in+healthy+and+septic+mice%3A+reliability+and+normative+data%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Noninvasive model of sciatic nerve conduction in healthy and septic mice: reliability and normative data.</a> Muscle Nerve. 40, 610-616 (2009).</li>
<li>Oh, S. S., Hayes, J. M., Sims-Robinson, C., Sullivan, K. A., Feldman, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+anesthesia+on+measures+of+nerve+conduction+velocity+in+male+C57Bl6%2FJ+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Lett%22%5BJournal%5D)">The effects of anesthesia on measures of nerve conduction velocity in male C57Bl6/J mice.</a> Neurosci. Lett. 483, 127-131 (2010).</li>
<li>Dilley, A., Lynn, B., Pang, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pressure+and+stretch+mechanosensitivity+of+peripheral+nerve+fibres+following+local+inflammation+of+the+nerve+trunk%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Pressure and stretch mechanosensitivity of peripheral nerve fibres following local inflammation of the nerve trunk.</a> Pain. 117, 462-472 (2005).</li>
<li>Vleggeert-Lankamp, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiology+and+morphometry+of+the+alpha-+and+beta-fiber+populations+in+the+normal+and+regenerating+rat+sciatic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiology and morphometry of the alpha- and beta-fiber populations in the normal and regenerating rat sciatic nerve.</a> Exp. Neurol. 187, 337-349 (2004).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Le protocole décrit fournit une méthode simple et fiable pour déterminer nerf sciatique propriétés de conduction sur des souris anesthésiée sans la nécessité d&#39;exposer le nerf d&#39;intérêt. Néanmoins, cette procédure expérimentale provoque des lésions du tissu par ponction à l&#39;aiguille. Il est donc raisonnable d&#39;une option de sacrifier les animaux après la fin des enregistrements. Cependant, par rapport à d&#39;autres procédures plus invasives, qui nécessitent l&#39;exposition du nerf avant enregistrements,...

Mesures électrophysiologiques sont un outil indispensable pour étudier l&#39;intégrité fonctionnelle des nerfs périphériques dans des environnements cliniques et de laboratoire. Chez l&#39;homme, un grand nombre de troubles neuromusculaires et des neuropathies diagnostic repose sur des mesures électrophysiologiques. En mesurant les propriétés nerveuses que la vitesse de conduction et l&#39;amplitude possibles du signal, il est possible de caractériser l&#39;origine grossière de maladies des nerfs périphériques. La vitesse de conduction nerveuse est très dépendante de propagation de signal rapide est activée par la myélinisation. Par conséquent, les processus de démyélinisation montrent généralement diminué la vitesse de conduction 4. Le potentiel d&#39;action composé de moteur (CMAP) - en corrélation avec le nombre d&#39;axones fonctionnels - est un indicateur de lésions axonales quand considérablement réduit 5. Ainsi, au moyen de procédés électrophysiologiques l&#39;étiologie de la lésion des nerfs périphériquespeut être discriminé, comme par neuropathies héréditaires, la neuropathie diabétique 6,7 8,9, polyneuropathies inflammatoires chroniques démyélinisantes (CIDP), 10 ou des neuropathies métaboliques 11. Normalement, dans l&#39;application humaine des enregistrements non invasifs sur le nerf saphène ou ulnaire sont préférés. Chez la souris, il est facile d&#39;analyser les propriétés nerveuses du nerf sciatique, le plus grand nerf du système nerveux périphérique (SNP) contenant à la fois grand - et les axones de petit calibre du système moteur et sensoriel. La procédure comme l&#39;a démontré ici est une méthode rapide, simple et fiable de mesurer toutes les valeurs standards pertinents pour électrophysiologie sur les nerfs périphériques chez la souris intacte. En prenant des enregistrements à partir d&#39;un organisme préservé, les conditions physiologiques de l&#39;environnement de nerf sont garantis.

<table><tbody><tr><td>Électrodes à aiguille concentrique (stimulation)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, USA</td><td>9013S0901</td><td></td></tr><tr><td>Électrodes annulaires numériques (enregistrement)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, USA</td><td>9013S0302</td><td></td></tr><tr><td>ToM - Tower of Measurement (convertisseur A/N)</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AtisaPro, logiciel d’acquisition et d’analyse de données</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HSE-stimulator T</td><td>Hugo Sachs Elektronik, Hugstetten, Allemagne</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

en vivo mesures électrophysiologiques sur les nerfs sciatiques souris

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Les études électrophysiologiques permettent une classification rationnelle des diverses maladies neuromusculaires et sont de l&#39;aide, ainsi que des techniques neuropathologiques, dans la compréhension de la physiopathologie sous-jacente 1. Nous décrivons ici une méthode pour réaliser des études électrophysiologiques sur les nerfs sciatiques de souris in vivo. Les animaux sont anesthésiés avec de l&#39;isoflurane, afin d&#39;assurer une analgésie pour les souris testées et perturbées environnement de travail au cours des mesures qui ont environ 30 min / animal. A température constante de 37 ° C est maintenue par une plaque de chauffage et de mesure en continu par une sonde thermo rectale 2. En outre, un électrocardiogramme (ECG) est régulièrement enregistré au cours des mesures afin de surveiller en permanence l&#39;état physiologique des animaux étudiés. Des enregistrements électrophysiologiques sont effectués sur le nerf sciatique, le plus grand nerf de ee système nerveux périphérique (SNP), en fournissant le membre postérieur de la souris avec des faisceaux de fibres à la fois motrices et sensorielles. Dans notre protocole, les nerfs sciatiques rester in situ et par conséquent n&#39;ont pas besoin d&#39;être extrait ou exposé, ce qui permet des mesures sans aucune irritation des nerfs indésirables avec des enregistrements réels. En utilisant des électrodes à aiguilles appropriées 3, nous effectuons tous les deux proximale et distale stimulations nerveuses, l&#39;enregistrement des potentiels transmises avec des électrodes de détection à muscles jumeaux. Après traitement des données, fiable et valeurs très cohérentes pour la vitesse de conduction nerveuse (NCV) et le composé potentiel d&#39;action du moteur (CMAP), les paramètres clés pour la quantification de fonctionnement brut de nerf périphérique, peuvent être atteints.

<html> Nous avons effectué une série de mesures électrophysiologiques in vivo sur les nerfs sciatiques de 12 souris au total pour cette étude: 6 animaux de chaque sexe. Les mesures ont été réalisées avec le protocole présenté et livrés aux résultats suivants: Les deux souris mâles et femelles présentent une vitesse sciatique moyen de conduction nerveuse de l&#39;ordre de 20 m / sec (figure 5). Ceci est cohérent avec d&#39;autres mesures dans la littérature. En outre,...

Les mesures de propriétés de conduction nerveuses in vivo illustrent un outil puissant pour caractériser différents modèles animaux de maladies neuromusculaires. Ici, nous présentons un protocole simple et fiable qui analyse électrophysiologique sur les nerfs sciatiques des souris anesthésiées peut être effectuée.

En Vivo mesures électrophysiologiques sur les nerfs sciatiques souris

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

L'objectif général de cette méthode est de déterminer les principales propriétés de conduction nerveuse sur les nerfs SCIC de souris vivantes. La souris à tester est placée sur le ventre. Veuillez tenir compte du fait que vous devez être familier avec l'anatomie du nerf SCIC, indiqué ici en bleu ; les électrodes de détection, indiquées en noir, sont installées à un endroit où le muscle gastrocnémien présente son diamètre maximal.Les électrodes de référence indiquées en rouge sont simplement placées sous les électrodes de détection. Il faut maintenant marquer le point de stimulation distale. Nous avons choisi arbitrairement une distance définie et constante de quatre millimètres.Le site de stimulation proximale se situe à une distance de 16 millimètres par rapport à l'électrode de détection. Cela signifie que nous avons un espace de exactement 12 millimètres entre les points de stimulation proximale et distale du nerf STIC. La stimulation à l'aide des électrodes en aiguille est ensuite réalisée d'abord au site de stimulation proximale, puis à la position de stimulation distale.Bonjour, je m'appelle Alexander Schultz. Je travaille à l'Institut Ance pour la recherche en H à Gina, en Allemagne, sous la supervision de la Dre Helen Morrison. En collaboration avec le professeur Reinhard Power de l'Institut de biologie cellulaire moléculaire de l'hôpital universitaire de Gina, nous avons mis au point une méthode nous permettant d'effectuer des mesures électrophysiologiques sur les nerfs crâniens de souris vivantes.Ces enregistrements constituent un outil puissant utilisé pour caractériser les modèles murins de maladies neuromusculaires. Commençons donc. Voici l'équipement dont vous auriez besoin pour effectuer les mesures.Trois électrodes en aiguille pour les enregistrements ECG. Une électrode en aiguille pour la stimulation, des électrodes annulaires pour la détection, et comme référence un cheveu, retirez la crème, un rasoir électrique, une plaque chauffante à commande rétroactive, une sonde thermique Recal, un embout pour souris destiné à l'anesthésie et du gel de contact. Les souris sont anesthésiées par inhalation continue d'isoflurane pour l'induction de l'anesthésie.Nous avons appliqué 3 % d'isoflurane dans de l'oxygène à cent pour cent. Par la suite, au cours des mesures, il suffit de travailler avec 2 % d'isoflurane dans de l'oxygène à cent pour cent. Afin de réduire la résistance cutanée pendant les mesures, nous retirons complètement le pelage des membres postérieurs des souris testées.Cela est réalisé à l’aide d’un rasoir électrique. En outre, nous utilisons une crème dépilatoire disponible dans le commerce. À la fin, la crème est entièrement retirée et la peau est nettoyée à l’aide d’éthanol à 70 %.À l'étape suivante, nous installons trois électrodes pour les enregistrements de l'ECG : une électrode sous la peau de chaque membre postérieur et une électrode sous la peau au niveau de la région du cou. L'enregistrement de l'ECG pendant les mesures permet de surveiller au moins un paramètre vital. Les deux membres postérieurs sont fixés au sol à l’aide de ruban adhésif après un positionnement approximatif des électrodes annulaires.Pour une conductivité du signal optimale, nous utilisons un gel de contact réduisant la résistance de transfert entre la peau et les électrodes annulaires. Les électrodes de détection marquées en noir sont placées à l'endroit où le muscle jumeau présente son diamètre maximal. Les électrodes de référence indiquées en rouge sont placées juste en dessous des électrodes de détection.Ensuite, les positions exactes pour la stimulation du nerf sciatique sont définies et marquées à une distance de quatre millimètres par rapport aux électrodes de détection. La stimulation distale aura lieu à une distance de 16 millimètres des électrodes de détection. La stimulation proximale sera effectuée ici.Ici, vous voyez l'interface utilisateur d'un programme d'acquisition et d'analyse de données. Sur la première ligne, l'enregistrement de l'ECG est visualisé. Sur la deuxième ligne.Vous pouvez observer les impulsions répétitives provenant du stimulateur. Sur la troisième ligne, les signaux de réponse détectés par l'électrode de détection apparaîtront avec une fréquence d'échantillonnage de 50 kilohertz. Nous pouvons maintenant commencer les enregistrements réels.L'aiguille de stimulation est d'abord injectée au niveau de la position de stimulation proximale. Le positionnement correct de l'aiguille, ou plus précisément, la stimulation adéquate du nerf STIC, peut être surveillé par une réponse musculaire appropriée en aval du nerf STIC. Au niveau des électrodes de détection, les signaux captés par les électrodes de détection sont visualisés dans l'interface utilisateur.Simultanément, veuillez essayer d'obtenir des courbes de réponse biphasiques claires présentant une amplitude maximale constante. Ensuite, la stimulation distale est réalisée de la même manière. Dans le coin supérieur gauche, vous pouvez voir les enregistrements simultanés provenant des électrodes fixes dans l'interface utilisateur.Dans la rang&eacute;e sup&eacute;rieure, vous voyez une image repr&eacute;sentative d'une impulsion unique en onde carr&eacute;e de 0,1 milliseconde de dur&eacute;e, qui est appliqu&eacute;e par les &eacute;lectrodes aiguilles de stimulation toutes les 200 millisecondes. Dans la rang&eacute;e inf&eacute;rieure, on pr&eacute;sente la courbe correspondante de r&eacute;ponse neuromusculaire. L'analyse des donn&eacute;es comprend la d&eacute;termination de la latence et de l'amplitude des signaux enregistr&eacute;s. &Agrave; cet effet, il est recommand&eacute; de faire la moyenne de plusieurs courbes de r&eacute;ponse provenant d'un m&ecirc;me site de stimulation.La latence du signal correspond au temps écoulé entre le début de la stimulation et le début de la courbe de réponse. Ou plus précisément, le point d'inflexion de celle-ci. La différence de temps entre les latences après une stimulation proximale et distale permet désormais de calculer la vitesse de conduction nerveuse. À cette fin, vous devez également connaître la distance spatiale entre la stimulation proximale et distale, dans notre cas 12 millimètres.En outre, l'amplitude de la courbe de réponse peut être quantifiée afin de déterminer le potentiel d'action moteur composé. Ce dernier représente l'amplitude entre les points extrêmes positif et négatif du signal. Pour certaines applications, il peut également être utile de mesurer la durée de l'amplitude du signal, allant du premier point d'inflexion au dernier de la courbe de réponse.La vitesse de conduction nerveuse dépend fortement d'une propagation rapide du signal permise par la myélinisation. Par conséquent, les maladies démyélinisantes présentent généralement des vitesses de conduction diminuées. Le potentiel d'action moteur composé, corrélé au nombre d'axones fonctionnels et de jonctions neuromusculaires, constitue un indicateur de lésion axonale lorsqu'il est significativement réduit.Nous venons de vous montrer une méthode simple et fiable pour déterminer les principales propriétés de conduction nerveuse chez la souris. Lorsque vous effectuez cette procédure, il est très important de réduire la résistance cutanée par une épilation complète et un nettoyage soigneux de la peau. Vous pourrez alors enregistrer des signaux avec un rapport signal sur bruit optimal.En outre, il est important d'identifier la réponse maximale au stimulus pour une acquisition adéquate des données. Cela peut être obtenu par un déplacement doux de l'aiguille de stimulation, de manière à détecter des courbes de réponse biphasiques. Merci d'avoir regardé et bonne chance avec vos expériences.

in-vivo-electrophysiological-measurements-on-mouse-sciatic-nerves

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Cette vidéo présente une technique in vivo de mesure du potentiel d’action musculaire composé (CMAP) chez la souris. Il décrit les étapes de mise en place des électrodes, de stimulation des neurones des membres antérieurs qui innervent les fibres musculaires et d’enregistrement des réponses musculaires. La technique évalue la démyélinisation neuronale et la perte de neurones fonctionnels.

Mesure des potentiels d’action musculaire composés dans les muscles des membres antérieurs de souris in vivo

Cette vidéo montre la procédure d’enregistrement du potentiel d’action musculaire composé (CMAP) chez le rat en appliquant des stimuli électriques au nerf cubital, en ajustant les électrodes pour un signal optimal et en augmentant la stimulation pour évaluer la fonctionnalité nerveuse. Cette méthode permet d’étudier in vivo les fonctions nerveuses périphériques dans les troubles neurologiques.

Mesure in vivo du potentiel d’action musculaire composé chez un rat

Cette vidéo montre un enregistrement à fibre unique de la conduction nerveuse de la fibre C chez le rat. Un rat anesthésié est incisé pour exposer le nerf sciatique, qui fournit l’alimentation sensorielle et motrice des membres inférieurs. Les fibres C individuelles sont ensuite exposées. La stimulation électrique est fournie à l’aide d’électrodes de stimulation implantées dans le pied, et une réponse est enregistrée à partir d’une seule fibre nerveuse.

Enregistrement in vivo d’une seule fibre du nerf sciatique C chez le rat

Source : Shannonhouse, J., et al. Imagerie calcique in vivo Imagerie calcique d’ensembles neuronaux dans des réseaux de neurones sensoriels primaires dans des ganglions de la racine dorsale intacts. J. Vis. Exp. (2023). La vidéo fait la démonstration d’une technique d’imagerie calcique in vivo pour surveiller l’activité neuronale dans les ganglions de la racine dorsale (DRG) d’une souris transgénique. Les neurones DRG expriment un indicateur de calcium qui augmente l’intensité de la...

Imagerie calcique in vivo d’ensembles neuronaux dans les ganglions intacts de la racine dorsale d’une souris

GABAergique inhibition présynaptique est un mécanisme inhibiteur puissant de la moelle épinière et le moteur important pour l'intégration du signal sensoriel dans les réseaux de la moelle épinière. Sous-jacent afférent primaire dépolarisation peut être mesurée par l'enregistrement des potentiels de la racine dorsale (DRP). Ici, nous démontrons une méthode d'enregistrement de DRP in vivo chez la souris.

Mesure vertébrale présynaptique inhibition chez la souris par la racine dorsale enregistrement potentiel<em&gt; In Vivo</em

Les nerfs afférents mésentériques transmettent des informations du tractus gastro-intestinal vers le cerveau concernant l’homéostasie normale ainsi que la physiopathologie. L’activité nerveuse afférente gastro-intestinale peut être évaluée en montant des segments intestinaux isolés avec des nerfs afférents attachés dans un bain d’organe, en isolant le nerf et en évaluant l’activité basale et stimulée.

In vitro Enregistrement de mésentérique Afférent activité nerveuse chez la souris jéjunale et Segments colique

Techniques de l’excitabilité axonale fournissent un outil puissant pour étudier la physiopathologie et les changements biophysiques qui précèdent les événements dégénératives irréversibles. Ce manuscrit illustre l’utilisation de ces techniques sur le nerf cubital de rats anesthésiés.

In Vivo Mesures électrophysiologiques du nerf cubital Rat avec test d’excitabilité axonale

La mesure de la conduction nerveuse est un outil utile pour évaluer les modèles murins de la neurodégénérescence, mais il est fréquemment appliqué seulement pour stimuler le nerf sciatique dans les membres postérieurs. Nous décrivons ici une technique pour mesurer les composés muscle potentiel d’action (CMAP) in vivo dans les muscles des membres antérieurs de souris innervés par le plexus brachial.

In Vivo Électrophysiologique mesure du potentiel d’Action musculaire composé de membres antérieurs dans des modèles murins de la dégénérescence des motoneurones

L'enregistrement à fibre unique est une technique électrophysiologique efficace qui s'applique aux systèmes nerveux central et périphérique. Avec la préparation du DRG intact avec le nerf sciatique attaché, le mécanisme de l'échec de conduction est examiné. Les deux protocoles améliorent la compréhension de la relation du système nerveux périphérique avec la douleur.

Utilisation de l'enregistrement in vivo à fibre unique et du ganglion de racine dorsal intact avec le nerf sciatique attaché pour examiner le mécanisme de l'échec de conduction

L’évaluation clinique de la spasticité basée sur le réflexe de Hoffmann (réflexe H) et utilisant la stimulation électrique des nerfs périphériques est une méthode établie. Ici, nous fournissons un protocole pour une stimulation nerveuse terminale et directe pour la quantification du réflexe H dans la patte avant de la souris.

Mesures terminales du réflexe H chez la souris

Cet article explique comment effectuer une myographie d’impédance électrique in vivo (à l’aide de réseaux d’électrodes de surface et à aiguilles) et ex vivo (à l’aide d’une cellule diélectrique) sur le muscle gastrocnémien du rongeur. Il démontrera la technique chez les souris et les rats et détaillera les modifications disponibles (c.-à-d. animaux obèses, petits).

Réalisation de myographie d’impédance électrique in vivo et ex vivo chez les rongeurs

Découvrez les mesures électrophysiologiques in vivo sur les nerfs sciatiques de souris anesthésiées. Cette méthode permet d'analyser les propriétés de conduction nerveuse dans les modèles animaux de maladies neuromusculaires.

En Vivo mesures électrophysiologiques sur les nerfs sciatiques souris

Explorer plus de vidéos