La stimulation cérébrale profonde avec simultanée IRMf chez les rongeurs

Bonjour, je m’appelle John Ya.Et je m’appelle Dan Alba. Aujourd’hui, nous allons démontrer la volonté fonctionnelle de l’IRM. Stimulation cérébrale profonde simultanée chez un rat.

Nous pouvons utiliser cette technique pour cartographier les réponses fonctionnelles dans tout le cerveau à la stimulation cérébrale profonde à une variété de cibles. Cette procédure implique l’implantation d’électrodes stéréotaxiques, l’acquisition d’IRMF, une analyse des réponses fonctionnelles. La première étape est l’implantation de l’électrode.

Nous implanterons unilatéralement une électrode dans le noyau sous-thalamique. Nous commencerons par anesthésier complètement l’animal et surveiller les paramètres physiologiques, y compris l’oxygénation et la température corporelle tout au long de la procédure. Commencez à préparer le site chirurgical en enlevant les poils et en attachant l’animal à un cadre stéréotaxique.

Utilisez une pommade pour lubrifier les yeux de l’animal pendant la procédure. Appliquez un antiseptique sur le site et appliquez des champs sur le champ stérilisé. Pour compléter la préparation du site chirurgical.

Retirez la peau et le fascia recouvrant le crâne, en vous assurant que le bgma et le lambda sont découverts. Utilisez un scalpel pour rendre rugueuse la surface du crâne afin d’améliorer la fixation du ciment plus tard dans la procédure. Et utilisez du coton stérile dans l’électrocautérisation pour l’hémostase à la surface de l’os et l’utilisation des tissus coupés.

Utilisez une aiguille attachée au bras stéréotaxique pour toucher l’emplacement exact de la bgma comme référence pour l’emplacement de la craniotomie et marquez l’emplacement sur le crâne avec l’aiguille pour le noyau sous-thalamique. Il s’agira d’un torema postérieur de 3,6 millimètres et d’un torema latéral de 2,5 millimètres à partir de la ligne médiane. Utilisez une petite perceuse pour faire un petit trou dans le crâne en nettoyant et en sondant les bords du trou.

Utilisez une aiguille de petit calibre pour perturber complètement la surface de la durale et nettoyer tout saignement supplémentaire ou fuite de liquide céphalo-rachidien. Maintenant, nous allons placer une vis compatible IRM dans le crâne pour l’ancrage. Percez un trou dans le crâne controlatéral et postérieur à l’emplacement futur de l’électrode.

Placez la vis suffisamment profondément pour être sécurisée, mais sans appuyer sur la dure-mère ou le cortex, nous utilisons une micro-électrode de tungstène à deux canaux compatible avec l’IRM pour la stimulation. Inspectez l’électrode pour vous assurer qu’elle est droite et que les fils ne sont pas fendus. Placez l’électrode sur le bras stéréotaxique en position verticale et touchez la pointe à bgma.

Déplacez l’électrode à la position de la région cérébrale cible à l’aide du cadre stéréotaxique pour la mesure et touchez la surface corticale. Abaissez l’électrode à l’aide du cadre stéréotaxique pour la mesure. Assurez-vous qu’il n’y a pas de flexion dans l’électrode.

Au cours de ce processus, placez d’abord une première couche de ciment, assurant un service de crâne sec. Une fois la première couche sèche, pliez l’électrode vers l’arrière, puis appliquez du ciment supplémentaire pour augmenter la stabilité. Laissez le ciment sécher complètement avant de retirer l’animal.

L’animal peut maintenant être réanimé ou immédiatement préparé pour une IRM fonctionnelle. La deuxième étape consiste à préparer l’animal à l’IRMF et à l’acquisition de l’IRMF. Cela peut être effectué immédiatement après la chirurgie ou plusieurs jours plus tard.

Une coiffe doit être utilisée pour immobiliser complètement la tête de l’animal par rapport à la bobine. L’animal doit être endotrachéalement, intubé et ventilé. Une variété d’anesthésiques peut être utilisée.

Nous utilisons dme, toine et combin avec de faibles doses isof. La paralysie au fluor doit être réalisée à l’aide de la géométrie du capuchon d’acquisition de pantonium près de la jonction de la tubulure de ventilation avec la sonde endotrachéale. Ajustez les paramètres du ventilateur pour stabiliser l’extrémité TAL CO2.

Dans la plage normale, des températures généralement proches de 3 % doivent être surveillées à l’aide d’une sonde rectale fixée à la base de la queue. Un bain d’eau chaude en circulation doit être ajusté pour stabiliser la température corporelle dans la plage normale. L’oxymétrie de pouls peut également être acquise dans la zone de la patte arrière, placée du dentifrice sur la zone à scanner pour améliorer la qualité de l’image.

Placez une bobine de surface directement sur les régions du cerveau à balayer. Fixez fermement la bobine à la tête et au support. Connectez le système de stimulation au connecteur d’électrode et fixez les fils en place.

Couvrez l’animal pour une meilleure isolation dans l’environnement froid de l’aimant. Il est maintenant temps d’insérer l’animal au centre de l’aimant. Utilisez une image de reconnaissance à trois S simples pour positionner précisément l’animal dans le scanner à l’échelle mondiale.

Cale en référence à la surface corticale pour améliorer l’homogénéité du champ magnétique. Ensuite, utilisez FMAP pour caler localement les régions du cerveau à utiliser pour les balayages fonctionnels. Acquérez une seule tranche pondérée T deux dans un plan sagittal moyen.

Créez un dégradé de cliché unique. Echo EPI scan avec une taille de matrice de 96 par 96, un champ de vision de 2,56 par 2,56 centimètres. Temps de répétition de 1000 millisecondes, temps d’écho de 14 millisecondes et largeur de coupe d’un millimètre avec quatre balayages factices suivis de 70 répétitions.

Chaque balayage avec ces paramètres doit durer une seconde. Pour un temps de balayage total de 70 secondes, alignez ce balayage EPI sur la commissure antérieure de l’image sagittale T deux précédente pour la cohérence géométrique entre les sujets, configurez la stimulation, la fréquence, la largeur d’impulsion et le paradigme de stimulation, et synchronisez le déclenchement des stimulations avec les sorties RF de la séquence de balayage. Ici, nous utilisons une fréquence de 130 hertz, une largeur d’impulsion de 90 microsecondes et un paradigme de stimulation de 60 secondes de repos, suivies de 30 secondes de stimulation, et enfin de 120 secondes de repos.

Configurez ensuite le type de courant de stimulation, y compris l’amplitude de courant souhaitée et le courant de sortie bipolaire. Le balayage EPI, s’assurant que la stimulation se déclenche correctement après l’acquisition, vérifie que la réponse est robuste à l’aide des outils d’analyse de données décrits dans la section suivante. Si ce n’est pas le cas, vérifiez les connexions du stimulateur.

Une fois que tous les balayages sont nécessaires, des balayages anatomiques doivent être effectués pour mesurer la position approximative de l’électrode et assurer la position de l’électrode dans la cible prévue. Par la suite, le rat peut être réanimé et conservé pour d’autres expériences. Enfin, après que toutes les expériences nécessaires ont été effectuées, l’animal peut être euthanasié dans le cerveau perfusé avec du formol.

Une fois le conduit d’électrode retiré, des balayages pondérés de résolution de masquage T deux peuvent être effectués pour identifier le conduit d’électrode et sa relation avec les structures voisines. Dans ce cas, le conduit de l’électrode se termine juste ventral à la capsule interne dans le noyau sous-thalamique, confirmant la précision de l’implantation. Ensuite, nous traiterons et analyserons les résultats de nos analyses fonctionnelles.

Pour cela, nous utiliserons un programme écrit personnalisé qui s’exécute dans matlab, bien que d’autres progiciels pour l’analyse FMRI puissent être utilisés de la même manière dans matlab. Utilisez les codes SPM pour appliquer un corps rigide dans tous les essais de stimulus. Ensuite, créez un segment moyen d’images, en économisant le déroulement des scans, effectuez manuellement le décapage du crâne après l’application d’un seuil de coupure.

Nous allons maintenant générer des cartes de coefficients de corrélation pour les régions cérébrales d’intérêt. La réduction du bruit peut être effectuée à l’aide d’une taille minimale de cluster ou d’un lissage passe-bas trois par trois. Le paradigme de stimulation doit être saisi et un court délai de paradigme peut être défini pour tenir compte du retard hémodynamique.

Pour chaque voxel, le coefficient de corrélation de la variation de l’intensité du signal au fil du temps peut ensuite être calculé par rapport au paradigme de stimulation. Cela peut être cartographié sur chaque tranche pour identifier les régions neuro-anatomiques où la réponse de la balle est fortement corrélée au protocole expérimental. Les régions d’intérêt peuvent être définies manuellement ou utiliser un polygone à titre d’approximation.

Le pourcentage de variation du signal dans cette région d’intérêt peut ensuite être déterminé en utilisant le signal de pré-stimulation comme référence. Ces valeurs peuvent ensuite être exportées à des fins d’analyse statistique. Ici, nous avons effectué une stimulation cérébrale profonde au niveau du noyau sous-thalamique et les réponses sur notre carte des coefficients de corrélation se trouvent dans des régions cérébrales éloignées de ce noyau.

Ici, nous voyons des régions positives, audacieuses et corticales antérieures à l’emplacement de la stimulation dans la tranche la plus postérieure. L’artefact de l’électrode de stimulation est visible lorsque la variation de l’intensité du signal gras au fil du temps est calculée pour un échantillon de région corticale d’intérêt. Le résultat est affiché à l’écran avec le paradigme de stimulation affiché ici par une barre jaune.

Cela peut être utilisé pour quantifier la réponse audacieuse et pour une analyse plus approfondie, nous venons de démontrer une stimulation cérébrale profonde avec IRM fonctionnelle simultanée dans un modèle de rongeur. Merci de votre attention et bonne chance dans vos expériences.I.