Name: Un modèle murin de la moelle épinière cervicale blessures à étude post-lésionnelle respiratoire neuroplasticité (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 9 s
Description: Découvrez un modèle murin de lésion cervicale pour étudier la neuroplasticité respiratoire post-lésionnelle chez le rat. Cette méthode chirurgicale permet d'évaluer l'activité phrénique et les stratégies de réparation.

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Ce travail est soutenu par un financement du programme de l&#39;Union européenne septième cadre (FP7/2007-2013) sous convention de subvention n ° 246556 (projet RBUCE-UP européenne), HandiMedEx attribué par l&#39;Office d&#39;investissement public français. Marcel Bonay a été soutenue par la Chancellerie des Universités de Paris (Legs Poix), le Fonds de Dotation Recherche en Santé Respiratoire, et le Centre d&#39;Assistance Respiratoire à Domicile d&#39;Île de France (CARDIF)

Ce protocole a été approuvé par le comité d&#39;éthique de la chaise RBUCE-UP d&#39;excellence (Université de Paris Sud, accord de subvention n ° 246556) et l&#39;Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines. 1. Préparation des instruments chirurgicaux stérilisés <ol><li> Nettoyer les instruments chirurgicaux avec détergent de laboratoire. </li><li> Autoclave les instruments avant la chirurgie. </li><li> Dans une session chirurgicale, stériliser les outils en plaçant les pointes dans un stérilisateur à billes à chaud pendant 10 minutes à 180 ° C entre deux interventions chirurgicales. </li></ol> 2. Préparation des médicaments <ol><li> Préparer 2 x 1 ml seringues pour les médicaments pré-anesthésique cocktail et post-opératoires médicaments. </li><li> Selon le poids du rat, préparer une seringue à médicaments pré-anesthésique: Carprofen (5 mg / kg), la buprénorphine (50 ug / kg), Baytril (5 mg / kg) et de dexmédétomidine (0,5 mg / kg). Compléter le volume à 1 ml avec Ringer lactate. </li><li> Préparez à l&#39;une autre seringue pour l&#39;inversion des médicaments pré-anesthésique: atipamézole (500 ug / kg). </li></ol> 3. Anesthésie du Rat <ol><li> Administrer par voie sous cutanée à l&#39;animal la solution de médicaments pré-anesthésiques décrites à l&#39;étape 2.2. Ensuite, mettez le dos de l&#39;animal en cage et attendre jusqu&#39;à ce que l&#39;effet sédatif apparaît. </li><li> Placez le rat dans une chambre fermée remplie de 5% d&#39;isoflurane dans 100% O 2, et attendre jusqu&#39;à ce que le rythme respiratoire ralentit (environ 30 secondes). Ensuite, retirez le rat de la chambre et le placer sur la table de l&#39;intubation. </li></ol> 4. Orotrachéale intubation <ol><li> Allongez l&#39;animal sur son dos, puis fixer la tête en plaçant une sangle attachée à ses dents de devant à la table. </li><li> Avec une lumière de fibre optique, la lumière l&#39;espace thoracique. Ensuite, placez un laryngoscope (ou une coutume fait un, Jou et al. 20 pour plus de détails) dans la bouche de l&#39;animal. Visualiser les cordes vocales. </li><li> Glissée et placer un guide orotrachéal dans la trachée (entre les cordes vocales). Faites glisser le tube orotrachéal (16 G de taille de cathéter) sur le guide. </li><li> Retirer le guide et vérifier avec un miroir laryngé placé à l&#39;extrémité du tube oro-trachéale pour la présence d&#39;humidité, ce qui confirme la position appropriée du tube dans la trachée et non dans l&#39;œsophage. </li><li> Connectez le tuyau à un ventilateur de rongeur (683 rongeur ventilateur, Harvard Apparatus) et ajuster la concentration d&#39;isoflurane à 2% (100% O 2). </li><li> Fixer le tube orotrachéal avec du ruban adhésif chirurgical. </li></ol> 5. Chirurgie rachidienne <ol><li> Placer l&#39;animal en décubitus ventral sur une plaque chauffée chirurgical, avec le nez pointant à un angle de 90 ° pour le chirurgien. Maintenir la température du corps d&#39;environ 37,5 ° C pendant toute la chirurgie. </li><li> Raser les cheveux avec une tondeuse entre les omoplates et enlever les poils avec de la gaze. </li><li> Nettoyer la peau avec de la bétadine, puis avec 70% d&#39;alcool. Répétez cette étape 3x. </li><li> Une pincée de pointe est effectuée avant début de la chirurgie pour assurer une profondeur d&#39;anesthésie adéquate. &#160; Ensuite, effectuer une incision de la peau rostro-caudale latérale avec des ciseaux entre les omoplates. </li><li> Couper le acromiotrapezius muscle rostro-caudale en suivant le tendon d&#39;éviter tout saignement. Puis dissocier le muscle rhomboïde pour accéder aux muscles de SpinaliS (autour de la vertèbre). </li><li> Rétracter le muscle épineux de C1 à C3 vertèbre. La vertèbre C2 est l&#39;une d&#39;une apophyse proéminent. </li><li> Nettoyez le muscle autour de la partie dorsale de la vertèbre en utilisant des cotons-tiges stériles. </li><li> Commencer à retirer soigneusement l&#39;apophyse de C2 avec un rongeur. Ensuite, continuer méticuleusement jusqu&#39;à la moelle épinière dorsale est exposé. Assurez-vous que la laminectomie est une laminectomie dorsale hémi. Prêtez une attention particulière à la dure qui entoure la moelle épinière, et les artères à proximité de cette zone. </li><li> Avec # 55 pince, disséquer rostro-caudale la dure long C2, à côté de continuer latéralement de chaque côté rostral et caudal. </li><li> Éponger le liquide céphalo-rachidien. </li><li> Faire une coupe latérale sous la dorsale cervicale nombre de racines 2 avec les microciseaux. Vérifier avec un micro scalpel que l&#39;étendue de la lésion est suffisamment proche pour atteindre la ligne médiane de la moelle épinière (voir la figure 2A pour une vue dorsale de la blessure). Si non, alors une autre coupe pourrait être faite pour compléter la blessure. En cas de saignement, utiliser des cotons-tiges stériles. Attention de ne pas aller du côté opposé, sinon, l&#39;animal ne sera pas récupérer de la blessure et aura une insuffisance respiratoire. </li><li> Suturer les muscles comme une couche protectrice et suturer la peau. Nettoyer la plaie avec de la gaze stérile Betadine saturé. </li><li> Tournez-off le vaporisateur isoflurane et injecter les médicaments d&#39;inversion (Atipamézole [500 ug / kg, im]), vérifier la température du corps. </li><li> Quand l&#39;animal commence à respirer contre le ventilateur,débrancher le tube trachéal du ventilateur, puis retirez le tube orotrachéal. Placez l&#39;animal dans une cage chauffée pour la récupération. </li></ol> 6. Soins post-opératoire Après la chirurgie, les animaux sont surveillés en permanence pour assurer le meilleur environnement possible pour la récupération. Antibiotiques (Baytril, 5 mg / kg), anti-inflammatoire (Carprofen, 5 mg / kg) et la buprénorphine (50 ug / kg) médicaments sont donnés toutes les 12 h pour les 2 premiers jours post-opératoires pour prévenir les infections et réduire l&#39;apparition de la douleur post-opératoire. Les rats ont accès ad libitum à la nourriture et de l&#39;eau douce (ou de l&#39;eau gélifiée pour le 1er jour post-opératoire). Fluides sous-cutanés peuvent être utilisés pour prévenir la déshydratation sur les premiers jours post-opératoires. Le poids corporel et la consommation de nourriture sont contrôlés tous les jours. Leur environnement est enrichi tout au long de l&#39;expérience et du temps post-traumatique (double logement, des tubes dans leurs cages).

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Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Les difficultés techniques de Faire la blessure modèle C2 Le modèle murin de blessures C2 est un outil intéressant pour étudier la plasticité synaptique respiratoire post-lésionnelle. Cependant, les étapes nécessaires pour produire un modèle reproductible et fiable sont nombreux et chacun pourraient avoir une incidence sur les résultats de l&#39;étude. Par exemple, au cours du processus d&#39;intubation, un soin extrême doit être pris puisque le tube orotrachéal peut produir...

Traumatisme de la moelle épinière est une blessure courante observée dans la population humaine avec des incidences dramatiques, comme une paralysie permanente. Cependant, la gravité de la blessure est fonction du niveau et de l&#39;étendue du traumatisme initial. L&#39;insuffisance respiratoire est la principale cause de mortalité à la suite du col des blessures de la moelle épinière supérieure (SCI) 1. Actuellement, le seul traitement thérapeutique consiste à placer le patient sous assistance ventilatoire. Depuis quelques patients peuvent être sevrés de l&#39;assistance ventilatoire 2, en raison de la récupération spontanée qui se produit avec un retard post-lésionnelle, la nécessité de développer de nouvelles thérapies non invasives novatrices est urgent 3. Avoir un bon modèle pré-clinique normalisée pour étudier l&#39;effet d&#39;une SCI col de l&#39;utérus sur l&#39;insuffisance respiratoire et donc d&#39;étudier l&#39;application de stratégies thérapeutiques putatifs, est essentiel. Dans cet article technique, nous décrivons un modèle pré-clinique de murin spécifique of insuffisance respiratoire induite par une SCI partielle du col au niveau de C2. Ce modèle est actuellement utilisé par plusieurs laboratoires dans le monde (pour avis: 4-13). Cependant, de légères différences dans la procédure chirurgicale peuvent être observées entre les différents enquêteurs pour générer ce modèle murin de lésion cervicale particulier. L&#39;effet d&#39;une SCI C2 sur le débit respiratoire a été décrite pour la première en 1895 par Porter 14. Une hémi col de l&#39;utérus induit une désafférentation des motoneurones phréniques de leur entraînement central (situé dans le rVRG dans le tronc cérébral, la figure 1A) sur le côté ipsilatéral de blessures, conduisant à une activité du nerf phrénique silence et la paralysie du diaphragme ultérieure. Le côté opposé reste intact et permet à l&#39;animal de survivre. Contrairement différent SCI situé dans un segment vertébral inférieur (par exemple une blessure contusive au niveau de C4 15), l&#39;intégrité du noyau du motoneurone phrénique sur les deux côtés est préservée. Après une cervblessures C2 ical, une activité spontanée peut être observée sur le côté ipsilatéral (phrénique et le diaphragme) en raison d&#39;une activation de contralatérales voies synaptiques silencieuses qui ont traversé la ligne médiane de la moelle au niveau segmentaire C3-C6 (Les voies phrénique croisés, RPC, figure 1B) . L&#39;activation de la RPC, qui est, par définition, un hemisection C2 combiné avec un phrenicotomy controlatéral qui induisent une reprise ipsilatérale du nerf phrénique partielle, peut se produire de plusieurs heures à plusieurs semaines après la lésion 16-18. L&#39;effet bénéfique réel de cette voie RPC sur la reprise respiratoire est limitée 19 et une enquête plus approfondie et le traitement doit être développé pour améliorer l&#39;ampleur de la restauration spontanée 3. Ce protocole fournit un type puissant modèle murin pré-clinique pour étudier respiratoire plasticité post-lésionnelle à différents niveaux (physiologie respiratoire de motoneurones pré et phrénique, interneurones, moléculaire et cellular, la locomotion de l&#39;aile avant, par exemple) ainsi que d&#39;un modèle pour tester des stratégies thérapeutiques invasives et non-invasives visant à améliorer les voies respiratoires et la récupération locomotrice après une lésion cervicale C2 partielle de la moelle épinière.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Animal</td></tr><tr><td>Male Sprague Dawley Rat</td><td>Janvier</td><td></td><td>225-250 g</td></tr><tr><td colspan="4">Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Student Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Student Standard Pattern Forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td>91100-12</td><td></td></tr><tr><td>Mayo-Stille Ciseaux</td><td>Fine Science Tool</td><td>14013-15</td><td></td></tr><tr><td>Curved Student Vannas Spring Scissors</td><td>Fine Science Tool</td><td>91500-09</td><td>Ciseaux à</td></tr><tr><td>ressort droits - Lames de 8 mm</td><td>Fine Science Tool</td><td>15025-10</td><td>Straight Blunt/Blunt</td></tr><tr><td>Friedman Pearson Rongeur</td><td>Fine Science Tool</td><td>16121-14</td><td></td></tr><tr><td>Couteau de dissection incurvé - Fine Tip</td><td>Fine Science Tool</td><td>10055-12</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille droit Olsen-Hegar</td><td>Outil de science fine</td><td>12002-14</td><td></td></tr><tr><td>Écarteur Weitlaner-Locktite</td><td>dentelé Outil de science fine</td><td>17012-11</td><td>2x3</td></tr><tr><td>Blunt Suture résorbable</td><td>Centravet</td><td>BYO001</td><td>Taille de suture 4-0</td></tr><tr><td colspan="4"><fort>Équipement</fort></td></tr><tr><td>Stérilisateur à billes chaudes Fine</td><td>Science Outil</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Cathéter&nbsp ;</td><td>Centravet</td><td>CAT188</td><td>16 G</td></tr><tr><td>Laryngoscope</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fil</td><td></td><td></td><td></td>de guidage</tr><tr><td>Miroir laryngé</td><td>Centravet</td><td>MIR011</td><td></td></tr><tr><td>Sonneurs lactiques</td><td>Centravet</td><td>RIN020</td><td></td></tr><tr><td>Seringue</td><td>Centravet</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aiguille</td><td>Centravet</td><td></td><td></td></tr><tr><td>O2</td><td>Air Liquid</td><td>I1001M20R2A001</td><td></td></tr><tr><td>683 Ventilateur Rongeurs 115/230V</td><td>Harvard Apparatus</td><td>55-0000</td><td></td></tr><tr><td>Vaporisateur autonome</td><td>WPI</td><td>EZ-155</td><td></td></tr><tr><td>Lit chauffant à ligne mince</td><td>WPI</td><td>EZ-211</td><td></td></tr><tr><td>Cartouche d’air</td><td>WPI</td><td>EZ-258</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Drugs</td></tr><tr><td>Carprofène</td><td>Centravet</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Centravet</td><td>RIM011</td><td></td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>Centravet</td><td>BUP001</td><td></td></tr><tr><td>Baytril</td><td>Centravet</td><td>BAY001</td><td></td></tr><tr><td>Dexmédétomidine</td><td>Centravet</td><td>DEX010</td><td></td></tr><tr><td>Atipamezole</td><td>Centravet</td><td>ANT201</td><td></td></tr><tr><td>Bétadine solution</td><td>Centravet</td><td>VET002</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Centravet</td><td>VET066</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle murin de la moelle épinière cervicale blessures à étude post-lésionnelle respiratoire neuroplasticité

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

Une lésion de la moelle épinière cervicale induit une paralysie permanente, et conduit souvent à une détresse respiratoire. À ce jour, aucun thérapeutiques efficaces ont été développées pour améliorer / améliorer l&#39;insuffisance respiratoire suite à une blessure cervicale haute de la moelle épinière (SCI). Ici, nous proposons un modèle pré-clinique murin de haute SCI au col de l&#39;utérus 2 (C2) niveau métamérique à étudier divers neuroplasticité respiratoire post-lésionnelle. La technique consiste en une lésion chirurgicale partielle au niveau de C2, qui va induire une hémiparalysie de la membrane due à une désafférentation des motoneurones phréniques des centres respiratoires situés dans le tronc cérébral. Le côté opposé de la blessure reste intacte et permet la récupération des animaux. Contrairement à d&#39;autres SIC qui affectent la fonction locomotrice (au niveau thoracique et lombaire), la fonction respiratoire ne nécessite pas la motivation de l&#39;animal et la quantification du déficit / récupération peut être facilement réalisée (diaphragme et l&#39;enregistrement du nerf phréniques, la ventilation du corps entier). Ce modèle C2 SCI pré-clinique est un modèle pré-clinique puissant, utile et fiable pour étudier divers événements de neuroplasticité respiratoires et non respiratoires à différents niveaux (moléculaires à la physiologie) et de tester différentes stratégies thérapeutiques putatifs qui pourrait améliorer la respiration en patients blessés médullaires.

Ampleur de la blessure Le succès et la reproductibilité de ce modèle expérimental particulier dépendent de l&#39;expérience de chaque manipulateur / chirurgien. La quantité suivante de récupération respiratoire (activité du nerf phrénique et le diaphragme d&#39;activité) à la suite d&#39;une blessure de C2 est en corrélation avec le restant ventrolatérale épargné substance blanche 21. Depuis la blessure est &quot;fait main&quot; et nécessite une certaine pratique ...

L&#39;insuffisance respiratoire est la principale cause de décès suite à une blessure de la moelle épinière cervicale. Avoir un modèle animal pré-clinique reproductible, quantifiable et fiable de l&#39;insuffisance respiratoire provoquée par une blessure cervicale partielle aidera à comprendre la neuroplasticité respiratoire et non respiratoire ultérieure et permettra de tester des stratégies de réparation putatifs.

Un modèle murin de la moelle épinière cervicale blessures à étude post-lésionnelle respiratoire neuroplasticité

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

L’objectif global de cette procédure est de produire un modèle animal préclinique quantifiable, fiable et reproductible d’insuffisance respiratoire et non respiratoire induite par une lésion de la moelle épinière cervicale. Pour ce faire, il faut d’abord préparer les instruments et les médicaments nécessaires à la procédure. La deuxième étape consiste à anesthésier l’animal, puis à l’intuber et à le connecter à un ventilateur pour rongeurs.Ensuite, la moelle épinière est exposée et la lésion de la colonne cervicale est induite. Après avoir recousu l’animal, l’anesthésie est retirée et des soins post-chirurgicaux appropriés sont fournis. En fin de compte, des techniques histologiques, ainsi que des enregistrements nerveux et musculaires, sont utilisés pour examiner l’étendue et les effets de la lésion cervicale.Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que la contusion du cordon de panel, est que la blessure est plus petite et bien définie. La démonstration de la procédure sera faite par un ingénieur de mon laboratoire. En préparation de la chirurgie, nettoyez et autoclavez les instruments chirurgicaux. Préparez également une seringue de deux par un millilitre avec les médicaments pré-anesthésiques et complétez le volume à un millilitre avec des bagues lactées Dans une autre seringue, préparez l’inversion pour les médicaments pré-anesthésiques Après avoir administré par voie sous-cutanée la solution de médicaments pré-anesthésiques, remettez l’animal dans une cage et attendez environ 20 minutes jusqu’à ce que l’effet sédatif apparaisse.Placez ensuite le rat dans une chambre fermée, remplie de 5 % de fluor dans 100 % d’oxygène, et attendez environ 30 secondes jusqu’à ce que le rythme respiratoire ralentisse. Retirez ensuite le rat de la chambre et placez-le sur la table d’intubation sur son dos. Maintenant, fixez la tête en plaçant une sangle pour attacher les dents de devant à la table.À l’aide d’une lumière à fibre optique, illuminez l’espace thoracique. Placez ensuite un laryngoscope dans la gueule de l’animal pour visualiser les cordes vocales. Ensuite, glissez un guide trachéal dans la trachée entre les cordes vocales, puis glissez le tube orotrachéal sur le guide.Retirez ensuite le guide et placez un miroir laryngé à l’extrémité de la sonde orotrachéale pour vérifier l’humidité, confirmant que la sonde est placée dans la trachée. Ensuite, connectez le tube à un ventilateur et ajustez la concentration de fluor à 2 %Ensuite, fixez le tube orotrachéal au museau de l’animal avec du ruban chirurgical. Pour l’opération, retournez l’animal et placez-le sur une plaque chirurgicale chauffée, le nez pointant à un angle de 90 degrés par rapport au chirurgien.Maintenez la température corporelle autour de 37,5 degrés Celsius tout au long de la chirurgie. Après le rasage entre les omoplates avec une tondeuse, retirez les poils avec de la gaze et nettoyez la peau. D’abord avec de la bétadine, puis avec 70 % d’alcool.Ensuite, utilisez des ciseaux pour faire une incision cutanée latérale de quatre à cinq centimètres de long. Roc coly entre les omoplates. Coupez le muscle trapèze acromial, roc coly en suivant le tendon pour éviter tout saignement.Dissociez ensuite le muscle rhomboïdal pour accéder aux muscles rachidiens, qui entourent la vertèbre. Trouvez la bosse visible du muscle spinelle. Cela marque l’emplacement de l’apophyse proéminente des deux vertèbres C.À l’aide de ce point de repère, coupez le muscle spinelle de la vertèbre C à la vertèbre C3. Ensuite, utilisez des cotons-tiges stériles pour nettoyer le muscle autour de la partie dorsale de la vertèbre. À l’aide d’un Ron Jour, retirez soigneusement l’apophyse de C deux.Continuez ensuite la laminectomie méticuleusement, en faisant attention d’éviter la dure-mère et les artères. Une fois la laminectomie à hémicycle dorsale terminée, la moelle épinière dorsale est exposée. Tenir la dure-mère avec une pince numéro 55.Utilisez des micro-ciseaux pour disséquer la dure-mère ROS coly le long de C deux. Continuez ensuite latéralement de chaque côté rostral et du codd. Épongez le liquide céphalo-rachidien au besoin pour effectuer la lésion de la moelle épinière.Tout d’abord, identifiez la deuxième racine dorsale cervicale, qui sera la première racine visible. À l’aide de micro-ciseaux, faites une section latérale de manière dorlotée à la deuxième racine dorsale cervicale. Utilisez des cotons-tiges stériles pour enlever le sang au besoin.Vérifiez avec un micro-scalpel que l’étendue de la lésion est suffisamment proche pour atteindre la ligne médiane de la moelle épinière. Ensuite, utilisez le micro scalpel pour faire une autre incision pour compléter la blessure. S’assurer que l’étendue de la blessure va du dos à l’estomac et latéralement à la ligne médiane.Lorsque la section HEMI est terminée, suturez les muscles et la peau et nettoyez la plaie avec de la gaze stérile saturée de bétadine. Après avoir éteint le vaporisateur de fluor isof, injectez les médicaments d’inversion par voie intramusculaire et vérifiez la température corporelle. Lorsque l’animal commence à respirer contre le ventilateur, débranchez le tube trachéal du ventilateur et retirez le tube.Après la chirurgie, donnez des antibiotiques, des anti-inflammatoires et des analgésiques toutes les 12 heures pendant les deux premiers jours, après la chirurgie et utilisez des liquides sous-cutanés pour prévenir la déshydratation. Les premiers jours postopératoires, laissez les rats ad libido accéder à de l’eau gélifiée pour le premier jour postopératoire et à de la nourriture molle et de l’eau les jours suivants, et surveillez leur poids corporel et leur apport alimentaire. Des coupes transversales de la moelle épinière suite à une lésion C deux permettent une reconstitution de la lésion.L’ombrage gris indique l’étendue de la lésion avant la lésion de la moelle épinière. L’activité du nerf phrénique est similaire des deux côtés de l’animal à la suite d’une blessure partielle de C. L’activité du nerf phrénique est abolie du côté ipsilatéral, mais elle est intacte du côté controlatéral sept jours après la blessure.Il y a une restauration partielle de l’activité du nerf phrénique ipsilatéral en raison de la voie phrénique croisée. La lésion partielle C deux abolit l’activité du diaphragme ipsilatéral. Une légère activité apparaît sept jours après la blessure, principalement en raison de l’activité de la voie phrénique croisée.La déviation rythmique du signal observé du côté ipsilatéral est due à l’enregistrement artificiel de l’électrocardiogramme. Notez qu’à la suite d’une blessure C deux, l’activité controlatérale du diaphragme reste la même qu’avant la blessure et permet à l’animal de survivre après son développement. Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la physiologie respiratoire pour explorer de nouvelles thérapies atives aidant à améliorer la récupération après une blessure.

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