Name: Une méthode modifiée de Heterotopic souris coeur la transplantation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-23T19:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 29 s
Description: Apprenez la transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris, une technique microchirurgicale pour étudier le rejet d'organe. Cette méthode permet d'évaluer la compatibilité génétique entre souches et d'analyser les mécanismes immunitaires.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par le Conseil national de la santé et de la recherche médicale (NHMRC) de l&#39;Australie subvention de projet de 1.029.205, par la Fondation Microsearch de l&#39;Australie, et par la Fondation Myee Codrington recherche médicale.

Avant le début des expériences, obtenir l&#39;approbation du comité d&#39;éthique de protection des animaux de l&#39;institution compétente pour les expériences prévues. Maintenir la souris dans la conformité avec les exigences de votre institution. Le protocole suivant a été approuvé par les comités de l&#39;Université de Sydney et Hôpital Royal Prince Alfred. Avant de commencer la chirurgie, tous les instruments doivent être soigneusement nettoyés et stérilisés par trempage dans 80% d&#39;éthanol. Certains établissements prévoient autoclave mais cela peut endommager les instruments de microchirurgie fines sur le long terme. Lorsque l&#39;utilisation possible du matériel stérile à usage unique. 1. Anesthésie <ol><li> Anesthésier la souris avec de l&#39;isoflurane dans un récipient fermé, puis placez-le sur le dos sur un conseil d&#39;exploitation, reliant rapidement nez anesthésie cône. adéquation de test de l&#39;anesthésie en pinçant l&#39;arrière-pied pour s&#39;assurer qu&#39;il n&#39;y a pas de réflexe. </li><li> Raser la peau avec une lame chirurgicale etstériliser à 80% d&#39;éthanol. En outre, 2% de chlorhexidine à 70% d&#39;alcool isopropylique peut être utilisé pour la stérilisation de la peau. Au cours de l&#39;induction de l&#39;anesthésie la concentration d&#39;isoflurane est de 3%, mais réduire ce à 1-1,5% pour l&#39;entretien. Faire des ajustements mineurs à cette concentration pour maintenir une respiration régulière et la fréquence cardiaque. Maintenir la température de l&#39;animal sur un coussin chauffant. </li></ol> 2. Opération des bailleurs de fonds <ol><li> Faire une thoracotomie pour exposer le coeur et les vaisseaux en coupant la poitrine à travers les deux côtés de la cage thoracique, à partir du bord de la nervure jusqu&#39;à l&#39;aisselle suivie par une coupe transversale au niveau de l&#39;appendice xiphoïde pour former un rabat de paroi de la poitrine. Soulevez ce volet à côté de la tête et la broche à la carte d&#39;exploitation. Détachez péricarde pour exposer le cœur et les vaisseaux. </li><li> Soulevez la veine cave inférieure avec une pince dans une main et avec l&#39;autre injection de 1 ml froid hépariné saline proximale à cœur par la veine cave inférieure, puis mettre une petite pince de l&#39;artère sur la VCI à préventiont débit de solution de perfusion à travers le trou de l&#39;aiguille. </li><li> Utilisation de la gaze et un coton-tige, rentrer le coeur vers le bas pour exposer l&#39;aorte ascendante et l&#39;artère pulmonaire. Passer une lame d&#39;une paire de microciseaux à travers le canal (sinus transverse) postérieur à l&#39;ensemble de l&#39;aorte et l&#39;artère pulmonaire et l&#39;aorte coupée et l&#39;artère pulmonaire ainsi que dans toute la mesure du possible de manière distale afin d&#39;assurer une longueur suffisante pour l&#39;anastomose. </li><li> Cravate et diviser la VCI, à droite la veine cave supérieure (VCS), laissés SVC et veines pulmonaires en utilisant 6-0 fil de soie. Attachez l&#39;IVC et à droite SVC séparément, puis placer un seul postérieure de fil au cœur d&#39;encercler le SVC gauche avec les veines pulmonaires et de l&#39;attacher. Récolter au cœur du site donneur en coupant les vaisseaux distaux des liens, de le stocker dans une solution saline stérile froide à 4 ° C jusqu&#39;à la transplantation. Il en résulte la mort du donneur par la saignée. </li></ol> 3. Fonctionnement du bénéficiaire <ol><li> Anesthésier ladestinataire comme ci-dessus (section 1). Raser soigneusement abdomen pour éviter l&#39;irritation, puis faire une laparotomie par incision médiane de pubis à xiphisternum et se rétracter à l&#39;aide de trombones pliés pour former des écarteurs. Enveloppez l&#39;intestin dans une solution saline stérile gaze imbibée chaud et se rétracter à la partie supérieure droite de l&#39;abdomen. </li><li> Pour exposer l&#39;aorte sous-rénale et IVC, libérer les segments groupés de l&#39;aorte et IVC de l&#39;artère rénale gauche et la veine de la bifurcation iliaque en les divisant par les vaisseaux lombaires en utilisant un dispositif de cautérisation. Veillez à ce que le cautère est à la bonne température et utilisé pendant un temps suffisant pour diviser et sceller les extrémités du navire. </li><li> Appliquer petites pinces atraumatiques navire à l&#39;aorte et segments IVC distale et proximale. Faire une incision dans la paroi avant de l&#39;aorte par perforation d&#39;abord un trou avec une aiguille de 30 G; puis couper une incision verticale avec microciseaux pour correspondre à la taille de l&#39;aorte du donneur. Rincer la lumière de l&#39;aorte avec du sérum physiologique hépariné pour enlever toute blcaillots ood. </li><li> Apportez le cœur du donneur sur le site receveur recouvert de gaze trempé dans une solution saline froide et placez-le sur le côté droit de l&#39;abdomen. Assurez-vous que l&#39;aorte du donneur est placé à côté de l&#39;incision sur l&#39;aorte destinataire et l&#39;artère pulmonaire du donneur positionné à côté du destinataire IVC. </li><li> Anastomoser le côté fin à donneur aorte de l&#39;aorte destinataire en utilisant l&#39;exécution 10-0 fils de nylon à partir du coin proximale et suture sur le côté gauche d&#39;abord jusqu&#39;à atteindre le coin distal, étape à laquelle l&#39;animal est tourné de 180 °. Déplacez doucement le cœur du donneur sur le côté gauche de l&#39;abdomen pour exposer le côté droit de l&#39;aorte et continuer suture par le côté droit de la paroi aortique de l&#39;extrémité distale à l&#39;extrémité proximale. Avant de clore l&#39;anastomose aortique, rincer doucement la lumière avec du sérum physiologique hépariné pour enlever tout caillot et de l&#39;air. </li><li> Anastomoser le donneur artère pulmonaire (AP) fin à côte avec le bénéficiaire IVC. Faire une incision verquement avec microciseaux dans la paroi avant de l&#39;IVC à un site en conformité avec l&#39;anastomose de l&#39;artère. Anastomoser le donneur PA au destinataire IVC, avec l&#39;exécution 10-0 fils de nylon à partir de l&#39;extrémité distale de la paroi de gauche dans la lumière de la VCI. Après avoir atteint l&#39;extrémité proximale, continuer le long de sutures de la paroi latérale avant droite jusqu&#39;à l&#39;extrémité distale pour compléter l&#39;anastomose. Avant de clore l&#39;anastomose, rincer doucement la lumière pour éliminer les caillots et de l&#39;air. </li><li> Avant de relâcher le serrage des navires, placer des morceaux de Gelfoam autour des sites d&#39;anastomose, et appliquer une légère pression avec un applicateur de coton jusqu&#39;à l&#39;hémostase. Au moment de la revascularisation, relâcher la pince distale en premier, suivi par la pince proximale. </li><li> Après revascularisation, appliquer une solution saline chaude à 37 ° C sur le greffon à l&#39;extérieur pour aider sa reprise. Le greffon commence habituellement fibrillation immédiatement et retourne spontanément à un rythme sinusal en quelques minutes. Injecter 0,6 ml chaudesdu sérum physiologique par voie sous cutanée à maintenir l&#39;hydratation du destinataire. Injecter en sous-cutané de la buprénorphine pour une analgésie avant l&#39;achèvement de la chirurgie </li><li> Fermer la plaie abdominale avec un 5-0 surjet résorbable pour les deux couches. Commencez par remplir la couche intérieure et continuer le long de la peau. </li></ol> 4. Récupération et de greffe de surveillance <ol><li> Injecter ampicilline pour la prophylaxie de l&#39;infection et de placer le destinataire sur un coussin chauffant à 37 ° C pour la récupération. La plupart des animaux guérissent rapidement et sont généralement de boire et de manger souvent à moins de 3 heures. Si la souris montre des signes de détresse, examiner de près pour déterminer la cause. Si aucune cause évidente, le traitement à la buprénorphine et suivre de près. Consulter un vétérinaire si les symptômes sont sévères ou persistent plus de 8 heures et envisager l&#39;euthanasie. Si nécessaire, donner la poursuite 12 injections de buprénorphine horaire jusqu&#39;à ce que les symptômes disparaissent. Si la souris montre des signes de détresse après 8 h, donner continuant 12injections de buprénorphine horaire jusqu&#39;à ce qu&#39;ils résolvent. Consulter le vétérinaire si les symptômes persistent pendant plus de 48 heures et euthanasier si nécessaire. </li><li> Surveillance du rythme cardiaque du greffon par palpation abdominale direct et enregistrer la force de battement comme + + + + pour une greffe sain pour + de temps faible à cause du rejet de pointe et - comme non battre en raison de compléter le rejet de la greffe. Surveiller les souris tous les jours pendant les 10 premiers jours, puis 3x par semaine pour la durée de l&#39;expérience. </li></ol>

<ol><li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-10+but+not+transforming+growth+factor-beta+is+essential+for+generation+and+suppressor+function+of+regulatory+cells+induced+by+intratracheal+delivery+of+alloantigen%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Interleukin-10 but not transforming growth factor-beta is essential for generation and suppressor function of regulatory cells induced by intratracheal delivery of alloantigen.</a> Transplantation. 79, 568-576 (2005).</li>
<li>Chen, R. H., Bushell, A., Fuggle, S. V., Wood, K. J., Morris, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+granzyme+A+and+perforin+in+mouse+heart+transplants+immunosuppressed+with+donor-specific+transfusion+and+anti-CD4+monoclonal+antibody%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Expression of granzyme A and perforin in mouse heart transplants immunosuppressed with donor-specific transfusion and anti-CD4 monoclonal antibody.</a> Transplantation. 61, 625-629 (1996).</li>
<li>Poulin, L. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-9+promotes+eosinophilic+rejection+of+mouse+heart+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Interleukin-9 promotes eosinophilic rejection of mouse heart allografts.</a> Transplantation. 76, 572-577 (2003).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 57, 225-229 (1969).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li>
<li>Larsen, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD40-gp39+interactions+play+a+critical+role+during+allograft+rejection.+Suppression+of+allograft+rejection+by+blockade+of+the+CD40-gp39+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">CD40-gp39 interactions play a critical role during allograft rejection. Suppression of allograft rejection by blockade of the CD40-gp39 pathway.</a> Transplantation. 61, 4-9 (1996).</li>
<li>Saitovitch, D., Bushell, A., Mabbs, D. W., Morris, P. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+induction+of+transplantation+tolerance+with+a+nondepleting+anti-Cd4+monoclonal+antibody+and+donor-specific+transfusion+before+transplantation.+A+critical+period+of+time+is+required+for+development+of+immunological+unresponsiveness%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Kinetics of induction of transplantation tolerance with a nondepleting anti-Cd4 monoclonal antibody and donor-specific transfusion before transplantation. A critical period of time is required for development of immunological unresponsiveness.</a> Transplantation. 61, 1642-1647 (1996).</li>
<li>Callaghan, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+allograft+survival+by+inhibitory+FcgammaRIIb+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Regulation of allograft survival by inhibitory FcgammaRIIb signaling.</a> J. Immunol. 189, 5694-5702 (2012).</li>
<li>Qian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+donor+MHC+Class+I+or+Class+II+antigen+deficiency+on+first-+and+second-set+rejection+of+mouse+heart+or+liver+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Immunology%22%5BJournal%5D)">Impact of donor MHC Class I or Class II antigen deficiency on first- and second-set rejection of mouse heart or liver allografts.</a> Immunology. 88, 124-129 (1996).</li>
<li>Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+acceptance+of+mouse+kidney+allografts+is+associated+with+increased+Foxp3+expression+and+differences+in+the+B+and+T+cell+compartments%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Spontaneous acceptance of mouse kidney allografts is associated with increased Foxp3 expression and differences in the B and T cell compartments.</a> Transpl. Immunol. 24, 149-156 (2011).</li>
<li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+Heart+Transplantation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Heterotopic Heart Transplantation in Mice.</a> J. Vis. Exp. , (2007).</li>
<li>Mottram, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocardiographic+monitoring+of+cardiac+transplants+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc.+Res%22%5BJournal%5D)">Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice.</a> Cardiovasc. Res. 22, 315-321 (1988).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Transplantation cardiaque Mouse est une méthode microchirurgicale difficile qui exige des compétences chirurgicales considérable à maîtriser. L&#39;aspect le plus difficile est le petit diamètre des vaisseaux. En outre, il est nécessaire de limiter la durée d&#39;utilisation de destinataire et les saignements. La technique de transplantation cardiaque de la souris a été décrite par Corry et al. en 1973 et par la suite par Mottram et al 12. Nos modifications comprennent les points suivants. T...

Les modèles animaux de transplantation d&#39;organes peuvent fournir des informations précieuses pour améliorer le traitement des patients transplantés cliniques. Modèles de souris sont particulièrement utiles pour l&#39;étude du système immunitaire de rejet de greffe d&#39;organe ou de l&#39;acceptation en raison de la large gamme de souris et des réactifs spécifiques pour les souris qui ne sont pas disponibles pour d&#39;autres modèles animaux génétiquement modifiés 1-3. Un défi avec des modèles murins de transplantation est la petite taille des donneurs et des receveurs qui nécessite une grande maîtrise technique pour obtenir des résultats satisfaisants. Une technique a été décrite pour la première à la transplantation hétérotopique de coeurs de rats 4 qui a ensuite été adaptés pour une transplantation cardiaque de la souris par Corry et al 5. Cette technique consiste à préparer le bénéficiaire avant l&#39;opération des bailleurs de fonds et aucune perfusion du cœur du donneur, qui sont tous deux de nature à compromettre la survie du cœur ou t transplantéil destinataire. La procédure a été largement utilisé comme décrit à l&#39;origine pour étudier les mécanismes de rejet de greffe et de la tolérance 6-8. D&#39;autres ont adapté la procédure de transplantation cardiaque d&#39;origine de rat de Ono et Lindsey pour les transplantations cardiaques chez les souris 9,10. Plus récemment, une technique a été publié pour la transplantation cardiaque de la souris qui a éliminé certains des problèmes associés à la méthode de Corry et al 11. Le protocole décrit ici incorpore les modifications, en fonction de la méthode de Mottram et al 12, qui comprennent: la perfusion in situ avec une solution saline héparinée froide immédiatement après thoracotomie et effectuer l&#39;opération de donneur préalablement à l&#39;opération de destinataire pour minimiser destinataire temps d&#39;opération. En outre, nous utilisons des petites pinces atraumatiques navires au lieu de 6-0 cravates en soie. Bien pinces de navires ont l&#39;inconvénient de prendre plus d&#39;espace ils sont plus faciles à contrôler que les liens qui ne doit pas être trop serré ou lâcheet sont moins faciles à enlever que des pinces. Notre procédé utilise un surjet seul récipient pour anastomose, bien que dans l&#39;apprentissage initial d&#39;une scène alternative est d&#39;utiliser des sutures de fixation à l&#39;extrémité proximale et distale des coins pour assurer la régularité de sutures et donc la perméabilité de l&#39;anastomose.

<table><tbody><tr><td>Microscope opératoire&nbsp ;</td><td>Leica, Heerbrugg, Suisse</td><td>M651</td><td>Appareil d’anesthésie à grossissement 10-25X</td></tr><tr><td>&nbsp ;</td><td>Vet Quip Pty Ltd, Sydney, Australie</td><td>Vett3</td><td>Capable de délivrer un mélange d’isoflurane et d’oxygène dans l’air&nbsp ;</td></tr><tr><td>Carte de commande&nbsp ;</td><td>Quincaillerie ou fournisseur</td><td></td> de bureau <td>Liège dense ou synthétique capable de prendre des broches</td></tr><tr><td>Saline héparinée (5 U/ml, 4 &deg ; C)</td><td>Pfizer, USA</td><td>FW25</td><td>Dans une seringue de 1 ml avec une aiguille de 23 G sur de la glace</td></tr><tr><td>Solution saline normale (37 &deg ; C)</td><td>AstraZeneca Pty Ltd, Australie</td><td>4538</td><td>Dans une seringue de 1 ml avec une aiguille de 23 G sur un tampon chaud</td></tr><tr><td>Sutures 10- nylon, 5-0 Vicryl</td><td>Ethicon, Inc. NJ, USA</td><td>2870G/J421H</td><td></td></tr><tr><td>Buprénorphine (0,05 mg/kg dans une solution saline de 0,1 ml)</td><td>Reckitt Benckiser, Sydney, Australie</td><td></td><td>Dans une seringue de 1 ml avec une aiguille de 23 g sur de la glace</td></tr><tr><td>Ampcilline (5 mg/kg dans une solution saline de 0,1 ml)</td><td>Tremble, Sydney, Australie</td><td></td><td>En seringue de 1 ml avec aiguille de 23 G sur glace</td></tr><tr><td>Gel Foam</td><td>Pharmacia & Upjohn Co. États-Unis</td><td>801289304</td><td>Couper en petits morceaux</td></tr><tr><td>Dispositif de cautérisation à haute température</td><td>Medtronic, USA</td><td>8444000</td><td></td></tr><tr><td>Coussin chauffant/Température droite</td><td>Kent Scientific Corporation, Turrington, CT 06790<</td><td></td><td></td></tr><tr><td>strong>Instruments de microchirurgie :</td><td>Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.,&nbsp ; &nbsp ;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Porte-micro-aiguilles</td><td>Shanghai, Chine</td><td>WT2020</td><td></td></tr><tr><td>Microciseaux</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; "&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; "</td><td>WT1020</td><td></td></tr><tr><td>Micropince (pointe droite)</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; "&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; "</td><td>WA3010</td><td></td></tr><tr><td>Micropince (pointe incurvée)</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; "&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; "</td><td>WA3020</td><td></td></tr><tr><td>Pinces à moustiques (1 paire)</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; "&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; "</td><td>W40350</td><td></td></tr><tr><td>Pinces atraumatiques pour microvaisseaux (1 paire)</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; "&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; "</td><td>W40130/W40150</td><td></td></tr></tbody></table>

une méthode modifiée de heterotopic souris coeur la transplantation

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Les souris sont souvent utilisés comme donneurs de transplantation cardiaque et les bénéficiaires dans les études de l&#39;immunologie de transplantation en raison de la large gamme de souris transgéniques et des réactifs disponibles. Une difficulté se présente en raison de la petite taille de l&#39;animal et les défis techniques considérables de la microchirurgie impliqués dans la transplantation cardiaque. En particulier, un taux élevé de défaillance technique tôt après la transplantation peut entraîner la mort de destinataire et les complications post-opératoires telles que la paralysie des membres postérieurs ou un cœur non-battant. Ici, la technique complète pour une transplantation cardiaque hétérotopique de la souris est démontrée, impliquant la récolte du cœur du donneur et de son implantation ultérieure dans une souris receveuse. Le cœur du donneur est prélevé immédiatement après la perfusion in situ avec une solution saline héparinée froid et transection de l&#39;aorte ascendante et de l&#39;artère pulmonaire. L&#39;opération de destinataire comprend la préparation de l&#39;aorte abdominale et la veine cave inférieure (IVC), suivie paranastomose bout à l&#39;autre de l&#39;aorte du donneur avec l&#39;aorte destinataire à l&#39;aide d&#39;une seule course 10-0 microsuture et une anastomose similaire de l&#39;artère pulmonaire du donneur avec le bénéficiaire IVC. Suite à l&#39;opération de l&#39;animal reçoit une injection de 0,6 ml par voie sous cutanée de solution saline normale et on la laisse se remettre sur un coussin chauffant de 37 ° C. Les résultats de 227 transplantations cardiaques de souris sont résumées avec un taux de réussite à 48 h de 86,8%. Des échecs 13,2% dans les 48 heures, 5 (2,2%) ont connu une biche paralysie des membres, 10 (4,4%) avait un cœur non-battant en raison de greffer des blessures et / ou thrombose ischémique, tandis que 15 (6,6%) sont décédés dans les 48 heures .

Après une période de formation initiale, 227 cas de la souris hétérotopique transplantation cardiaque dans notre groupe ont été analysés. Le taux de réussite dans les 24 premières heures était de 90,3% et à 48 h, il est de 86,8%. Sur les 30 (13,2%) des défaillances dans les 48 heures, 5 (2,2%) ont connu une paralysie des membres postérieurs et a dû être euthanasié, 10 (4,4%) avait un cœur non-battant pour cause de blessure et / ou de thrombose du greffon ischémie, tandis que 15 (6,6%) sont décédés dans les 48 heures. De...

Une technique est démontrée pour la procédure microchirurgicale pour la transplantation hétérotopique de cœurs chez la souris, y compris des méthodes simplifiées pour le prélèvement du donneur et l’anastomose des vaisseaux receveurs.

Une méthode modifiée de Heterotopic souris coeur la transplantation

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

L'objectif général de cette procédure est de transplanter un cœur d'un donneur vers un receveur chez la souris. Cette opération s'effectue en retirant d'abord le cœur de la cavité thoracique du donneur et en le conservant dans une solution saline froide. Les étapes suivantes consistent à transplanter le cœur dans l'abdomen du receveur, puis à surveiller les battements cardiaques du greffon.Enfin, le rejet de la greffe est confirmé par inspection visuelle et analyse histopathologique. En définitive, les résultats montrent que les cœurs greffés entre des souches de souris non apparentées sont rejetés, tandis que les cœurs greffés entre des souris de la même souche sont acceptés. Une démonstration vidéo à long terme de cette mesure est essentielle, car les étapes de microchirurgie sont difficiles à apprendre en raison de la très petite taille des animaux donneurs et receveurs.La procédure chirurgicale complexe requise et la nécessité d'améliorer la précision et la rapidité lors de l'exécution des interventions sur les receveurs imposent de toujours s'assurer que tous les instruments sont soigneusement nettoyés et stérilisés dans un bain d'éthanol à 80 %. L'utilisation d'équipements stériles à usage unique est fortement recommandée. Après avoir anesthésié la souris donneur dans une chambre à isoflurane, placez-la en position dorsale sur la table d'opération.Ensuite, fixez rapidement le cône nasal en délivrant l'anesthésique. Assurez-vous de tester la qualité de l'anesthésie par une pincée sur la patte arrière. S'il n'y a pas de réaction de retrait, commencez à raser la peau à l'aide d'un scalpel.Ensuite, stérilisez la peau avec trois lingettes alternées de chlorhexidine à 2 % dans de l’alcool isopropylique à 70 % pendant toute la durée de l’intervention chirurgicale. Surveillez visuellement la respiration et le rythme cardiaque de l’animal. Ajustez en conséquence la délivrance d’isoflurane.Commencez par réaliser une thoracotomie afin d'exposer le cœur et les vaisseaux en ouvrant la poitrine des deux côtés de la cage thoracique. Incisez depuis le bord des côtes jusqu'à l'aisselle et horizontalement au niveau du sternum xiphoïde. Cela permet de former un lambeau de paroi thoracique.Épingler le lambeau ouvert sur la planche opératoire près de la tête. Ensuite, retirer le péricarde entourant le cœur. Soulever la veine cave inférieure à l’aide de forceps et injecter un millilitre de sérum salé froid hépariné dans la VCI à proximité du cœur.Ensuite, fixer une petite pince artérielle à la VCI afin d'empêcher la solution de s'écouler par le trou d'aiguille à l'aide d'une compresse et d'un applicateur en coton. Descendre le cœur pour exposer l'aorte et l'artère pulmonaire. Le sinus transverse est le canal situé à l'arrière du faisceau aorte-artère pulmonaire.Ensuite, sectionnez l'aorte et l'artère pulmonaire aussi distalement que possible afin de maximiser la longueur des vaisseaux pour l'anastomose. Sectionnez maintenant la VCI, la VCS droite, la VCS gauche et les veines pulmonaires. Chacune doit être ligaturée à l'aide d'un fil de soie 6.0.Commencez par ligaturer la VCI et la VCS droite. Ensuite, ligaturez la VCS gauche et les veines pulmonaires. Retirez maintenant le cœur en sectionnant tous les vaisseaux en aval des ligatures.Conserver le cœur dans du sérum physiologique stérile froid à quatre degrés Celsius jusqu'à la transplantation. Après avoir préparé l'animal pour la chirurgie comme décrit pour le donneur, commencer par réaliser une laparotomie. Inciser la ligne médiane du pubis jusqu'au sternum xiphoïde.À l'aide de trombones courbés en forme de rétracteurs, ouvrez l'abdomen, enveloppez les intestins dans une gaze imbibée de sérum physiologique tiède et rétractez-les vers le haut à droite de l'abdomen. Ensuite, exposez l'aorte infrarénale et la VCI entre la bifurcation iliaque et l'artère et la veine rénales gauches.Liberer le segment d'aorte et de VCI regroupés. Ensuite, sectionner l'aorte et la VCI des vaisseaux lombaires à l'aide d'un dispositif de cautérisation calibré. Appliquer de petites pinces atraumatiques aux extrémités proximale et distale du segment d'aorte et de VCI libéré.À l’aide d’une aiguille de calibre 30, percer un trou dans la paroi antérieure de l’aorte à partir de l’incision réalisée verticalement, de manière à obtenir un orifice de la taille de l’aorte du donneur. Profiter de cette étape pour éliminer tout caillot sanguin présent dans la lumière de l’aorte à l’aide d’un rinçage au sérum salé hépariné. Introduire ensuite le cœur du donneur dans du sérum salé froid.Positionner le cœur donneur à côté de l'incision sur l'aorte du receveur. Positionner l'artère pulmonaire donneuse à côté de la VCI du receveur à l'aide de sutures continues en nylon 10 oh. Effectuer l'anastomose des aortes bout-latéral.Commencez au coin proximal et faites une suture le long du côté gauche jusqu'au coin distal. Ensuite, faites pivoter l'animal de 180 degrés. Puis déplacez le cœur et continuez les points de suture à travers le côté droit de la paroi aortique, du distal vers le proximal.Avant de fermer l’anastomose, rincer doucement la lumière avec une solution saline héparinée pour les yeux afin d’éliminer les caillots et l’air. Puis terminer la suture. Ensuite, pratiquer une incision verticale dans la paroi antérieure de la VCI à l’endroit où l’artère pulmonaire sera anastomosée.Deuxièmement, utilisez 10 points de suture en continu pour l'anastomose. Les vaisseaux commencent à l'extrémité distale de la paroi gauche à l'intérieur de la lumière de la VCI à l'extrémité proximale. Poursuivez le long de la paroi antérieure droite et effectuez la suture jusqu'à l'extrémité distale. Encore une fois.Effectuez un bon lavage du lumen avant de terminer l'anastomose. Ensuite, placez des morceaux de gel mousse autour de l'anastomose. L'hémostase est obtenue par une pression douce exercée à l’aide d’appliquateurs en coton.Pour revasculariser le receveur. Relâcher d'abord le clamp distal, puis le clamp proximal. Pendant l'opération sur le receveur, il est essentiel d'optimiser la précision et la rapidité de l'intervention chirurgicale.Ainsi, le temps de clampage croisé doit idéalement être inférieur à 30 minutes. Pour faciliter la récupération, appliquer une solution saline chaude à 37 degrés Celsius sur le site de la greffe. La fibrillation doit survenir immédiatement et revenir spontanément à un rythme sinusal en quelques minutes.Avant la fermeture du site chirurgical, une injection de buprénorphine doit être administrée par voie intramusculaire. Terminer l'opération en refermant la plaie à l’aide d’un point continu résorbable 5/0 pour toutes les couches tissulaires. Après la fermeture de la plaie chirurgicale, injecter à l’animal receveur de l’ampicilline ainsi qu’une injection sous-cutanée de 0,6 millilitre de sérum salin.Pour favoriser l'hydratation, placer l'animal sur un tapis chauffant réglé à 37 degrés Celsius A jusqu'à ce qu'il reprenne connaissance. La plupart des animaux boivent et même mangent dans les trois heures suivant l'intervention. Si, après huit heures, la souris présente encore des signes de détresse, administrer des injections de buprénorphine toutes les 12 heures jusqu'à disparition des symptômes.Si la souris reste en détresse pendant plus de 48 heures, contacter un vétérinaire durant les 10 premiers jours postopératoires. Surveiller directement les battements cardiaques greffés par palpation abdominale. Chaque jour, noter l'intensité des battements sur une échelle allant de quatre plus pour une greffe saine à un plus pour un battement faible dû à un rejet avancé.Enregistrer une greffe sans battement comme négative en cas de rejet complet de la greffe après 10 jours. Continuer à surveiller le pouls cardiaque de la greffe trois fois par semaine. Après 227 transplantations cardiaques hétérotopiques, 90,3 % ont été réussies pendant 24 heures et 86,8 % pendant 48 heures. Les échecs comprenaient une paralysie des membres postérieurs, un cœur sans battement dû à la greffe, une lésion ischémique et/ou une thrombose ; les survivants de la greffe ont été répertoriés.La cause des échecs de la greffe cardiaque a été établie par l'analyse pathologique. L'analyse du cœur greffé, ici marquée par une flèche, révèle que la thrombose et l'infarctus du tissu cardiaque étaient à l'origine de l'échec de ce greffon dans la combinaison de souches C57BL/6 donneur et receveur ; aucun rejet cardiaque n'a été observé et les cœurs transplantés ont survécu plus de 100 jours. Dans ce cas, le cœur s'était légèrement réduit en taille en raison d'une atrophie musculaire secondaire à son statut non vital.En revanche, dans la combinaison de souches présentant un rejet, de donneur DBA deux à receveur C 57 Black six, ce cœur transplanté avait cessé de battre dès le septième jour et montrait des signes de rejet à 100 jours. Le même cœur était complètement fibrosé et rétracté une fois prélevé. Cette technique peut être réalisée en 90 millions ou moins si elle est effectuée correctement, et n’oubliez pas que travailler avec le gaz de plomberie US peut être extrêmement dangereux.L'utilisation d'un système de captage des gaz anesthésiques est largement disponible.

a-modified-method-for-heterotopic-mouse-heart-transplantion

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Le modèle de souris transplantation cardiaque hétérotopique a été prouvée par de nombreux chercheurs d'être une méthode importante pour étudier les mécanismes de rejet et de la réponse immunitaire. Cependant, les techniques impliquées sont toujours difficiles. En modifiant les techniques standard, nous avons eu du succès avec plus de 1000 greffes.

Transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris

Le modèle de transplantation cardiaque col de l'utérus de souris est bien adapté pour immunologique ainsi que des études de lésions d'ischémie reperfusion. Nous avons modifié la procédure en utilisant une technique de manchette non-suture et effectué plus de 1.000 transplantations réussies avec cette approche.  Ici, nous fournissons des détails supplémentaires de cette technique pour compléter la vidéo.

Murin col de l&#39;utérus Cœur, la transplantation en utilisant une technique de modification de manchette

Le manuscrit décrit les étapes nécessaires pour effectuer la transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris.

Murin de transplantation cardiaque hétérotopique Technique

La technique du brassard raccourcit et facilite le modèle de transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris en évitant les anastomoses de suture techniquement difficiles des petits vaisseaux. Les détails techniques présentés dans cet article vidéo devraient permettre aux chercheurs d’établir ce modèle dans leurs laboratoires.

Heterotopic col de l&#39;utérus chez la souris Transplantation cardiaque

Nous introduisons une approche de tube interne à la technique de manchette pour la transplantation de coeur hétérotopique cervical de souris pour aider evert le vaisseau au-dessus de la manchette. Nous avons constaté que la coopération entre deux chirurgiens expérimentés raccourcit nettement le temps d’opération.

Optimisation de la technique de manchette pour la transplantation cardiaque murine

Une technique originale pour la reconstruction de circuit de sang dans un modèle abdominal heterotopic de transplantation de coeur de souris est démontrée.

Reconstruction de circuit sanguin dans un modèle de transplantation de cœur de souris abdominale

Dans le présent protocole, un modèle de transplantation cardiaque de souris est utilisé pour étudier le mécanisme du rejet de l’allogreffe cardiaque. Dans ce modèle de transplantation cardiaque hétérotopique, l’efficacité de l’opération est améliorée et la survie des greffons cardiaques est assurée par une anastomose cervicale de bout en bout de l’implantation cardiaque à l’aide d’une technique de brassard modifiée.

Une technique de brassard modifiée pour un modèle de transplantation cardiaque hétérotopique cervicale de souris

Les modèles de transplantation cardiaque de souris représentent des outils de recherche précieux pour étudier l’immunologie de la transplantation. Le présent protocole détaille la transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris qui implique la mise en place de brassards sur l’artère carotide commune du receveur et le tronc de l’artère pulmonaire du donneur pour permettre le flux sanguin laminaire.

Transplantation cardiaque cervicale hétérotopique de souris utilisant des brassards vasculaires

Le présent article décrit une technique modifiée pour la transplantation cardiaque vascularisée hétérotopique avec une technique aseptique mise à jour, une analgésie et une anesthésie.

Un protocole de transplantation cardiaque hétérotopique murin modifié correspondant aux normes contemporaines de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie

Ce protocole présente une technique simplifiée d’anastomose de suture de bout en côté pour la transplantation de cœur cervical murin, fournissant un modèle robuste et reproductible pour l’étude de l’immunologie de la transplantation.

Transplantation cardiaque hétérotope cervicale de souris utilisant la technique d’anastomose de bout en côté pour étudier l’immunologie de la transplantation

Apprenez la transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris, une technique microchirurgicale pour étudier le rejet d'organe. Cette méthode permet d'évaluer la compatibilité génétique entre souches et d'analyser les mécanismes immunitaires.

Une méthode modifiée de Heterotopic souris coeur la transplantation

Explorer plus de vidéos