Name: La cartographie sur-AFM des propriétés élastiques de la paroi cellulaire: au tissu, cellulaire, et des résolutions Subcellular (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 26 s
Description: Apprenez à cartographier les propriétés mécaniques des tissus végétaux par microscopie à force atomique. Cette méthode permet d'analyser les changements mécaniques des parois cellulaires lors du développement des plantes.

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Un merci tout spécial à Yves Couder pour de nombreuses discussions utiles. Nous remercions Atef Asnacios pour l&#39;étalonnage des consoles et des discussions. Nous remercions Lisa Willis, Elliot Meyerowitz, et Oliver Hamant pour la lecture critique. Ce travail a été financé en partie par Human Frontier Science Program RGP0062/2005-C de subvention; Projets de l&#39;Agence Nationale de la Recherche&#39;&#39; Growpec,&#39;&#39; et&#39;&#39; Mechastem&#39;&#39;.

1. Préparer lames de verre pour l&#39;échantillon de montage <ol><li> Préparer plongement médias agarose: 0,7% d&#39;agarose à faible point de fusion dans 10% de mannitol (dans l&#39;eau). </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un instrument de métal solide (par exemple pointe de forage, de la chaux), graver un cm x 0,5 0,5 zone dans le centre d&#39;une lame de verre de microscope. Ou plutôt, coller un petit morceau de lamelle de verre (environ 20 x 200 um) à la lame de verre avec de la colle Araldite. REMARQUE: Cette rugosité de la surface, afin de faciliter l&#39;adhérence de l&#39;agarose afin de s&#39;assurer que les bâtonnets de médias d&#39;agarose ou des corrections à la diapositive. Cette glissière peut être réutilisé. </li><li> Positionner une gouttelette d&#39;environ 20 pi d&#39;agarose à insérer de support sur la région gravée de la lame de verre. On obtient ainsi un film mince d&#39;agarose. </li><li> Conservez la lame de verre dans une boîte humide et attendre que les médias d&#39;agarose à solidifier. </li></ol> 2. Dissection et montage échantillons méristèmes <ol><li> Microdissect méristèmes pour imagination confocaleng: supprimer les boutons floraux, un par un à partir de la tige en les tirant vers le bas avec des pincettes ultra-fines. Il est important d&#39;enlever tous les bourgeons floraux à les bourgeons qui ne présentent pas de sépales (c&#39;est à dire les ébauches de P1 14). </li><li> En utilisant une lame de rasoir ou la pointe de la pince à épiler, couper le méristème loin de la tige. La coupe doit être parallèle à la région de la surface du méristème qui doit être mesurée à l&#39;aide de l&#39;AFM. Le sommet obtenu doit être comprise entre 300 um et 600 um haute pour passer sous la pointe de l&#39;AFM. </li><li> Poussez le sommet dans le film de médias agarose préparés à l&#39;étape 1.1.4. Choisir un emplacement sur la lame de verre / agarose et pousser doucement de telle sorte que le méristème est à la fois directement en contact avec la lame de verre et fait saillie hors de l&#39;agarose. Il est essentiel de positionner le méristème dans la gélose dans les quelques secondes qui suivent sa coupe de la tige. NOTE: Ceci est pour éviter le méristème de séchage. A ce stade, le méristème sera debout dans un crack parce que l&#39;agarose fracturé lors de l&#39;application de la pression. </li><li> Préparer plusieurs méristèmes de cette manière pour l&#39;imagerie par lots, à condition qu&#39;ils soient de la même hauteur et sont placées à moins de 500 pm les unes des autres sur la diapositive. Gardez les méristèmes préparés dans la zone humide tandis que la dissection des échantillons supplémentaires. NOTE: Il limite la variation venant de l&#39;étalonnage. Idéalement 2 échantillons de chaque état peuvent être préparés et mesurés de façon aléatoire. Jusqu&#39;à présent, il est sans effet observé de l&#39;imagerie de lot sur la mesure (stress induit une réponse). Cela pourrait être, grâce à la dilution de molécules de signalisation de stress dans l&#39;agar-agar et / ou de la solution de montage. En variante, la réaction de stress est la même quelle que soit la quantité de l&#39;échantillon préparé. </li><li> Avant de passer à l&#39;étape suivante, assurez-vous que la frontière entre le méristème et les boutons floraux est sec. Sinon, retirez délicatement l&#39;excès d&#39;eau avec un papier filtre. Cela devrait éviter dans l&#39;étape suivante que le fonduagarose inonde l&#39;échantillon en raison de forces de capillarité. </li><li> Avec une pipette 20 ul, ajouter suffisamment fondu de montage agarose à remplir la fissure créée à l&#39;étape 1.2.3. et à entourer chaque méristème. L&#39;agarose devrait atteindre le niveau de la cicatrice de bourgeon de fleur enlevé (de primordium). Pour ce faire, il peut être nécessaire d&#39;ajouter d&#39;agarose à chaque extrémité de la fissure. </li><li> Lorsque la gélose est ajouté, il va rapidement inonder dans la fissure; à l&#39;aide de la pipette, aspirer une partie de l&#39;agarose fondu de montage afin de s&#39;assurer que le méristème est le point le plus haut sur le coulisseau. Cela corrige le méristème de sorte qu&#39;il ne peut pas se déplacer au cours de l&#39;imagerie. </li></ol> 3. Montage des racines ou hypocotyle échantillons <ol><li> Pour les racines et les hypocotyles, aucune dissection est nécessaire. Dans le film mince d&#39;agarose sur la lame de verre préparées, faire une rainure, soit directement au-dessus d&#39;une gravure dans le verre ou le long d&#39;une lamelle de verre. Positionner la racine ou de l&#39;hypocotyle dans cette rainure en s&#39;assurant qu&#39;il est en contact avec leverre sur toute sa longueur. </li><li> Avant de passer à l&#39;étape suivante, assurez-vous que l&#39;échantillon est sec à sa surface. Sinon, retirez délicatement l&#39;excès d&#39;eau avec un papier filtre. </li><li> Ajouter fondu de montage agarose autour de l&#39;échantillon comme dans l&#39;étape 1.2.6. </li></ol> 4. AFM Préparation et Calibrage de la sensibilité (pour un JPK Nanowizard AFM) <ol><li> Monter un porte à faux sur l&#39;AFM. Le cantilever doit être monté avec pénétrateur de forme ronde. Le rayon détermine les coordonnées x, y, z de résolution et la profondeur de pénétration au cours de laquelle une mesure précise puisse être archivée. <ol><li> Pour prendre des mesures méso-échelle nanométrique à la surface de l&#39;épiderme, utiliser un pénétrateur ronde rayon de 50 nm; de prendre des mesures méso-échelle, utiliser un rayon um pénétrateur ronde 0,5; de prendre des mesures micrométriques (dans 2-3 cellules), utiliser un pénétrateur ronde 2,5 um de rayon. </li></ol></li><li> Positionner le laser à la pointe de la poutre. Aligner le laser au milieudu capteur à l&#39;aide du miroir. </li><li> Placez un verre propre sous l&#39;AFM. Remarque: le texte suivant est réglé pour transformer le signal de la position du laser sur le récepteur AFM en une déformation de la poutre et, par l&#39;évaluation de la constante de rappel du levier, pour la traduire en une force. </li><li> Approche avec une force de cible &quot;consigne&quot; de 1 V. </li><li> Sélectionnez «spectroscopie de force&quot;. Faites une entaille en réglant le maximum &quot;point de consigne par rapport&quot; à 2 V, la &quot;étendre vitesse&quot; à 40 um / s, et le &quot;z longueur&quot; à 5 um. </li><li> Dans le menu &quot;calibrage gestionnaire&quot;, sélectionnez la partie linéaire de la courbe vers l&#39;avant pour s&#39;adapter à la sensibilité à l&#39;aide du bouton «sélectionner gamme ajustement&quot;. Le &quot;point de consigne par rapport&quot; devrait être transformé de &quot;V&quot; pour &quot;mètre&quot;. </li><li> Dans le menu «gestionnaire d&#39;étalonnage&quot;, sélectionnez &quot;constante de rappel» pour évaluer l&#39;elasticity du cantilever, avec des fluctuations thermiques. Appuyez sur &quot;Exécuter&quot; pour obtenir le tracé de la densité spectrale de la poutre. Trouver le pic de résonance à la fréquence la plus basse. Monter à l&#39;aide de la touche «select gamme ajustement&quot;. NOTE 1: Pour plus de détails sur le réglage des fluctuations thermiques, lu Cook et al 15. NOTE 2: Il est préférable d&#39;utiliser une méthode directe pour évaluer l&#39;élasticité de la poutre à l&#39;aide d&#39;une console de référence (ou matériau de raideur connue). Celle utilisée ici a été gracieusement offert par Atef Asnacios 16. </li><li> Ajouter 200 pi de solution de mannitol à 10% sous la pointe du cantilever. Réaligner le laser au moyen du capteur à l&#39;aide du miroir. </li><li> Recalibrer la sensibilité: à partir du menu &quot;calibrage gestionnaire&quot;, cliquez sur le bouton «inconnu»; répétez les étapes 2.3 à 2.5. </li></ol> . 5 Acquisition de données: module de Young apparent de Cartographie <ol&gt; <li> Placer les échantillons montés sous l&#39;AFM et ajouter une goutte de 500 pl d&#39;une solution de mannitol à 10% sur l&#39;échantillon. La solution de mannitol plasmolyzes les cellules en quelques minutes. </li><li> Approche avec une force de cible (&quot;consigne&quot;) de 20 nN (&quot;de point de consigne&quot; ne devrait pas être plus de 3 V) </li><li> Retrait d&#39;un &quot;point de consigne relative» de 200 nN, un &quot;étendre vitesse&quot; de 40 um / s, et &quot;z longueur&quot; de 5 um. </li><li> Réglez le &quot;point de consigne relative&quot; afin d&#39;obtenir une empreinte de 100 nm pour le 200 nm monté en porte à faux ou 0,5 um pour la 1 pm / 5 um cantilever monté. </li><li> En mode &quot;cartographie de la force&quot;, sélectionnez une région à numériser: pour méristèmes, 70 um x 70 um avec une résolution (&quot;pixels&quot;) de 64 x 64; pour les hypocotyles et les racines, 100 um x 100 um avec une résolution de 64 x 64. </li><li> Appuyez sur SCAN pour lancer les expériences. Enregistrez la sortie. </li&gt; </ol> 6. Analyse des données: calculs de l&#39;apparente module d&#39;Young <ol><li> Ouvrir le fichier de données dans le logiciel d&#39;analyse de données. </li><li> Sélectionnez &quot;traitement par lots&quot; pour appliquer la même analyse à toutes les courbes d&#39;une seule carte. </li><li> Sélectionner &quot;corriger la hauteur de la flexion de la poutre&quot; afin d&#39;extraire la profondeur de pénétration. </li><li> Sélectionnez &quot;module fonction d&#39;ajustement de Young» qui suppose la force est proportionnelle à la surface de l&#39;indentation. Réglez la &quot;forme de pointe&quot; pour paraboliques de supposer que la forme d&#39;indentation est une parabole. </li><li> Indiquez le rayon de la pointe. </li><li> Sélectionner préférentiellement le &quot;retract&quot; courbe de l&#39;analyse, car il est moins sensible à la topographie de la courbe &quot;étendre&quot;. Cependant, si il ya adhérence importante de la sonde au cours de la &quot;rentrée&quot;, utilisez la courbe «prolonger», qui est insensible à coller. </li><li> Setle coefficient de Poisson de 0,5. Appuyez sur analyser et enregistrer la sortie. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Chez les plantes, la modification des propriétés mécaniques jouent un rôle majeur dans la direction de la croissance et de la morphogenèse. À ce jour, il ya eu de grands progrès dans le décryptage des réseaux génétiques et chimiques qui contrôlent la croissance des plantes, mais notre connaissance de la façon dont ces réseaux contribuent à et sont affectés par les changements des propriétés mécaniques est rudimentaire. Cette méthode devrait nous permettre de combler cette lacune, et il devrait donc être de grand intérêt...

La croissance des plantes est obtenue par l&#39;expansion coordonnée des parois cellulaires rigides qui entourent chacune des cellules de l&#39;organisme. L&#39;accumulation de preuves indique que c&#39;est grâce à la modification de la chimie de la paroi cellulaire des plantes qui contrôlent localement cette expansion. L&#39;expansion est pensée pour être entraînée principalement par pression sur les parois des cellules, provoquée par la haute pression de turgescence de la cellule; cette réponse en déformation à la pression de turgescence est régie par les propriétés mécaniques des parois cellulaires 1. On sait peu de ces propriétés mécaniques et comment ils changent au cours du développement. Par ailleurs on sait peu de la façon dont ces propriétés mécaniques sont contrôlés et si des évaluations contribuent à modifier la chimie de la paroi cellulaire d&#39;une manière qui est apparemment coordonné à travers un tissu. Si nous voulons comprendre le lien entre les changements chimiques et mécaniques dans les parois cellulaires de la plante au cours du développement, et, finalement, comment ces interactions microscopiques régissent une planteDe croissance macroscopique, une méthode qui peut surveiller les propriétés mécaniques des parois cellulaires dans le développement des organes à l&#39;échelle cellulaire ou tissulaire est nécessaire. La méthode microscopie à force atomique (AFM) décrit ici, qui est basé sur micromètre ou du nanomètre compressions de tissus ou entailles, a été développé précisément pour mesurer les propriétés mécaniques des parois cellulaires dans le développement des organes simultanément à des résolutions sub-cellulaires et dans des régions entières du tissu. D&#39;autres méthodes ont soit une résolution qui est trop bas ou trop élevé: l&#39;extensomètre est seulement capable de mesurer les propriétés mécaniques moyennes d&#39;un tissu tout à l&#39;échelle du millimètre 2-4, une échelle qui est par exemple trop grande pour mesurer les événements précoces l&#39;organogenèse; la microindenter peut prendre des mesures à la résolution subcellulaire à l&#39;échelle du nanomètre, mais il est limité à la mesure des cellules isolées et non des groupes de cellules ou d&#39;organes 5-7. Avec l&#39;AFM, le besoind tissulaire, cellulaire et subcellulaire des résolutions peuvent être atteints 8-10. Récemment, plusieurs protocoles ont été développés spécifiquement pour mesurer la mécanique de plantes tissus qui pourraient également être utilisés 11, 12. Nous allons présenter ici comment évaluer l&#39;élasticité des tissus grâce à la mesure du module de Young apparent 13. Le module d&#39;Young est couramment utilisé pour décrire la rigidité du matériau. Pendant petite déformation de la force requise pour déformer un matériau est proportionnelle à la surface de l&#39;indentation. Le module d&#39;Young est ce coefficient. Dans le cas d&#39;un matériau homogène continu le même coefficient sera mesuré, indépendamment du type d&#39;indentation (de taille et la forme) mais va changer avec la vitesse de la mesure. Dans le cas de la structure complexe de tissus végétaux, nous avons observé que la mesure de la force est proportionnelle à la déformation permettant la détermination deun coefficient de proportionnalité que l&#39;on nomme «module de Young apparent». En contraste à partir de supports continus dans les plantes, ce module de Young apparent est sensible à la taille de l&#39;indentation. Elle ne correspond pas à la jeune modules d&#39;une paroi cellulaire pure. Il décrit le mieux l&#39;élasticité de l&#39;échafaudage de la paroi cellulaire du tissu.

<table><tbody><tr><td>AFM</td><td>JPK</td><td>NanoWizard</td><td>Toutes les 3 générations sont capables de faire le travail avec le même précipice.</td></tr><tr><td>Requis</td><td></td><td></td><td>pour un échantillon à faible topographie (moins de 11 & micro ; m entre le point le plus bas et le point le plus élevé dans la zone de balayage de force).</td></tr><tr><td>Optique AFM</td><td>JPK</td><td>Vue de dessus Optique</td><td>Très importante pour positionner l’échantillon. Pourrait être remplacé par des jumelles à longue portée ou un microscope.</td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Leica</td><td>M125</td><td>N’importe quel type de stéréomicroscope peut faire l’affaire.</td></tr><tr>Nanocapteurs <td>en porte-à-faux montés 150 nm</td><td>Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchâtel, Suisse</td><td>R150-NCL-10</td><td>Pour mesurer uniquement la paroi cellulaire à la surface de l’épiderme, utilisez.</td></tr><tr><td>1 et micro ; Nanocapteurs en porte-à-faux montés Rue</td><td>Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchâtel, Suisse</td><td>SD-Sphere-NCH-S-10</td><td>Pour mesurer la mécanique de la paroi cellulaire orthogonale à la surface de l’épiderme.</td></tr><tr><td>Nanocapteurs en porte-à-faux sans pointe</td><td>Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchâtel, Suisse</td><td>TL-NCH-20</td><td>Pour mesurer la mécanique locale du tissu (2-3 cellules de large), utilisez un 5 &micro ; Cantilever monté en M. Nous avons attaché un 5 &micro ; M perle de borosilicate à un porte-à-faux sans pointe.</td></tr><tr><td>5 et micro ; m microsphères de silicium</td><td>Corpusculaire</td><td>C-SIO-5</td><td></td></tr><tr><td>Araldite</td><td>Bartik S.A. 77170 Coubet, France</td><td></td><td>Araldite pour la fixation de la perle au porte-à-faux sans pointe.</td></tr><tr><td>Agarose à bas point de fusion</td><td>Fisher Scientific Fair Lawn, New Jersey 07410</td><td>BP160-100</td><td>34-45 &#176 ; C température de gélification</td></tr><tr><td>D-Mannitol</td><td>Sigma-Aldrich, 3050 Spruce Street, St. Louis, MO 63103 USA</td><td>M4125-500G</td><td></td></tr><tr><td>2 Pince à épiler en acier inoxydable n° 5</td><td>Ideal-Tek 6828 Balerna, Suisse&nbsp ;</td><td></td><td></td>951199</tr></tbody></table>

la cartographie sur-afm des propriétés élastiques de la paroi cellulaire: au tissu, cellulaire, et des résolutions subcellular

AFM-based Mapping of the Elastic Properties of Cell Walls: at Tissue, Cellular, and Subcellular Resolutions

Nous décrivons une méthode récemment développée pour mesurer les propriétés mécaniques des surfaces de tissus végétaux en utilisant microscopie à force atomique (AFM) micro / nano-indentations, pour un JPK AFM. Plus précisément, dans ce protocole, nous mesurons le module de parois cellulaires de Young apparent à des résolutions sub-cellulaires à travers les régions de jusqu&#39;à 100 um x 100 um de méristèmes floraux, hypocotyles et les racines. Cela nécessite une préparation minutieuse de l&#39;échantillon, la sélection correcte de micro-pénétrateurs et des profondeurs d&#39;indentation. Pour tenir compte des propriétés de la paroi cellulaire seulement, les mesures sont effectuées dans des solutions fortement concentrées de mannitol en vue de plasmolyser les cellules et ainsi supprimer la contribution de la pression de turgescence des cellules. Contrairement à d&#39;autres techniques existantes, en utilisant différents pénétrateurs et les profondeurs d&#39;indentation, cette méthode permet la mesure simultanée de plusieurs échelles, <em&gt; C&#39;est à dire à des résolutions sub-cellulaires et sur ​​des centaines de cellules comprenant un tissu. Cela signifie qu&#39;il est maintenant possible de caractériser spatialement-temporellement les changements qui ont lieu dans les propriétés mécaniques des parois cellulaires au cours du développement, l&#39;activation de ces modifications pour être en corrélation avec la croissance et la différenciation. Cela représente une étape clé pour comprendre comment les changements cellulaires microscopiques coordonnées apporter sur les événements morphogénétiques macroscopiques. Toutefois, plusieurs limitations persistent: le procédé ne peut être utilisé sur des échantillons relativement petits (autour de 100 um de diamètre) et seulement sur des tissus externes; la méthode est sensible à la topographie de tissu; il ne mesure que certains aspects des propriétés mécaniques complexes du tissu. La technique se développe rapidement et il est probable que la plupart de ces limitations seront résolus dans un proche avenir.

Dans la figure 1, nous présentons des cartes de modules jeunes typiques de méristèmes floraux (Figures 1A et 1B), jeunes et vieux hypocotyles (figures 1C-F), et méristème de la racine (figure 1G et 1H). Dans toutes les expériences, le pénétrateur est hémisphérique, mais son rayon est différent de sorte que différentes résolutions spatiales peuvent être atteints figures 1C et 1D montrent...

Nous décrivons une méthode pour cartographier les propriétés mécaniques des tissus végétaux à l’aide d’un microscope à force atomique (AFM). Nous nous concentrons sur la façon d’enregistrer les changements mécaniques qui se produisent dans les parois cellulaires au cours du développement des plantes à grande échelle à grande échelle, ce qui permet de corréler ces changements avec la croissance et la morphogenèse.

La cartographie sur-AFM des propriétés élastiques de la paroi cellulaire: au tissu, cellulaire, et des résolutions Subcellular

We describe a recently developed method to measure mechanical properties of the surfaces of plant tissues using atomic force microscopy (AFM) ...

L'objectif général de cette procédure est de cartographier les propriétés mécaniques des tissus végétaux à l'aide d'un microscope à force atomique. Commencez par préparer des lames de verre en pipettant une goutte d'agarose à basse température de fusion sur une zone gravée de la lame afin de former un film mince d'agarose. La deuxième étape consiste à disséquer et monter l'échantillon.Retirez les bourgeons floraux de la tige, coupez la tige de marris loin de la tige, puis immergez immédiatement la tige de me coupée dans le film Agros fin sur le verre. Ensuite, faites glisser et ajoutez suffisamment d'agarose de montage fondu pour combler la fissure créée lors de l'insertion de la tige de Maris dans le film Aros. La dernière étape consiste à préparer le microscope à force atomique pour l'acquisition des données.En fin de compte, l'analyse des données et les mesures du module apparent de Young des parois cellulaires produisent une carte mécanique des propriétés des parois cellulaires simultanément à des résolutions subcellulaires et sur des régions entières de tissu. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes est qu'elle permet de mesurer les proprié

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JoVE Journal

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La rigidité de la matrice extracellulaire influence fortement les comportements multiples de cellules adhérentes. Matrice de rigidité varie spatialement à travers un tissu, et subit des modifications dans les diverses maladies. Ici, nous développons des méthodes pour caractériser les variations spatiales de la rigidité dans le tissu pulmonaire normal de la souris et fibrotiques utilisant la microscopie à force atomique microindentation.

Micro-Mécanique de caractérisation du tissu pulmonaire par microscopie à force atomique

Cet article démontre un protocole pour caractériser les propriétés mécaniques des cellules vivantes au moyen de microindentation aide d'un microscope à force atomique (AFM).

Mesurer les propriétés mécaniques des cellules vivantes par microscopie à force atomique

Un nouveau protocole d’imagerie a été développé à l’aide d’un actionneur mécanique motorisé personnalisé pour permettre la mesure des réponses en temps réel à la déformation mécanique dans les cellules vivantes. Pertinent pour la mécanobiologie, le système peut appliquer des contraintes allant jusqu’à 20 % tout en permettant une imagerie en temps quasi réel avec la microscopie confocale ou à force atomique.

Imagerie sur cellule vivante pendant stretch mécanique

La cellulose cristalline est un constituant important de la paroi cellulaire végétale. Cependant, sa quantification à une résolution cellulaire est techniquement difficile.  Ici, nous rapportons l’utilisation de la technologie de la lumière polarisée et des sections efficaces des racines pour obtenir des informations sur la composition de la paroi cellulaire à une résolution spatio-temporelle.

Résolution Quantification haut de Crystalline Cellulose Accumulation dans<em&gt; Arabidopsis</em&gt; Roots pour surveiller cellulaire spécifique d&#39;un tissu mural Modifications

Ici, nous présentons la microscopie de force atomique (AFM), actionnée comme outil de nano- et de micro-indentation sur des cellules et des tissus. L'instrument permet l'acquisition simultanée de la topographie de surface 3D de l'échantillon et de ses propriétés mécaniques, y compris le modulus de la paroi cellulaire de Young ainsi que la pression de la turgor.

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Ce protocole vise à automatiser les mesures AFM sur des centaines de cellules microbiennes. Tout d’abord, les microbes sont immobilisés dans des microstructures de tampon PDMS, puis des mesures de spectroscopie de force sont effectuées automatiquement sur des centaines de cellules immobilisées.

Automatisation des mesures de microscope à force bioatomique sur des centaines de cellules de C. albicans

Présenté ici est le protocole de la technique Conpokal, qui combine la microscopie confoccale et de force atomique en une seule plate-forme d’instrument. Conpokal fournit la même cellule, la même région, l’imagerie confocale presque simultanée et la caractérisation mécanique des échantillons biologiques vivants.

À proximité de Simultaneous Laser Scanning Confocal and Atomic Force Microscopy (Conpokal) on Live Cells

Le protocole d’indentation par microscopie à force atomique offre la possibilité de disséquer le rôle des propriétés physiques de la paroi cellulaire d’une cellule particulière d’un tissu ou d’un organe pendant une croissance normale ou contrainte (c’est-à-dire sous déficit hydrique).

Microscopie à force atomique pour étudier les propriétés physiques des cellules épidermiques des racines vivantes d’Arabidopsis

Les études de la biomécanique de la paroi cellulaire sont essentielles pour comprendre la croissance et la morphogenèse des plantes. Le protocole suivant est proposé pour étudier les parois cellulaires primaires minces dans les tissus internes des jeunes organes végétaux à l’aide de la microscopie à force atomique.

Caractérisation des propriétés mécaniques de la paroi cellulaire primaire dans les organes vivants de plantes à l’aide de la microscopie à force atomique

La quantification de la zone de contact et de la force appliquée par la pointe d’une sonde de microscope à force atomique (AFM) à une surface d’échantillon permet de déterminer les propriétés mécaniques à l’échelle nanométrique. Les meilleures pratiques pour mettre en œuvre la nanoindentation à base de porte-à-faux AFM dans l’air ou le fluide sur des échantillons mous et durs pour mesurer le module d’élasticité ou d’autres propriétés nanomécaniques sont discutées.

Microscopie à force atomique Nanoindentation basée sur le porte-à-faux: mesures des propriétés mécaniques à l’échelle nanométrique dans l’air et les fluides

Ce protocole visualise comment préparer des cryosections de tissu pulmonaire murin, effectuer des expériences de carte de force de microscopie à force atomique et analyser les données pour déterminer le module de Young de la membrane basale pulmonaire murine native.

Extraction du module de Young des membranes basales pulmonaires murines natives à partir de cartes de force dérivées de la microscopie à force atomique

Apprenez à cartographier les propriétés mécaniques des tissus végétaux par microscopie à force atomique. Cette méthode permet d'analyser les changements mécaniques des parois cellulaires lors du développement des plantes.

La cartographie sur-AFM des propriétés élastiques de la paroi cellulaire: au tissu, cellulaire, et des résolutions Subcellular

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