Name: La stimulation cérébrale profonde avec simultanée IRMf chez les rongeurs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 9 s
Description: Découvrez la stimulation cérébrale profonde avec IRMf simultanée chez le rat pour cartographier les réponses fonctionnelles cérébrales. Cette méthode permet d'étudier l'activité neuronale en temps réel et la connectivité cérébrale.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nous remercions Shaili Jha et Heather Decot de l&#39;aide pour le tournage.

Déclaration éthique: Cette procédure est en conformité avec les Instituts nationaux de la santé Lignes directrices pour la recherche animale (Guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire) et est approuvé par l&#39;Université de comité de protection et d&#39;utilisation des animaux en Caroline du Nord. Une. Electrode Implantation La première étape est l&#39;implantation d&#39;électrodes. Dans cette étape, une électrode est implantée de manière unilatérale dans le noyau sous-thalamique (STN), un petit noyau de signification de translation pour le traitement de la maladie de Parkinson selon les méthodes suivantes: <ol><li> Stériliser tous les équipements chirurgicale en utilisant un autoclave, ou une solution antiseptique où l&#39;autoclave n&#39;est pas possible (par exemple pour électrode stérilité). Remarque: il s&#39;agit d&#39;une chirurgie de la survie à court terme, et donc une technique aseptique est essentiel. Après la chirurgie, les animaux peuvent être imagés après une brève période de récupération (48 h) ou à plusieurs semaines plus tard. </li><li> Anesthésier le rat (rats Sprague-Dawley adultes 250-400 g) en utilisant 2,5% d&#39;isoflurane administré par intubation endotrachéale et un petit ventilateur animal. Fixer le rat à un cadre stéréotaxique chirurgicale et préparer le site chirurgical utilisant des techniques aseptiques. </li><li> Préparer et faire en sorte que l&#39;électrode est stérile. A 2 canaux électrode de tungstène microfils maison est utilisé pour cette procédure, bien que de nombreux types d&#39;électrodes IRM-compatible travailleront. Le type d&#39;électrode utilisé peut influer sur la zone de tissu endommagée mécaniquement par la procédure, la zone de tissu stimulé, et la précision de l&#39;implantation, ce qui affecte le résultat expérimental global. Si le type d&#39;électrode ne peut pas être stérilisé à l&#39;autoclave, en utilisant la polyvidone iodée antiseptique pour stériliser l&#39;électrode dans la mesure du possible. </li><li> À l&#39;aide de ciseaux supprimer le cuir chevelu au-dessus de l&#39;emplacement d&#39;implantation avec un diamètre d&#39;environ 1,5 cm, pour découvrir bregma et lambda sur le crâne. Retirer le muscle et l&#39;aponévrose recouvrant le crâneet arrêter tout saignement bistouri électrique. </li><li> Grattez la surface du crâne dans de multiples directions avec un scalpel pour améliorer l&#39;adhérence de ciment dentaire (étape 1.8). Niveau bregma et lambda dans la direction horizontale. </li><li> . Pour cibler STN, à 3,6 mm en arrière Bregma et 2,5 mm latéral de la ligne médiane, utiliser une perceuse électrique petite pointe pour créer un trou de trépan mesurant environ 1,5 mm de diamètre Remarque: L&#39;emplacement exact de la STN en référence à stéréotaxique coordonnées peut varier selon la souche de rat, le poids et le sexe. Des rats adultes du même genre doivent être utilisées pour réduire au minimum toute variation de l&#39;emplacement. Si possible, les analyses anatomiques pré-opérationnelles ou des enregistrements électriques peropératoires doivent être utilisés pour identifier l&#39;emplacement de STN sur un sujet de façon individuelle. En outre, les sites de terminaison d&#39;électrodes doivent être vérifiées histologiquement pour assurer l&#39;exactitude de cible. <ol><li> Faites une nouvelle incision dans la durée, et utiliser de petits forceps émoussé pour déplacer la durée aux côtés de etrou e. Arrêter le saignement en utilisant du coton stérile imbibé de sérum physiologique. Créer des trous pour une ou plusieurs vis MR-compatibles) et les insérer doucement dans le crâne jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient stables. Vis peuvent être placés dans n&#39;importe quel endroit où ils ne seront pas perturber la mise en place du connecteur externe pour l&#39;électrode DBS (par ex. Pas directement derrière le STN ipsilatéral à l&#39;électrode). Nous recommandons des emplacements sur les bords latéraux du crâne, de préférence directement postérieur à la suture lambda. À ce stade, le crâne est relativement épaisse, réduisant la probabilité que les vis d&#39;endommager le cortex &quot;. Remarque: les vis en laiton coupés à 4-5 mm de longueur sont utilisés dans ce protocole, mais vis en plastique sont également appropriés. </li></ol></li><li> Placer l&#39;électrode sur le bras stéréotaxique, s&#39;assurer qu&#39;il est bien droit et vertical. Touchez l&#39;électrode à Bregma, puis déplacer l&#39;électrode exactement 3,6 mm en arrière Bregma et 2,5 mm latéral de la ligne médiane et toucher la surface corticaleavec l&#39;électrode. De la surface corticale, insérer l&#39;électrode de 7,8 mm sur le ventre. Ces coordonnées sont déterminées par référence à un atlas neuroanatomiques 1. </li><li> Placez une couche de ciment dentaire sur le crâne, y compris les vis du crâne et le point d&#39;insertion de l&#39;électrode. Attendez que le ciment est complètement durci avant de retirer l&#39;électrode du cadre stéréotaxique. Bend l&#39;électrode arrière et utiliser du ciment supplémentaire pour couvrir le reste de l&#39;appareil d&#39;électrodes et d&#39;un connecteur pour une durabilité. </li></ol> 2. IRMf Préparation La deuxième étape est la configuration de l&#39;IRMf, y compris le positionnement de la bobine et la configuration de l&#39;équipement de surveillance physiologique. <ol><li> Fixez la tête de l&#39;animal pour empêcher le mouvement pendant le balayage. Remarque: Un système de bar-auriculaire en plastique personnalisé est utilisé ici pour la tête de fixation. Placer les barres dans les canaux de l&#39;oreille et fixez-le au casque de sorte que la tête tourne librement dans ee direction verticale sans rotation horizontale. Fixer la position de la tête par la fixation des dents supérieures de l&#39;appareil. </li><li> Anesthésier le rat complètement et suivre fin CO 2 marée pour assurer la stabilité dans toutes les analyses. Pour maintenir l&#39;anesthésie, la ventilation et le contrôle fin CO marée 2 niveaux au cours de l&#39;analyse, un petit système de ventilation animale compatible IRM combinée avec un vaporisateur isoflurane est utilisé ici, mais une variété d&#39;agents anesthésiques et sédatifs peut être utilisé d&#39;une manière similaire. Régler le ventilateur à 45 respirations / min avec un volume modéré, environ 500 ml / min d&#39;air en tant que volume de départ. Réglez l&#39;isoflurane à 2% et de transférer le rat dans la chambre de balayage. Fixez la sortie du ventilateur de la sonde endotrachéale du rat et appuyez fermement pour le fixer. Capnométrie doivent être acquises au moyen d&#39;un tube relié à au plus près du connecteur de tube endotrachéal que possible. Régler le volume de ventilation pour produire un CO en fin d&#39;expiration 2 de 2,6% à 3,3%. </li&gt; <li> Utiliser un petit animal porteur compatible IRM pour insérer le rat dans le scanner avec un bain de circulation d&#39;eau chaude pour la régulation de température. Collez le pavé de la salle de bain sur le support et couvrir avec du papier absorbant propre. Placez le rat sur le lit d&#39;eau chaude. </li><li> La surveillance des niveaux de température et de dioxyde de carbone sont essentiels à IRMf BOLD, tandis que la saturation artérielle en oxygène et la fréquence cardiaque sont aussi des paramètres physiologiques utiles. Insérez une sonde de température rectale MR-compatible et bande à la base de la queue, puis ajuster la température du bain d&#39;eau pour maintenir la température normale du corps à 37 ° C. Surveillance de la saturation artérielle en oxygène et la fréquence cardiaque à l&#39;aide d&#39;un petit système d&#39;oxymétrie de pouls pour animaux, en les maintenant à 95 à 98% et de 250 à 350 battements par minute, respectivement, qui peut varier en fonction du type d&#39;anesthésiques utilisés. La saturation en oxygène et la fréquence cardiaque sont toutes deux influencées par la profondeur de l&#39;anesthésie, le volume de ventilation et la vitesse de ventilation. le volume d&#39;air et la vitesse peuvent avoir besoinêtre soigneusement équilibrée pour maintenir en fin d&#39;expiration de CO 2 des niveaux adéquats et la saturation en oxygène suffisante. </li><li> Une bobine de surface est nécessaire pour l&#39;acquisition IRMf BOLD. Placer la bobine de surface au plus près de la surface de la tête que possible. Une fois fixée, mettre la pâte dentifrice sur la surface de la tête sur le bouchon de ciment afin de réduire les artefacts de susceptibilité à proximité de la surface du cerveau. Note: On utilise une bobine de surface d&#39;émetteur-récepteur fait maison avec un diamètre intérieur d&#39;environ 1,6 cm, bien que de plus grandes bobines de surface peuvent être utilisé pour optimiser la réponse BOLD dans les régions sous-corticales profondes. </li><li> Connectez l&#39;électrode de stimulation à un système de stimulation électrique programmable Note:. Nous utilisons un TTL programmable sur mesure système relié à un stimulateur bipolaire pour délivrer des impulsions électriques synchronisées aux excitations RF des scans IRM de déclenchement. </li><li> Pour la sédation et la paralysie lors de l&#39;acquisition de données IRMf, utiliser un cocktail de dexmédétomidine (0,1mg / kg / h, ip) et le pancuronium (1 mg / kg / h, ip), combinée à une faible dose de l&#39;isoflurane à 0,5% pour éviter l&#39;activité épileptique 2. Pour la perfusion du médicament, une pompe à seringue compatible IRM doit être utilisée lorsque la pompe doit être placée dans l&#39;environnement magnétique. Alternativement, une pompe non compatible peut être placé à l&#39;extérieur de l&#39;environnement magnétique à condition que les tubes de cathéter étendu est utilisé. </li></ol> 3. IRMf Acquisition de données La troisième étape est l&#39;acquisition IRMf, y compris le positionnement, calage, analyses anatomiques, fonctionnelles et analyses. Un système 9.4 Tesla avec une bobine de surface maison est utilisé ici, bien que cette technique peut être adaptée à d&#39;autres systèmes à haut champ et le commerce fait bobines IRM. <ol><li> Insérez le rat dans le scanner et la position dans le centre de l&#39;aimant. Utilisez une image de boy-scout de trois avions de centrer précisément le rat dans l&#39;aimant par rapport aux régions du cerveau d&#39;intérêt, et FastMap calage à homoniser le champ magnétique au niveau des régions d&#39;intérêt. </li><li> Utilisez un T2 séquence RARE sagittale (FOV, 2,56 x 2,56 cm 2, la taille de la matrice, 256 x 256, épaisseur de coupe, 1,5 mm; TR / TE, de 1500 à 1511 ms; Facteur RARE, 8; flip Angle, 180 °) pour trouver l&#39;emplacement de la commissure antérieure, et aligner les images ultérieures à cet endroit. Alignez huit tranches scans seule balle GE-EPI (FOV, 2,56 x 2,56 cm 2; la taille de la matrice, 96 x 96, reconstruit à 128 x 128, l&#39;épaisseur de la tranche, 1mm; TR / TE, de 1000 à 1014 ms) à ce point avec orientation coronale. </li><li> Pour les analyses fonctionnelles, utiliser 70 balayages consécutifs PEV avec 1 seconde résolution temporelle synchronisée à la sortie de stimulation, mis à 20 secondes de repos, 10 stimulation de sec, puis 40 secondes de repos. Prévoir un minimum de 90 secondes entre les scans pour permettre la récupération neurovasculaire. Acquérir plusieurs balayages répétés à chaque paramètre de stimulation pour améliorer le rapport signal-sur-bruit en faisant la moyenne. Utilisez une série de scans factices (généralement 4-8) Immédiatement avant le balayage de la réduction du bruit. Confirmez la réponse BOLD au moment de l&#39;acquisition d&#39;image pour assurer le succès de l&#39;expérience en utilisant la méthode décrite dans l&#39;article 4, que la moyenne, coregistration et crâne-froid peuvent être ignorés dans ce cadre. </li><li> Après la numérisation fonctionnelle est terminée, utilisez une séquence pondérée en T2 RARE écho de spin (FOV, 2,56 x 2,56 cm 2, la taille de la matrice, 256 x 256, épaisseur de coupe, 1 mm; TR / TE, 2500/33 ms; moyennes, 8 ) pour mesurer la position anatomique de l&#39;électrode in vivo. Acquérir des coupes coronales et sagittales multiples pour mesurer la pointe de l&#39;artefact de l&#39;électrode le long antérieure / postérieure, axes ventrales médianes / latérales et dorsales / et confirmer le placement des électrodes. Microscopie à haute résolution par résonance magnétique (FOV, 1,8 x 1,28 cm, la taille de la matrice, 360 x 256, l&#39;épaisseur de la tranche, 0,5 mm; TR / TE, 2500/12.6 ms; facteur RARE, 8; moyennes, 280) peuvent être utilisés pour examiner la emplacement précis de l&#39;appareil de l&#39;électrode après avoir retiré ce qui concerneaux structures neuroanatomiques proximité et de confirmer l&#39;exactitude de positionnement des électrodes 3. </li></ol> 4. IRMf Traitement et analyse des données La quatrième étape est le traitement et l&#39;analyse des données d&#39;IRMf, y compris la production des cartes de réponse et de calcul pour cent BOLD changement de signal. Les programmes personnalisés s&#39;exécutant dans un environnement informatique (par exemple MATLAB) ou des outils logiciels IRMf commerciales (p. ex. SPM, FSL, ou AFNI) peuvent être utilisés. <ol><li> Commencez avec l&#39;image recalage et la moyenne des données de première intra-sujet par fréquence, suivie par toute-sujet. Remarque: Nous accomplissons cela en utilisant des codes de SPM. </li><li> Effectuer crâne de décapage pour enlever le tissu nonbrain utilisant région définie manuellement d&#39;intérêt (ROI) avec le signal seuil. Algorithmes crâne décapage automatiques peuvent être utilisés. </li><li> Dresser des cartes de réponse en calculant le coefficient de corrélation de la relation entre res BOLDponse au fil du temps et le paradigme de stimulation pour chaque voxel. Retarder le paradigme plusieurs secondes pour tenir compte des retards dans la réponse hémodynamique peut être nécessaire. Réglez le niveau significatif à P &lt;0,05 après correction de Bonferroni. D&#39;autres méthodes statistiques peuvent être utilisées. Correction pour les comparaisons multiples en utilisant la théorie des champs aléatoires ou correction au niveau du groupe sur la base de Gauss champ aléatoire peut être effectué à la place de la correction de Bonferroni pour une analyse plus sensible 4. Remarque: Le délai hémodynamique peut varier en fonction des zones cérébrales ciblées, des agents pharmacologiques utilisés, et des paramètres physiologiques. Il est essentiel de contrôler ces paramètres afin d&#39;éviter la variabilité intra-sujet et inter-sujets. </li><li> Quantifier la réponse BOLD en définissant un retour sur investissement pour extraire des données temps-cours. La moyenne de la variation du signal de pour cent pour tous les voxels à l&#39;intérieur de la même structure anatomique. Analyse voxel-sage à l&#39;aide du modèle linéaire général peut également être utilisé 5. </li></ol>

<ol><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+rat+brain+in+stereotaxic+coordinates%2C+5th+edition%22">The rat brain in stereotaxic coordinates, 5th edition</a>. , Academic Press. (2004).</li>
<li>Fukuda, M., Vazquez, A. L., Zong, X., Kim, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+the+alpha%282%29-adrenergic+receptor+agonist+dexmedetomidine+on+neural%2C+vascular+and+BOLD+fMRI+responses+in+the+somatosensory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Effects of the alpha(2)-adrenergic receptor agonist dexmedetomidine on neural, vascular and BOLD fMRI responses in the somatosensory cortex.</a> Eur. J. Neurosci. 37 (2), 80-95 (2013).</li>
<li>Lai, H. Y., Younce, J. R., Albaugh, D. L., Kao, Y. C., Shih, Y. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+MRI+reveals+frequency-dependent+responses+during+deep+brain+stimulation+at+the+subthalamic+nucleus+or+internal+globus+pallidus%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Functional MRI reveals frequency-dependent responses during deep brain stimulation at the subthalamic nucleus or internal globus pallidus.</a> NeuroImage. In press, (2013).</li>
<li>Frackowiak, R. S. J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFrackowiak%2C+RSJ+%22Human+Brain+Function%22">Human Brain Function</a>. , (2004).</li>
<li>Poline, J. B., Brett, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+general+linear+model+and+fMRI%3A+does+love+last+forever%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">The general linear model and fMRI: does love last forever.</a> NeuroImage. 62, 871-880 (2012).</li>
<li>Min, H. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation+induces+BOLD+activation+in+motor+and+non-motor+networks%3A+an+fMRI+comparison+study+of+STN+and+EN%2FGPi+DBS+in+large+animals%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation induces BOLD activation in motor and non-motor networks: an fMRI comparison study of STN and EN/GPi DBS in large animals.</a> NeuroImage. 63, 1408-1420 (2012).</li>
<li>Lozano, A. M., Lipsman, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+and+Regulating+Dysfunctional+Circuits+Using+Deep+Brain+Stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Probing and Regulating Dysfunctional Circuits Using Deep Brain Stimulation.</a> Neuron. 77, 406-424 (2013).</li>
<li>DeLong, M., Wichmann, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation+for+movement+and+other+neurologic+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+N.Y.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation for movement and other neurologic disorders.</a> Ann. N.Y. Acad. Sci. 1265, 1-8 (2012).</li>
<li>Goodman, W. K., Alterman, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation+for+intractable+psychiatric+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Rev.+Med%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation for intractable psychiatric disorders.</a> Ann. Rev. Med. 63, 511-524 (2012).</li>
<li>Pizzolato, G., Mandat, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation+for+movement+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Integr.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation for movement disorders.</a> Front. Integr. Neurosci. 6, 2 (2012).</li>
<li>Logothetis, N. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+we+can+do+and+what+we+cannot+do+with+fMRI%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">What we can do and what we cannot do with fMRI.</a> Nature. 453, 869-878 (2008).</li>
<li>Li, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+deep+brain+stimulation+in+Parkinsonian+rats+directly+influences+motor+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Therapeutic deep brain stimulation in Parkinsonian rats directly influences motor cortex.</a> Neuron. 76, 1030-1041 (2012).</li>
<li>Pan, W., Thompson, G., Magnuson, M., Majeed, W., Jaeger, D., Keilholz, S. Simultaneous fMRI and Electrophysiology in the Rodent. (42), (2010).</li>
<li>Huttunen, J. K., Grohn, O., Penttonen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coupling+between+simultaneously+recorded+BOLD+response+and+neuronal+activity+in+the+rat+somatosensory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Coupling between simultaneously recorded BOLD response and neuronal activity in the rat somatosensory cortex.</a> NeuroImage. 39, 775-785 (2008).</li>
<li>Logothetis, N. K., Pauls, J., Augath, M., Trinath, T., Oeltermann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurophysiological+investigation+of+the+basis+of+the+fMRI+signal%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Neurophysiological investigation of the basis of the fMRI signal.</a> Nature. 412, 150-157 (2001).</li>
<li>Shih, Y. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+scenario+for+negative+functional+magnetic+resonance+imaging+signals%3A+endogenous+neurotransmission%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A new scenario for negative functional magnetic resonance imaging signals: endogenous neurotransmission.</a> J. Neurosci. 29, 3036-3044 (2009).</li>
<li>Shih, Y. Y., Wey, H. Y., De La Garza, B. H., Duong, T. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Striatal+and+cortical+BOLD%2C+blood+flow%2C+blood+volume%2C+oxygen+consumption%2C+and+glucose+consumption+changes+in+noxious+forepaw+electrical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cereb.+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Striatal and cortical BOLD, blood flow, blood volume, oxygen consumption, and glucose consumption changes in noxious forepaw electrical stimulation.</a> J. Cereb. Blood Flow Metab. 31, 832-841 (2011).</li>
<li>Shmuel, A., Augath, M., Oeltermann, A., Logothetis, N. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Negative+functional+MRI+response+correlates+with+decreases+in+neuronal+activity+in+monkey+visual+area+V1%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Negative functional MRI response correlates with decreases in neuronal activity in monkey visual area V1.</a> Nat. Neurosci. 9, 569-577 (2006).</li>
<li>Schridde, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Negative+BOLD+with+large+increases+in+neuronal+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Cereb.+Cortex%22%5BJournal%5D)">Negative BOLD with large increases in neuronal activity.</a> Cereb. Cortex. 18, 1814-1827 (2008).</li>
<li>Shmuel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sustained+negative+BOLD%2C+blood+flow+and+oxygen+consumption+response+and+its+coupling+to+the+positive+response+in+the+human+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Sustained negative BOLD, blood flow and oxygen consumption response and its coupling to the positive response in the human brain.</a> Neuron. 36, 1195-1210 (2002).</li>
<li>Harel, N., Lee, S. -P., Nagaoka, T., Kim, D. -S., Kim, S. -G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Origin+of+negative+blood+oxygenation+level%E2%80%93dependent+fMRI+signals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cereb.+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Origin of negative blood oxygenation level–dependent fMRI signals.</a> J. Cereb. Blood Flow Metab. 22, 908-917 (2002).</li>
<li>Lee, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+and+local+fMRI+signals+driven+by+neurons+defined+optogenetically+by+type+and+wiring%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Global and local fMRI signals driven by neurons defined optogenetically by type and wiring.</a> Nature. 465, 788-792 (2010).</li>
<li>Carmichael, D. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+MRI+with+active%2C+fully+implanted%2C+deep+brain+stimulation+systems%3A+safety+and+experimental+confounds%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Functional MRI with active, fully implanted, deep brain stimulation systems: safety and experimental confounds.</a> NeuroImage. 37, 508-517 (2007).</li>
<li>Tagliati, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+of+MRI+in+patients+with+implanted+deep+brain+stimulation+devices%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Safety of MRI in patients with implanted deep brain stimulation devices.</a> NeuroImage. 47 Suppl 2, 53-57 (2009).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Simultanée DBS et IRMf représente une boîte à outils expérimental prometteur pour l&#39;identification et la caractérisation des réponses globales en aval à la stimulation des circuits neuronaux, in vivo. L&#39;avantage majeur de cette technique par rapport aux autres outils disponibles, tels que les enregistrements électrophysiologiques, réside dans le caractère relativement impartiale de l&#39;IRMf, où une zone vaste et diversifié du tissu cérébral peut être examiné pour la réactivité de DBS à n&#39;importe q...

Déterminer les effets globaux en aval de l&#39;activité des circuits neuronaux représente un défi majeur et un objectif pour de nombreux domaines de la neuroscience des systèmes. Un manque d&#39;outils sont actuellement disponibles répondent à ce besoin, et donc il ya une demande pour une plus grande accessibilité des montages expérimentaux appropriés. Une telle méthode pour évaluer la conséquence globale de l&#39;activation des circuits neuronaux repose sur l&#39;application simultanée de la stimulation cérébrale profonde électrique (DBS) et l&#39;IRM fonctionnelle (IRMf). DBS-IRMf permet la détection de réponses en aval de l&#39;activation du circuit à grande échelle spatiale, et peut être appliqué à pratiquement n&#39;importe quelle cible de stimulation. Cet ensemble d&#39;outils est très approprié pour des études précliniques traductionnelles, y compris la caractérisation de réponses à la stimulation à haute fréquence thérapeutique. En plus de l&#39;accès à un scanner IRM approprié, expériences réussies DBS-IRMf exigent l&#39;examen d&#39;un certain nombre de variables, y compris le type d&#39;électrode, la méthode de la sédation et de la maintenance des paramètres physiologiques. Par exemple, le choix de l&#39;électrode doit être fondée sur des facteurs liés à la stimulation efficacité (par exemple. Taille et la conductance de plomb, mono-vs bipolaire), ainsi que la compatibilité MR et l&#39;électrode taille d&#39;artefact. artefacts d&#39;électrodes varient en fonction du matériau d&#39;électrode, et la taille ainsi que la séquence de balayage utilisée; tests pré-expérimental complet doit être employée pour déterminer le type d&#39;électrode appropriée pour chaque étude. En général, les électrodes de tungstène de microfilaires sont recommandés pour ce protocole. Choix de paralytique et sédatif doit être fait pour immobiliser efficacement l&#39;animal et de réduire les effets de suppression de certains sédatifs sur le niveau de signal-en oxygène du sang (BOLD). Enfin, il est essentiel de maintenir l&#39;animal à des paramètres physiologiques optimales, y compris la température corporelle et la saturation en oxygène. Le protocole que nous avons développé pour DBSIRMf surmonte nombre de ces obstacles potentiels, et dans nos mains, fournit des résultats fiables et cohérents. De plus, ces procédures expérimentales peuvent être aisément adoptées pour la combinaison de l&#39;IRMf avec les méthodes de stimulation de substitution, y compris une stimulation optogenetic.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane (Forane)</td><td>Baxter</td><td>1001936060</td><td></td></tr><tr><td>Dexmédétomidine (Dexdomitor)</td><td>Pfizer</td><td>145108-58-3</td><td></td></tr><tr><td>Bromure de pancuronium</td><td>Selleckchem</td><td>S2497</td><td></td></tr><tr><td>9,4 T Petit Animal IRM</td><td>Bruker</td><td></td><td>BioSpec Système avec gradient BGA-9S</td></tr><tr><td>Cadre stérotaxique</td><td>Kopf</td><td></td><td>Modèle 962</td></tr><tr><td>Petit Ventilateur pour animaux</td><td>CWE, Inc.</td><td>12-02100</td><td>Modèle SAR-830</td></tr><tr><td>Ciment dentaire</td><td>A-M Systems</td><td>525000</td><td>Teets Durcissement à froid</td></tr><tr><td>MouseOx Plus System</td><td>STARR Life Science Corp.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Capnomètre</td><td>Surgivet, Smith Medical</td><td></td><td>Série V9004</td></tr><tr><td>Isolateur de stimulus</td><td>World Precision Instruments</td><td></td><td>Modèle A365</td></tr><tr><td>Vis en laiton compatibles MR</td><td>McMaster Carr</td><td>94070A031</td><td>Filetage 0-80, 1/4 po. Peut être coupé à la longueur souhaitée.</td></tr><tr><td>Fil de tungstène</td><td>California Fine Wire Company</td><td>100211</td><td>Utilisé pour construire une pompe à seringue à microélectrodes stimulantes compatible avec l’IRM</td></tr><tr><td></td> Modèle <td>Harvard Appartus</td><td></td><td>PHD 2000 (non compatible avec l’IRM)</td></tr></tbody></table>

la stimulation cérébrale profonde avec simultanée irmf chez les rongeurs

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

Afin de visualiser les réponses neuronales mondiaux et en aval à la stimulation cérébrale profonde (DBS) à différents objectifs, nous avons mis au point un protocole pour l&#39;utilisation de niveau d&#39;oxygène dans le sang (BOLD) d&#39;imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf) à l&#39;image des rongeurs avec simultanée DBS. DBS IRMf présente un certain nombre de défis techniques, y compris la précision de l&#39;implantation d&#39;électrodes, artefacts MR créés par l&#39;électrode, le choix de l&#39;anesthésie et de paralysie de minimiser les effets neuronaux tout en éliminant les mouvements des animaux, et l&#39;entretien des paramètres physiologiques, déviation à partir de laquelle peuvent confondre l&#39; le signal BOLD. Notre laboratoire a mis au point un ensemble de procédures qui sont capables de surmonter la plupart de ces problèmes éventuels. Pour une stimulation électrique, une maison de tungstène bipolaire microélectrode est utilisé, inséré par stéréotaxie au site de stimulation dans le sujet anesthésié. En préparation de l&#39;imagerie, les rongeurs sont fixés sur une pièce de tête en matière plastique ettransféré à l&#39;alésage de l&#39;aimant. Pour la sédation et la paralysie pendant le balayage, un cocktail de dexmédétomidine et pancuronium est infusé en continu, avec une dose minimale de l&#39;isoflurane, cette préparation minimise l&#39;effet de plafond BOLD d&#39;anesthésiques volatiles. Dans cet exemple, l&#39;expérience, la stimulation du noyau sous-thalamique (STN) produit des réponses GRAS qui sont observées principalement dans les régions corticales ipsilatérales, centrée sur le cortex moteur. Simultanée DBS et l&#39;IRMf permet la modulation sans ambiguïté des circuits neuronaux en fonction du site de stimulation et des paramètres de stimulation, et permet l&#39;observation des modulations neuronales libres de partialité régionale. Cette technique peut être utilisée pour étudier les effets en aval de la modulation de circuits neuronaux à presque n&#39;importe quel région du cerveau, avec des implications pour la clinique et expérimentale DBS.

Des données fonctionnelles représentatives ont été acquis selon le protocole ci-dessus dans un seul rat avec une électrode de stimulation implantée sur le noyau sous-thalamique sur le côté droit. Une illustration de la configuration essentielle pour l&#39;acquisition d&#39;images IRMf DBS est fournie à la figure 1. La stimulation a été appliqué en accord avec le protocole ci-dessus, avec une amplitude de 0,3 mA, la fréquence de 130 Hz et la durée d&#39;impulsion de 0,09 ms. Activation robuste de ipsilat...

Ce protocole décrit un procédé standard pour l&#39;imagerie fonctionnelle simultanée de résonance magnétique et la stimulation cérébrale profonde dans le rongeur. L&#39;utilisation combinée de ces outils expérimentaux permet l&#39;exploration de l&#39;activité aval mondiale en réponse à une stimulation électrique à pratiquement n&#39;importe quelle cible de cerveau.

La stimulation cérébrale profonde avec simultanée IRMf chez les rongeurs

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Bonjour, je suis John Ya. Et moi, c'est Dan Alba. Aujourd'hui, nous allons démontrer une IRM fonctionnelle combinée à une stimulation cérébrale profonde simultanée chez un rat.Nous pouvons utiliser cette technique pour cartographier les réponses fonctionnelles dans tout le cerveau lors d'une stimulation cérébrale profonde à diverses cibles. Ce protocole comprend l'implantation stéréotaxique d'électrodes, l'acquisition d'IRMf et l'analyse des réponses fonctionnelles. La première étape consiste en l'implantation des électrodes.Nous allons implanter un électrode unilatéralement dans le noyau sous-thalamique. Nous commencerons par anesthésier complètement l'animal et surveiller les paramètres physiologiques, notamment l'oxygénation et la température corporelle, tout au long de la procédure. Commencez par préparer le site chirurgical en éliminant les poils et en fixant l'animal sur un cadre stéréotaxique.Utilisez une pommade pour lubrifier les yeux de l'animal pendant la procédure. Appliquez un antiseptique sur le site opératoire et placez des champs stériles sur la zone désinfectée. Pour terminer la préparation du site chirurgical.Retirez la peau et la fascia recouvrant le crâne, en ve

deep-brain-stimulation-with-simultaneous-fmri-in-rodents

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Nous avons développé une méthode pour l'imagerie simultanée par résonance magnétique fonctionnelle et l'enregistrement électrophysiologique dans le cerveau de rongeurs, en fournissant une plateforme pour l'étude de la relation entre l'activité neuronale et le niveau d'oxygénation du sang dépendantes (BOLD) du signal IRM.

IRMf simultanées et l&#39;électrophysiologie dans le cerveau de rongeurs

Source : Casquero-Veiga, M. et al. Tomographie par émission de positons in vivo pour révéler les modèles d’activité induits par la stimulation cérébrale profonde chez le rat. J. Vis. Exp. (2022).Cette vidéo démontre les effets métaboliques de la stimulation cérébrale profonde (SCP) à l’aide de l’imagerie FDG-PET dans un modèle de rat. Il décrit les étapes de l’administration du FDG, de l’application de la SCP et de l’imagerie TEP/TDM pour cartographier les régions du cerveau où l’activité...

Évaluation de la neuromodulation métabolique induite par la stimulation cérébrale profonde aiguë chez le rat à l’aide de la TEP-FDG in vivo

Source : Batra, V., et al. Une méthode générale pour évaluer les effets de la stimulation cérébrale profonde sur l’auto-administration de méthamphétamine par voie intraveineuse. J. Vis. Exp. (2016).Cette vidéo démontre un modèle de toxicomanie chez le rat dans lequel l’animal s’auto-administre de la méthamphétamine par voie intraveineuse en appuyant sur un levier, conduisant à un comportement compulsif de recherche de drogue entraîné par la libération de dopamine dans le noyau accumbens. Pour...

La stimulation cérébrale profonde comme traitement de la toxicomanie dans un modèle de rat

Source : Selvakumar, T., et al., Analyse des changements d’expression génique dans l’hippocampe du rat après une stimulation cérébrale profonde du noyau thalamique antérieur. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo montre la procédure d’implantation d’électrodes dans le cerveau du rat pour appliquer une stimulation cérébrale profonde (SCP), qui module l’activité neuronale et améliore la communication avec l’hippocampe, favorisant ainsi la survie neuronale et la neurogenèse.

Effets de la stimulation cérébrale profonde sur l’activité neuronale de l’hippocampe dans un modèle de rat

Le mécanisme sous-jacent aux effets thérapeutiques de la chirurgie de stimulation cérébrale profonde (SCP) doit être étudié. Les méthodes présentées dans ce manuscrit décrivent une approche expérimentale pour examiner les événements cellulaires déclenchés par la SCP en analysant le profil d’expression génique des gènes candidats qui peuvent faciliter la neurogenèse après une chirurgie de SCP.

Analyse des modifications d&#39;expression génique dans l&#39;hippocampe de rat après stimulation cérébrale profonde de l&#39;antérieur thalamique Nucleus

Une méthode d’implantation d’électrodes dans le noyau sous-thalamique (STN) de rats est décrite. Une meilleure localisation du STN a été obtenue grâce à l’utilisation d’un système de microenregistrement. De plus, une configuration de stimulation est présentée qui se caractérise par des connexions durables entre la tête de l’animal et le stimulateur.

Microélectrodes guidée implantation d&#39;électrodes dans le noyau sous-thalamique des rats à long terme de stimulation cérébrale profonde

Cet article décrit l’administration d’une stimulation électrique intracrânienne qui est temporellement et spatialement séparée de l’environnement de consommation de drogues pour le traitement de la dépendance à la méthamphétamine IV.

Une méthode générale pour évaluer les effets sur la stimulation cérébrale profonde intraveineuse méthamphétamine auto-administration

Ce protocole décrit un montage chirurgical pour une prise d’électrode permanente epicranial et une électrode de poitrine implanté chez les rongeurs. En plaçant une deuxième électrode dans la douille, différents types de stimulation électrique cérébrale transcrânienne peuvent être livrés au système moteur chez les animaux alerte à travers le crâne intact.

Stimulation transcrânienne électrique cérébrale chez les rongeurs alertes

Ce protocole décrit la quantification des variations hémodynamiques cérébrales volumétriques dans le cerveau de la souris à l’aide d’ultrasons fonctionnels (uAp). Les procédures pour la carte d’activation fonctionnelle 3D suivant la stimulation sensorielle ainsi que la connectivité fonctionnelle à l’état de repos sont fournies à titre d’exemples illustratifs, chez des souris anesthésiées et éveillées.

Activation 3D du cerveau entier et cartographie de la connectivité fonctionnelle chez la souris à l’aide de l’imagerie échographique fonctionnelle transcrânienne

Ce protocole décrit une méthode permettant d’obtenir des données d’imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf- rs) stables à l’état de repos d’un rat en utilisant de l’isoflurane à faible dose en association avec de la dexmèdetomidine à faible dose.

Acquisition de données d’imagerie par résonance magnétique fonctionnelle à l’état de repos chez le rat

Nous décrivons une méthode expérimentale préclinique pour évaluer la neuromodulation métabolique induite par la stimulation cérébrale profonde aiguë avec le FDG-TEP in vivo . Ce manuscrit comprend toutes les étapes expérimentales, de la chirurgie stéréotaxique à l’application du traitement de stimulation et à l’acquisition, au traitement et à l’analyse des images TEP.

In vivo Tomographie par émission de positons pour révéler les schémas d’activité induits par la stimulation cérébrale profonde chez le rat

Découvrez la stimulation cérébrale profonde avec IRMf simultanée chez le rat pour cartographier les réponses fonctionnelles cérébrales. Cette méthode permet d'étudier l'activité neuronale en temps réel et la connectivité cérébrale.

La stimulation cérébrale profonde avec simultanée IRMf chez les rongeurs

Explorer plus de vidéos