Name: Glycopeptides Capture pour protéomique de surface cellulaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-09T20:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 11 s
Description: Découvrez la capture de glycopeptides pour enrichir les protéines membranaires de surface peu abondantes. Cette méthode combine oxydation des glycanes et analyse LC-MS pour identifier et quantifier les glycoprotéines.

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Cette recherche a été soutenue par le fonds de démarrage de l&#39;Université Simon Fraser.

1. Récolte membranes <ol><li> Ajouter un tampon hypotonique (10 mM Tris-HCl, 10 mM de KCl, 1,5 mM MgCl 2, pH 8,0) avec un cocktail inhibiteur de protease sur un culot de cellules (~ 10 8 cellules) et incuber pendant 15 à 30 min sur de la glace. Lyse des cellules par l&#39;échantillon au travers des aiguilles de seringues (5-10 passes) ou l&#39;homogénéisation de l&#39;échantillon par un homogénéisateur Dounce (15-30 coups). Utilisez un hématimètre et coloration au bleu trypan pour vérifier l&#39;efficacité de la lyse. </li><li> Obtenir la fraction microsomale par une centrifugation différentielle du lysat à 3000 gx 15 min puis à 100 000 gx 2 h. La première centrifugation obtient un culot qui est la fraction nucléaire, et la centrifugation subséquente du surnageant génère une deuxième pastille, qui est la fraction microsomale qui contient la membrane plasmique ainsi que des organelles liées à la membrane 8. Le surnageant final est la fraction cytosolique. Stocker les fractions microsomales dans le congélateur à -80 ° C pour de plus amples analysest comme indiqué ci-dessous. </li></ol> 2. Dissoudre, Dénaturer, et Digest protéines membranaires <ol><li> Dissoudre la fraction microsomale dans le tampon de dénaturation (Tris 40 mM, EDTA 10 mM, TCEP 10 mM, 0,5% Rapigest, pH 8) et ensuite incuber la solution à 100 ° C pendant 10 min. </li><li> On refroidit la solution chauffée à température ambiante, ajouter à ultra-haute pureté de l&#39;urée en poudre dans la solution à une concentration finale de 8 M et incuber l&#39;échantillon à 37 ° C pendant 30 min. </li><li> Ajouter la solution mère de l&#39;iodoacétamide à l&#39;échantillon à 15 mM de concentration finale, et incuber la solution à l&#39;obscurité pendant 30 min à température ambiante pour alkyler les thiols libres dans l&#39;échantillon. Ajouter du DTT solution mère de l&#39;échantillon à une concentration finale de 10 mM et incuber la solution pendant encore 10 min à température ambiante pour étancher l&#39;iodoacétamide excessive. </li><li> Diluer la solution obtenue de 10x avec un tampon Tris 40 mM à pH 8, et à la suite de la trypsine à l&#39;échantillon dans un rapport de 01:20 trypsin de la protéine totale. Maintenir la réaction de digestion à 37 ° C un four pendant une nuit pour s&#39;assurer que la réaction est terminée. </li><li> Mettre fin à la digestion par l&#39;acidification de la solution d&#39;échantillon à pH 1 avec HCl, une condition qui décompose également le détergent, à savoir Rapigest. Dégrader la Rapigest à 37 ° C pendant 1 heure, et enlever la précipitation développé par centrifugation. </li><li> Nettoyer le surnageant qui contient les peptides échantillon par une cartouche C-18 d&#39;extraction en phase solide (SPE) et sécher l&#39;échantillon obtenu par speedvac. </li><li> Effectuer une analyse SDS-PAGE des échantillons avant et après digestion à la trypsine afin de confirmer l&#39;efficacité de la digestion. </li></ol> 3. Glycopeptides capture <ol><li> Dissoudre les peptides nettoyés dans le tampon de couplage (acétate de sodium 100 mM, pH 5,5). Ajouter le periodate de sodium dans la solution de peptide à une concentration finale de 10 mM pendant 30 min à l&#39;obscurité, à température ambiante. Cela permettra d&#39;oxyder les groupes cis-diol dans les glycanes en aldéhydes, Qui permettent de coupler les glycanes de la résine à travers la chimie hydrazide. Étancher le periodate excessive par le sulfite de sodium à une concentration finale de 20 mM et à pH 5 pendant 10 min à température ambiante. </li><li> Introduire la résine transformée en dérivé hydrazide dans la solution de peptide à un rapport de 1:4 (solution de résine) pour coupler des glycopeptides à la résine. Incuber la réaction à 37 ° C pendant 1 à 2 jours avec la rotation de bout en bout pour le couplage complet. </li><li> Éliminer les peptides non liés par lavage de la résine à deux reprises avec 1 ml de chacun des éléments suivants: l&#39;eau DI, 1,5 M de NaCl, de méthanol et 80% d&#39;acétonitrile. Enfin, le lavage de la résine avec 3 x 1 ml de 100 mM de NH 4 HCO 3 à pH 8 pour échanger le tampon du système à 100 mM de NH 4 HCO 3. <ol><li> Recueillir le surnageant et les lavages à l&#39;analyse des peptides non liés (en option). </li></ol></li><li> Libérer les N-glycopeptides à partir de la résine par la PNGase F à une incubation pendant une nuit à 37 ° C avec unn bout-à-bout rotation. Recueillir les peptides libérés par centrifugation et un lavage à l&#39;acétonitrile 80%. Sécher la solution obtenue dans l&#39;speedvac pour l&#39;analyse LC-MS. </li></ol> 4. Fractionnement supplémentaire (en option) Pour simplifier encore plus la complexité de l&#39;échantillon, fractionner les N-glycopeptides obtenus. Par exemple, les peptides séchés redissoudre dans 10 mM de formiate de l&#39;ammoniac, un pH de 3 avec 20% d&#39;acétonitrile et en utilisant une forte échangeuse de cations (SCX) de chromatographie pour fractionner les peptides. Sécher l&#39;éluant obtenu, puis analyser les fractions peptidiques obtenues par phase inverse LC-MS 8,17,18. 5. Nettoyage des N-glycopeptides libérés (Facultatif) Si les préoccupations augmentent pour la contamination potentielle des peptides, dissoudre les peptides secs dans de l&#39;acide formique à 0,1% et d&#39;utiliser une colonne MCX SPE pour nettoyer en outre les peptides avant l&#39;analyse de phase inverse LC-MS. <strong&gt; Remarque: les paramètres de la base de données Searching. Lors de la coupure sélective de N-glycopeptides au large de la résine, PNGase F convertit l&#39;asparagine N-glycane lié à un acide aspartique. Par conséquent, il existe un décalage 0,9840 Da masse des N-glycopeptides libérées. Pour identifier avec précision ces peptides, cette modification doit être ajouté à des paramètres de recherche ainsi que des modifications communes telles que la carbamidomethylation de la cystéine et de l&#39;oxydation de la méthionine.

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<li>Sun, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glycocapture-assisted+global+quantitative+proteomics+%28gagQP%29+reveals+multiorgan+responses+in+serum+toxicoproteome%5BTitle%5D)+AND+%22J+Proteome+Res%22%5BJournal%5D)">Glycocapture-assisted global quantitative proteomics (gagQP) reveals multiorgan responses in serum toxicoproteome.</a> J Proteome Res. 12, 2034-2044 (2013).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Ici, nous introduisons une stratégie glycopeptides capture pour le profilage des protéines de surface cellulaire. Le procédé peut être appliqué pour étudier les protéines sécrétées, tels que ceux dans le sang, ainsi que dans d&#39;autres liquides corporels ou dans des milieux de culture cellulaire. Le succès de la méthode repose sur la digestion complète d&#39;échantillons; Par conséquent, une SDS-PAGE, la caractérisation de l&#39;efficacité de la digestion est nécessaire, en particulier pou...

les protéines de surface cellulaire interagissent avec l&#39;environnement extracellulaire et transmettent des signaux à partir de l&#39;extérieur vers l&#39;intérieur d&#39;une cellule. Ainsi, ces protéines, comprenant des protéines de la matrice extracellulaire, jouent un rôle essentiel dans tous les aspects de la biologie cellulaire et la physiologie allant de la prolifération, la croissance, la migration, la différenciation au vieillissement et ainsi de suite. les protéines de surface fonctionnent en interaction avec d&#39;autres cellules, des protéines et des petites molécules 3.1. La caractérisation moléculaire des protéines de surface cellulaire est d&#39;un grand intérêt non seulement pour les biologistes, mais aussi pour les sociétés pharmaceutiques, comme plus de 60% ​​des médicaments sont destinées aux protéines de surface cellulaire 4. Spectrométrie de masse en tandem (MS), avec sa sensibilité supérieure, la précision et débit pour l&#39;identification des protéines et des peptides, a été un outil puissant pour les études protéomiques mondiaux 5,6. Pourtant, les protéines de surface posent des défis importants à la protéomique MS, commela plupart des protéines de surface existent en faibles quantités et avec des modifications lourdes. Les régions transmembranaires des protéines de surface rendent hydrophobe; ce qui est particulièrement le cas pour les protéines transmembranaires multipass. Il est donc difficile de dissoudre les protéines membranaires dans des solutions aqueuses, sans l&#39;aide d&#39;un détergent; toutefois, l&#39;utilisation de détergents supprime généralement la performance de HPLC et MS 1,7,8 dans l&#39;identification des protéines. Par conséquent, les protéines membranaires ont été mal caractérisé en protéomique basées directs LC-MS. La glycosylation est l&#39;une des modifications post-traductionnelles plus importantes et abondantes qui ont lieu dans les protéines de surface cellulaire 9. L&#39;énorme complexité et l&#39;hétérogénéité des glycanes entravent MS signal de peptides 10. Néanmoins, plusieurs procédés protéomiques ont utilisé cette modification unique pour enrichir les protéines de surface et d&#39;éliminer les fragments de sucre à partir de protéines avant l&#39;analyse LC-MS. Ces procédés comprennent basé lectine capture par affinité 11 et à base d&#39;acide capture chimique ou borique base hydrazide-12 ainsi que des séparations chromatographiques hydrophiles 8,13. La suppression des glycanes transforme les protéines membranaires des protéines réguliers et radicalement simplifie la caractérisation MS. Parce que la glycosylation a également lieu dans les protéines sécrétées qui ont une forte solubilité contrairement aux protéines membranaires, de nombreuses méthodes glycoproteomic sont optimisés pour les protéines solubles, et ont tendance à avoir plus faible sélectivité des glycopeptides et sensibilité lorsqu&#39;il est déployé aux protéines membranaires 8,14. D&#39;autres procédés existent également à enrichir, en particulier, des protéines de surface cellulaire, tels que ceux utilisant une ultracentrifugation 15 et stratégies de marquage 16. Une comparaison détaillée entre notre méthode et d&#39;autres méthodes existantes pour caractériser les protéines membranaires a été menée récemment 17, et les résultats ont indiqué que notre méthode peut effectuer aussi bien, si pasmieux, que toutes les méthodes de protéomique de la membrane par rapport, mais avec simplicité supérieur. Pour aider les chercheurs utilisent cette méthode, nous détaillons ici un protocole général. Cette méthode intègre plusieurs avantages de stratégies de glycoprotéomique existantes et est conçu spécifiquement pour les glycoprotéines membranaires, encore la méthode fonctionne aussi bien pour des protéines sécrétées. Les caractéristiques de ce procédé comprennent: 1) une solubilisation complète de protéines membranaires, 2) l&#39;enrichissement du glycopeptides au lieu de glycoprotéines pour éliminer l&#39;encombrement stérique potentiel lors de l&#39;utilisation d&#39;un substrat solide de capture, 3) l&#39;utilisation de la chimie de l&#39;hydrazide pour former des liaisons covalentes entre glycopeptides et le substrat de capture, telles que des glycopeptides liés peuvent tolérer des lavages strictes pour haute glycoselectivity, et 4) la capacité d&#39;effectuer la procédure de capture dans l&#39;ensemble de tube pour une perte réduite de l&#39;échantillon et de la durée de la procédure raccourcie. Après l&#39;application de cette méthode à l&#39;étude d&#39;une variableciété d&#39;échantillons biologiques, y compris les cellules et les tissus, nous avons observé une sélectivité élevée (&gt; 90%) à des glycoprotéines 8,17,18.

<table><tbody><tr><td>DTT</td><td>Sigma</td><td>646563</td><td></td></tr><tr><td>TCEP</td><td>Sigma</td><td>646547</td><td></td></tr><tr><td>Iodoacétamide</td><td>Sigma</td><td>A3221</td><td></td></tr><tr><td>Rapigest SF</td><td>Waters</td><td>186001860</td><td></td></tr><tr><td>Sodium periodate</td><td>Sigma</td><td>311448</td><td></td></tr><tr><td>PNGase F</td><td>New England Biolabs</td><td>P0704S</td><td></td></tr><tr><td>Affi-Gel Hz gel hydrazide gel</td><td>Bio-Rad</td><td>153-6047</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine</td><td>Worthington Biomedical</td><td>LS02115</td><td></td></tr><tr><td>Sep-Pak C-18</td><td>cartouche Waters</td><td>WAT054955</td><td></td></tr><tr><td>Oasis MCX cartouche</td><td>Waters</td><td>186000252</td><td></td></tr><tr><td>Inhibiteur de protéase coctail</td><td>Sigma</td><td>P8340</td><td></td></tr><tr><td>Urea</td><td>Amersco</td><td>568</td><td></td></tr><tr><td>Sodium sulfite</td><td>Caledon</td><td>8360-1</td><td></td></tr><tr><td>Invertase</td><td>Sigma</td><td>I0408</td><td></td></tr><tr><td>&alpha ;-1 trypsine</td><td>Sigma</td><td>F2006</td><td></td></tr><tr><td>Ribonulease B</td><td>Sigma</td><td>R7884</td><td></td></tr><tr><td>Avidin</td><td>Sigma</td><td>A9275</td><td></td></tr><tr><td>Ovalbumine</td><td>Sigma</td><td>A5503</td><td></td></tr><tr><td>Conalbumine</td><td>Sigma</td><td>C0755</td><td></td></tr></tbody></table>

glycopeptides capture pour protéomique de surface cellulaire

Glycopeptide Capture for Cell Surface Proteomics

les protéines de surface cellulaire, y compris les protéines de la matrice extracellulaire, de participer à tous les processus et les fonctions cellulaires importantes, telles que la croissance, la différenciation et la prolifération. Une caractérisation complète de ces protéines fournit de l&#39;information riche pour la découverte de biomarqueurs, l&#39;identification du type de cellule, et la sélection cible thérapeutique, ainsi que d&#39;aider à faire progresser notre compréhension de la biologie cellulaire et physiologie. protéines de surface, toutefois, posent des défis analytiques importantes, en raison de leur nature faible abondance, hydrophobie élevée, et des modifications post-traductionnelles lourds. Profitant de la glycosylation répandue sur les protéines de surface, nous présentons ici une approche glycopeptides capture à haut débit qui intègre les avantages de plusieurs moyens N-glycoprotéomique existants. Notre méthode peut enrichir les glycopeptides dérivés des protéines de surface et de retirer leurs glycanes pour la protéomique faciles à l&#39;aide de LC-MS. La N-glycoproteome résolu comprend l&#39;information de l&#39;identité de la protéine et la quantité ainsi que de leurs sites de glycosylation. Cette méthode a été appliquée à une série d&#39;études dans des domaines tels que le cancer, les cellules souches, et la toxicité des médicaments. La limitation de la méthode réside dans la faible abondance des protéines membranaires de surface, de telle sorte qu&#39;une quantité relativement importante d&#39;échantillons est nécessaire pour cette analyse par rapport à des études ont porté sur des protéines cytosoliques.

Un organigramme représentant la procédure expérimentale est résumée sur la figure 1. L&#39;étiquetage et d&#39;autres étapes de fractionnement sont facultatifs et les détails sont décrits dans une publication récente 18. Une autre option est d&#39;analyser les peptides non modifiés, qui ne réagissent pas avec la résine. Les avantages de l&#39;analyse des peptides non modifiés comprennent l&#39;identification potentielle des peptides et des protéines non glycosylées, telles que les jonctions s...

les protéines de surface cellulaire sont biologiquement importantes et largement glycosylée. Nous présentons ici une approche glycopeptides capture pour solubiliser, enrichir et deglycosylate ces protéines pour les analyses protéomiques faciles à base LC-MS.

Glycopeptides Capture pour protéomique de surface cellulaire

Cell surface proteins, including extracellular matrix proteins, participate in all major cellular processes and functions, such as growth, ...

L'objectif général de cette procédure est d'enrichir les protéines membranaires de surface cellulaires peu abondantes. Cela est réalisé en dénaturant et en digérant d'abord les protéines membranaires. La deuxième étape consiste à oxyder les glycannes et à capturer les peptides glycosylés sur une surface de résine.Les glycopeptides non liés sont ensuite éliminés par lavage de la résine. La dernière étape consiste à libérer les glycopeptides N-liés de la résine pour une analyse par LC-MS. Enfin, la séquence peptidique identifiée peut être associée aux protéines correspondantes à des fins d'identification et de quantification.Aujourd'hui, je vais vous montrer comment fonctionne la capture par peptide Geico ral. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que la capture de glycoprotéines, est que la protéine membranaire est d'abord digérée, et la capture du glycopeptide peut être réalisée dans un seul récipient. L'application de cette technique peut s'étendre à la découverte de biomarqueurs de maladies.Étant donné que la protéine gator peut être libérée dans le sang et d'autres fluides corporels, et que la glycoprotéine circulante dans le sang, spécifique du processus pathologique, peut être utilisée comme biomarqueur de diagnostic et de pronostic, commencez par préparer quatre millilitres de tampon hypotonique contenant un inhibiteur de protéases à une dilution de 1/100. Ajoutez un millilitre de tampon hypotonique à un culot cellulaire contenant environ 10⁸ cellules, puis incubez le mélange de 15 à 30 minutes sur de la glace. Transférez les cellules dans un flacon de deux millilitres et lysez les cellules en faisant passer l'échantillon de cinq à dix fois à travers une aiguille de seringue.Ensuite, utilisez un cytomètre hématique et une coloration au bleu de trypan. Pour vérifier l'efficacité de la lyse, mélangez un millilitre de lyzat avec trois millilitres de tampon hypotonique restant. Faites centrifuger le tube à 3000 ×g à 4 °C pendant 15 minutes.Transférez le surnageant surnageant à un tube d'ultracentrifugation et conservez le culot dans un congélateur à moins 80 degrés Celsius. Faites tourner le tube d'ultracentrifugation à 100 000 ×g à quatre degrés Celsius pendant deux heures. Ensuite, dissolvez la fraction microsomale dans 200 microlitres de tampon de dénaturation, puis faites bouillir la solution à 100 degrés Celsius pendant 10 minutes.Après avoir refroidi la solution chauffée à la température ambiante, ajoutez de la poudre d'urée de pureté ultra-élevée afin d'obtenir une concentration finale de huit molaire et incubez l'échantillon à 37 degrés Celsius pendant 30 minutes. Après l'incubation, ajoutez une solution mère d'Iodoacétamide à 500 millimolaire à l'échantillon pour obtenir une concentration finale de 15 millimolaire.Incuber ensuite la solution à l'obscurité pendant 30 minutes à température ambiante afin d'alkyler les thiols libres dans l'échantillon. Ajouter ensuite une solution mère de DTT à 1 molaire à l'échantillon pour obtenir une concentration finale de 10 millimolaire, puis incuber la solution pendant 10 minutes supplémentaires à température ambiante. Pour arrêter la réaction de l'iode acétamide en excès, diluer la solution obtenue 10 fois avec un tampon tris à 40 millimolaire à pH 8, puis ajouter de la trypsine à l'échantillon selon un rapport de 1 à 20 entre la trypsine et la quantité totale de protéines.Obtenez la quantité de protéines totales à l'aide du dosage de Bradford. Maintenez la réaction de digestion toute la nuit dans un four à 37 degrés Celsius afin de garantir l'achèvement de la réaction. Une fois terminée, arrêtez la digestion en acidifiant la solution échantillon jusqu'à un pH de un avec de l'acide chlorhydrique 10 millimolaire, une condition qui dégrade également la rapidase.Le détergent se dégrade ensuite le plus rapidement à 37 degrés Celsius pendant une heure dans une étuve. Après l'incubation, éliminer le précipité formé par centrifugation, suivie d'une nouvelle centrifugation. Purifier le surnageant contenant les peptides échantillonnés à l’aide d’une cartouche d’extraction en phase solide C18 et sécher l’échantillon obtenu au vide accéléré.Effectuer une analyse par électrophorèse SDS-PAGE des échantillons avant et après les cycles de congélation-décongélation et la digestion afin de confirmer l'efficacité de la digestion. À ce stade, dissoudre les peptides purifiés dans 200 microlitres de tampon de couplage. Après avoir ajouté du purivate de sodium à la solution peptidique pour obtenir une concentration finale de 10 millimolaire.Incubez l'échantillon pendant 30 minutes à l'abri de la lumière à température ambiante. Une fois l'incubation terminée, éteignez l'excès de prate à l'aide de sulfite de sodium pour obtenir une concentration finale de 20 millimolaire et un pH de cinq. Après une incubation de 10 minutes à température ambiante, ajoutez 200 microlitres de solution de résine dérivée d'hydrocyte, prééquilibrée dans le tampon de couplage, à la solution peptidique. Incubez la réaction à 37 degrés Celsius pendant un à deux jours sous agitation rotative bout-à-bout afin d'assurer un couplage complet. À la fin, éliminez les peptides non liés en lavant la résine deux fois avec un millilitre d'eau déionisée, un millilitre de chlorure de sodium 1,5 molaire, un millilitre de méthanol et un millilitre d'acétonitrile à 80 %.Ensuite, récupérez le surnageant et les lavages pour l'analyse des peptides non liés. Conservez les échantillons à moins 80 degrés Celsius jusqu'à l'analyse. Puis lavez la résine trois fois avec un millilitre de bicarbonate d'ammonium 100 millimolaire à pH huit.Enfin, ajoutez 300 microlitres de bicarbonate d'ammonium dans le flacon d'échantillon. Pour libérer les N-glycopeptides de la résine, ajoutez de la PNG ACE F et incubez l'échantillon à 37 degrés Celsius avec une rotation extrémité à extrémité.À la suite de cette étape, recueillir les peptides libérés par centrifugation, puis laver la résine avec un millilitre d'acétonitrile à 80 %. Combiner le lavage avec le fraction précédemment recueilli. Enfin, sécher la solution obtenue dans le SpeedVac en vue d'une analyse par LC-MS.Spectre atypique de glycopeptide obtenu après la méthode d'enrichissement, présenté ici sur le glycopeptide obtenu. Le glycan n a été éliminé et le glycan attaché de manière instable a été converti en acide aspartique par la P-N-G-A-F. Ainsi, le spectre peut être facilement recherché par n'importe quel moteur de recherche protéomique dans des bases de données courantes de séquences protéiques.LC-MS atypique. Résultat des glycopeptides N capturés montré ici, dans lequel plus de 100 glycoprotéines peuvent être identifiées à partir d'une seule analyse LC-MS d'une fraction microsomale cellulaire. La sélectivité d'enrichissement pour les glycoprotéines et les glycopeptides est généralement supérieure à 90 %. Une analyse réussie peut atteindre une sélectivité d'enrichissement de 95 % en utilisant une colonne SCX et un gradient par paliers pour fractionner davantage. Les échantillons avant l'analyse LC-MS doubleront généralement le nombre d'identifications de glycoprotéines.Parfois, lorsque la quantité de glycopeptides obtenue est faible, les impuretés accumulées à partir des flacons peuvent être observées dans l'échantillon final. Ces contaminants peuvent être éliminés à l’aide d’une colonne MCX. Ainsi, après avoir visionné cette vidéo, j’espère que vous comprenez bien comment utiliser nos méthodes de capture de glycopeptides pour étudier les protéines membranaires auto-servicées.Pendant que vous mettez en œuvre ce protocole, il est également important de prélever des échantillons à chaque étape afin de pouvoir diagnostiquer d'éventuels problèmes. Le volume du réactif peut également être optimisé en fonction de votre étude spécifique.

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JoVE Journal

Biology

Biologie

Lectine conjuguée perles POROS étaient employés pour la HPLC. Normes glycopeptides ont servi de contrôles positifs et négatifs. MARS-14 appauvri, digérés par la trypsine plasma humain a été chromatographié et accréditives (FT) et les fractions collectées liés à des analyses ESI-LC-MS/MS. Glycopeptides ont été enrichis dans la fraction liée par rapport à FT.

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Glycopeptides Capture pour protéomique de surface cellulaire

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