Name: In Vivo transfection de siRNA et Gene Knockdown dans la moelle épinière via rapide non invasive lombaire intrathécale injections chez des souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-03-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 24 s
Description: Découvrez une technique rapide de transfection de siRNA dans la moelle épinière lombaire de souris par injection intrathécale. Cette méthode permet un knockdown génique efficace pour la recherche en neurosciences.

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Toutes les procédures d&#39;utilisation des animaux soient conformes aux lignes directrices éthiques fixées par l&#39;organe local (Regierungspräsidium de Karlsruhe, Karlsruhe, Allemagne). Une. Préparation de siRNA / PEI complexe La solution complexe siRNA / PEI est préparé en utilisant les instructions du fabricant comme suit: <ol><li> Solution A: Diluer la quantité souhaitée de siRNA avec de l&#39;eau stérile (si nécessaire) jusqu&#39;à un quart du volume final et on dilue davantage avec une solution de glucose à 10% jusqu&#39;à la moitié du volume final. Vortex doucement ou mélanger par pipetage de haut en bas. La quantité optimale de siRNA doit être déterminée de manière empirique mais 1 pg siRNA dans 10 ul solution complexe par animal est un bon point de départ pour l&#39;optimisation. </li><li> Solution B: On dilue le volume nécessaire de PEI réactif avec de l&#39;eau stérile jusqu&#39;à un quart du volume final et on dilue davantage avec une solution de glucose à 10% jusqu&#39;à la moitié du volume final. Vortex gently ou mélanger par pipetage de haut en bas. Note: la quantité de réactif PEI détermine l&#39;équilibre ionique dans le complexe qui influence l&#39;efficacité de la transfection. De même, la quantité optimale de solution de PEI doit être déterminée de façon empirique. Dans nos mains, la quantité optimale est de 0,12 pi de solution de PEI pour 1 ug siRNA. </li><li> Mélanger la solution A avec la solution B à la fois, vortex doucement. </li><li> Incuber la solution mélangée pendant 15 minutes à température ambiante avant utilisation. Ce complexe est stable pendant 2 heures à température ambiante et pendant 24 heures à 4 ° C. </li></ol> 2. Injection intrathécale <ol><li> Anesthésier la souris avec 3% d&#39;isoflurane, jusqu&#39;à ce qu&#39;il ne montre aucun signe de réflexe de redressement. En outre, vérifiez la queue et / ou patte pincée réflexe pour assurer en outre l&#39;état de l&#39;anesthésie. </li><li> Raser environ 2 cm 2 de fourrure à l&#39;extrémité postérieure de l&#39;animal près de la base de la queue afin de faciliter une meilleure visualisation lors de l&#39;insertion de l&#39;aiguille. </li><li> Placez la souris dansun cône de nez pour une administration de l&#39;isoflurane poursuivie au cours de la procédure, de réduire le isoflurane à 1,5%, et couvre les yeux de la souris avec lubrifiant oculaire. </li><li> Préparer le prêt à utiliser siRNA solution mixte en utilisant une seringue Hamilton de 25 ul attaché à un 30 G 0,5 à aiguille. </li><li> Localiser l&#39;apophyse épineuse de la L6, qui devrait être le plus important un le et fixer la colonne de vertébré autour de cette zone en appuyant doucement. </li><li> Insérez délicatement l&#39;aiguille entre la gorge de L5 et L6 vertèbres et observer une queue film que ce signe indique une entrée réussie de l&#39;aiguille dans l&#39;espace intradural. Astuce: Utilisation de l&#39;ongle, on devrait être en mesure de localiser la gorge ainsi. </li><li> Une fois la queue film est observé, immédiatement, mais attention, fixer la position de l&#39;aiguille d&#39;une main et injecter le volume souhaité de la substance avec l&#39;autre main lentement. Astuce: un volume compris entre 5-10 est ul optimale en volume inférieur à 5 et# 181; l est peu fiable et un volume plus grand que 10 pi conduit à trop de pression. </li><li> Une fois l&#39;injection est effectuée, déplacez la souris vers la cage pour remettre de l&#39;anesthésie. </li><li> Répéter cette injection au moins deux fois plus toutes les 24 h pour obtenir la sous-régulation optimale du gène ciblé. </li></ol>

<ol><li>Hylden, J. L., Wilcox, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrathecal+morphine+in+mice%3A+a+new+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Intrathecal morphine in mice: a new technique.</a> Eur. J. Pharmacol. 67, 313-316 (1980).</li>
<li>Stokes, J. A., Corr, M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+tactile+allodynia+following+intrathecal+puncture+in+mouse%3A+contributions+of+Toll-like+receptor+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Lett%22%5BJournal%5D)">Transient tactile allodynia following intrathecal puncture in mouse: contributions of Toll-like receptor signaling.</a> Neurosci. Lett. 504, 215-218 (2011).</li>
<li>Goula, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polyethylenimine-based+intravenous+delivery+of+transgenes+to+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Polyethylenimine-based intravenous delivery of transgenes to mouse lung.</a> Gene Ther. , 1291-1295 (1998).</li>
<li>Fairbanks, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+delivery+of+analgesics+in+experimental+models+of+pain+and+analgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Drug.+Deliv.+Rev%22%5BJournal%5D)">Spinal delivery of analgesics in experimental models of pain and analgesia.</a> Adv. Drug. Deliv. Rev. 55, 1007-1041 (2003).</li>
<li>Hohmann, A. G., Tsou, K., Walker, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cannabinoid+modulation+of+wide+dynamic+range+neurons+in+the+lumbar+dorsal+horn+of+the+rat+by+spinally+administered+WIN55%2C212-2%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Lett%22%5BJournal%5D)">Cannabinoid modulation of wide dynamic range neurons in the lumbar dorsal horn of the rat by spinally administered WIN55,212-2.</a> Neurosci. Lett. 257, 119-122 (1998).</li>
<li>Song, Z. H., Takemori, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Involvement+of+spinal+kappa+opioid+receptors+in+the+antinociception+produced+by+intrathecally+administered+corticotropin-releasing+factor+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Involvement of spinal kappa opioid receptors in the antinociception produced by intrathecally administered corticotropin-releasing factor in mice.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 254, 363-368 (1990).</li>
<li>Trang, T., Sutak, M., Jhamandas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Involvement+of+cannabinoid+%28CB1%29-receptors+in+the+development+and+maintenance+of+opioid+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Involvement of cannabinoid (CB1)-receptors in the development and maintenance of opioid tolerance.</a> Neuroscience. , 1275-1288 (2007).</li>
<li>Yaksh, T. L., Rudy, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+catheterization+of+the+spinal+subarachnoid+space%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">Chronic catheterization of the spinal subarachnoid space.</a> Physiol. Behav. 17, 1031-1036 (1976).</li>
<li>Tappe, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+scaffolding+protein+Homer1a+protects+against+chronic+inflammatory+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">Synaptic scaffolding protein Homer1a protects against chronic inflammatory pain.</a> Nat. Med. , 677-681 (2006).</li>
<li>Bourinet, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silencing+of+the+Cav3.2+T-type+calcium+channel+gene+in+sensory+neurons+demonstrates+its+major+role+in+nociception%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Silencing of the Cav3.2 T-type calcium channel gene in sensory neurons demonstrates its major role in nociception.</a> EMBO J. 24, 315-324 (2005).</li>
<li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+transfer+to+dorsal+root+ganglia+by+intrathecal+injection%3A+effects+on+regeneration+of+peripheral+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">Gene transfer to dorsal root ganglia by intrathecal injection: effects on regeneration of peripheral nerves.</a> Mol. Ther. 12, 314-320 (2005).</li>
<li>Wigdor, S., Wilcox, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+and+systemic+morphine-induced+antinociception+in+mice%3A+contribution+of+descending+serotonergic+and+noradrenergic+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Central and systemic morphine-induced antinociception in mice: contribution of descending serotonergic and noradrenergic pathways.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 242, 90-95 (1987).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent aucun intérêt financier concurrents.

Ainsi, la technique décrite ci-dessus des injections intrathécales de seringues est efficace, rapide, précisément localisée, et non destructif. Techniquement, l&#39;aspect le plus critique de cette procédure est le point d&#39;insertion de l&#39;aiguille dans la gorge. Il est essentiel que cette procédure se fait avec les mains et la patience très calme. Comme de nombreuses procédures chirurgicales, la formation améliore la vitesse d&#39;injection réussie. Cela est également important, car lors d&#39;une expérience réel...

La moelle épinière est un centre très important dans une variété de processus biologiques clés et les fonctions physiologiques, y compris le traitement et la transmission des entrées douloureuses (nociceptives) 4-7. Diverses techniques expérimentales ont été développées pour faciliter la modulation pharmacologique de la moelle épinière, par exemple une implantation chronique de cathéter intrathécal 8, la moelle épinière de la micro-injection et l&#39;injection intrathécale de l&#39;aiguille 9. Chaque technique a ses avantages et ses inconvénients, et selon le paradigme d&#39;une expérience technique pourrait être plus appropriés que les autres. Considérant que l&#39;implantation chronique de cathéter intrathécal est facilement réalisable chez le rat, ce procédé est très difficile dans la souris, étant donné les restrictions de taille. Le taux de réussite est très faible et des déficits moteurs se produit souvent en raison de la présence encombrante d&#39;un cathéter dans l&#39;espace sous-dural sévèrement limitée dans la souris. Par ailleurs, la livraison à long terme de médicaments est rendu en raison de la coagulation fréquentesdes cathéters implantés de façon chronique. Enfin, les réactions immunitaires sont fréquentes. Ces problèmes peuvent être contournés en utilisant le procédé de l&#39;injection intrathécale aiguë par une aiguille en l&#39;absence d&#39;un cathéter preimplanted, ce qui permet une application rapide et anatomiquement limité de médicaments et de réactifs de la moelle épinière chez les souris. Cette méthode conserve tous les avantages de intrathécale sur d&#39;autres voies d&#39;administration systémiques (par exemple, orale, intraveineuse, intrapéritonéale, etc), tels que la spécificité de la modulation de la moelle, ce qui permet des doses réduites et les effets secondaires de fin de course, ainsi que la capacité à délivrer des substances ne normalement ne pas traverser la barrière hémato-encéphalique depuis lors de l&#39;injection intrathécale, l&#39;aiguille est insérée entre la dure-mère et la moelle épinière. Fait important, toutefois, par rapport à d&#39;autres méthodes d&#39;administration intrathécale, le procédé d&#39;injection de l&#39;aiguille par voie intrathécale est la moins invasive, ce qui permet de nombreuses applications dans l&#39;même animal sans causer de dommages aux tissus considérable ou évoquant la réaction immunitaire en raison de l&#39;implantation de matériel étranger. Cependant, il nécessite des compétences techniques pour un ciblage très précis de l&#39;aiguille pour permettre l&#39;efficacité. Ici, nous démontrons visuellement la méthode pour atteindre un taux optimal de réussite pour cibler spécifiquement la moelle épinière lombaire. Le site d&#39;injection qui est choisie dans cette expérience est de la rainure entre L5 et L6 colonne vertébré, à proximité de l&#39;endroit où se termine la moelle épinière, de réduire au minimum le risque d&#39;endommager la colonne vertébrale. En outre, nous démontrons l&#39;utilisation de cette technique pour abattre des gènes dans la moelle épinière en utilisant des siRNA.

<table><tbody><tr><td>In Vivo-jetPEI</td><td>Polyplus</td><td>201-10G</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>WAVE1 siRNA</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-36832</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Témoin siRNA-A</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-37007</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Anticorps anti-&szlig ;-tubuline III</td><td>Sigma</td><td>T2200</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Anticorps anti-WAVE1</td><td>R& D Systems</td><td>AF5514</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Colorant vert rapide</td><td>Sigma</td><td>F-7252</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Baxter</td><td></td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Isoflurane setup</td><td>Dr&auml ; ger L&uuml ; beck</td><td></td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Rasoir</td><td>Wella</td><td></td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Seringue Hamilton Gastight 1702</td><td>Hamilton</td><td></td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>30 G 1/2 po 13 mm Aiguille</td><td>BD Microlance</td><td>304000</td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Microscope Leica MS5</td><td>Leica</td><td></td><td>&nbsp ;</td></tr><tr><td>Amorce frontale WAVE1 pour qRT-PCR</td><td>Sigma</td><td></td><td>cacagagcctcaggcagg</td></tr><tr><td>Amorce inversée WAVE1 pour qRT-PCR</td><td>Sigma</td><td></td><td>cttttcaccaacggcatctt</td></tr><tr><td>FastStart Essential DNA Green Master</td><td>Roche</td><td>6402712001</td><td>&nbsp ;</td></tr></tbody></table>

in vivo transfection de sirna et gene knockdown dans la moelle épinière via rapide non invasive lombaire intrathécale injections chez des souris

In Vivo SiRNA Transfection and Gene Knockdown in Spinal Cord via Rapid Noninvasive Lumbar Intrathecal Injections in Mice

Ce rapport décrit un guide étape par étape pour la technique des injections de seringues intrathécales aigus de manière non invasive, c&#39;est à dire indépendant du cathéter implantation. La limitation de cette technique réside dans la technique chirurgicale de la finesse des aiguilles. L&#39;injection est rapide, en particulier pour un expérimentateur formé, et étant donné que la perturbation de tissu avec cette technique est minime, des injections répétées sont possibles; réaction en outre à l&#39;abri des outils étrangers (. Par exemple de cathéter) ne se produit pas, ce qui donne une meilleure et plus précise read out de modulation de la moelle épinière. Etant donné que l&#39;application de la substance est largement limitée à la région cible de la moelle épinière, les médicaments n&#39;ont pas besoin d&#39;être appliqué à des doses importantes, et des effets plus important non désirés sur d&#39;autres tissus, comme observé avec une administration systémique, peuvent être contournées 1, 2. Par ailleurs, on combine cette technique avec la transfection in vivo d&#39;acides nucléiques à l&#39;aide d&#39;polyethylenimine (PEI) réactif 3, qui fournit grande polyvalence pour l&#39;étude des fonctions de la colonne vertébrale par l&#39;intermédiaire de l&#39;administration d&#39;agents pharmacologiques, ainsi que le gène, l&#39;ARN, et des modulateurs de protéine.

Afin d&#39;illustrer une injection réussie, nous avons réalisé cette technique en utilisant rapide colorant vert FCF chez les souris C57BL6 adultes (8-10 semaines d&#39;âge). L&#39;animal a été autorisée à récupérer pendant quelques minutes après l&#39;injection de fournir assez de temps pour le colorant de se propager et ensuite tué par une overdose de CO 2. Par la suite, la colonne de vertébré a été disséqué et la moelle épinière a été exposée. Le puncta bleu correspondant au colorant diffuse, a marqué le p...

Ce rapport décrit une technique simple et rapide de intrathécale ponction à l&#39;aiguille pour une transfection de siRNA localisée dans la moelle épinière lombaire chez la souris sous anesthésie de courte durée de lumière durable.

In Vivo transfection de siRNA et Gene Knockdown dans la moelle épinière via rapide non invasive lombaire intrathécale injections chez des souris

This report describes a step-by-step guide to the technique of acute intrathecal needle injections in a noninvasive manner, i.e. independent of catheter ...

L'objectif général de cette procédure est d'appliquer localement de l'ARNi par administration intrathécale dans la moelle épinière. Cela est réalisé en préparant d'abord le réactif optimal du complexe I-R-N-A-P-E-I. La deuxième étape consiste à préparer la souris pour une injection intrathécale.Après un temps d'incubation d'au moins 15 minutes, la solution mixte d'ARNi est chargée dans une seringue Hamilton. La dernière étape consiste à effectuer soigneusement l'injection intrathécale, en répétant les injections une fois toutes les 24 heures afin d'assurer une inhibition optimale. Finalement, immunotransfert et PCR quantitative en temps réel.La PCR est utilisée pour démontrer la diminution réussie des niveaux de protéines et d'ARNm suite à la transfection par INA. Le principal avantage de cette technique est qu'elle est moins invasive qu'une injection intra-cathéter ou dans la moelle épinière. Généralement, les personnes novices dans cette méthode doivent s'exercer pour acquérir la dextérité nécessaire afin d'injecter dans un petit sillon situé entre les colonnes vertébrales sans endommager la moelle épinière.Pour préparer la solution de SIR, commencez par diluer la quantité souhai

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Injection intrathécale lombaire de vecteurs de thérapie génique pour le ciblage du système nerveux central chez la souris et le rat

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