Name: Murin de transplantation cardiaque hétérotopique Technique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-08T23:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 27 s
Description: Découvrez la transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris pour la biologie de la transplantation. Cette méthode chirurgicale détaillée permet d'évaluer la survie du greffon par palpation quotidienne.

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Les auteurs tiennent à remercier le Dr Biagio Pietra pour ses travaux antérieurs dans notre laboratoire.

Tous les animaux ont été logés dans des conditions exemptes d&#39;agents pathogènes à l&#39;Université du Colorado Barbara Davis Centre animalerie sous l&#39;approbation du IACUC et soignés selon les directives du NIH. Profondeur de l&#39;anesthésie est jugée par pincement de l&#39;orteil d&#39;abord et par le respect des taux de respiration une fois la procédure a commencé. 1. Donateurs coeur de récolte <ol><li> Anesthésier la souris donneuse par injection de pentobarbital (60 mg / kg IP). </li><li> Immobiliser la souris par 4 voies restrictions et couper la fourrure. Essuyez la peau avec de l&#39;alcool. </li><li> Après dissection loin la peau, ouvrir la cavité abdominale par une incision transversale juste inférieure à la membrane. </li><li> Couper la membrane postérieure à l&#39;insertion costale et soulever la paroi thoracique antérieure en avant et en haut exposer le coeur. </li><li> Étendre une épaisseur pleine couper le postérieur latéral cavité thoracique sur les côtés gauche et droit de la poitrine. </li><li> Isoler l&#39;veine cave inférieure (VCI) et placer un lâche 5-0 soie suture autour de l&#39;IVC à côté de son insertion dans l&#39;oreillette droite. </li><li> Injecter 1,0 cc de 4 ° C saline héparine (200 u / cc) dans la veine cave inférieure, puis ligaturer le vaisseau avec la suture et fracture 5-0 soie. </li><li> Isoler le droit veine cave supérieure (rSVC) de la même façon et ligaturer avec 5-0 suture de soie et de diviser. </li><li> Roulez doucement le cœur vers le côté droit des animaux et isoler la veine cave supérieure gauche (LSVC), ligaturer avec un fil de soie 5-0 et diviser exposer l&#39;artère pulmonaire gauche. </li><li> Fixez le cœur sous une gaze humide tandis que le thymus est blunt dissection de la principale artère pulmonaire (AP) et la PA branches gauche et droite et croissant crosse aortique. </li><li> Blunt disséquer l&#39;arc aortique sans les tissus environnants. Micro-ciseaux sont utilisés pour diviser l&#39;aorte proximale de l&#39;artère brachiale-céphalique droit, c&#39;est à dire qu&#39;il devrait y avoir aucun branches entre le cœur et la divisionpoint de l&#39;aorte. </li><li> Cette section de la crosse de l&#39;aorte forme le brassard artériel pour le processus d&#39;implantation. </li><li> Tenir compte de la manchette aortique en bas pour exposer le tronc et les branches PA gauche et droit de la PA. </li><li> Blunt disséquer les branches PA gauche et droite à partir des tissus environnants dans la mesure du cœur que possible. Cela permet de dissection facile du tronc PA de tissus environnants. </li><li> Diviser le coffre PA comme distale que possible, juste en amont de sa bifurcation. Cette section de l&#39;artère pulmonaire veineuse constitue le brassard pour le processus d&#39;implantation. </li><li> Placez une suture en soie 5-0 autour de la base du cœur et une cravate. Le cœur est ensuite découpé libre à la base, et placée dans 4 ° C une solution saline. Moment de la récolte totale est d&#39;env. 10-15 min. </li></ol> 2. Coeur Implant Technique <ol><li> Anesthésier les souris receveuses avec du pentobarbital (/ kg de dose initiale IP 60 mg, 25 mg / kg dose supplémentaire IP si nécessaire). </li><li> Clip de la fourrure etimmobiliser la souris par 4 voies restrictions et préparer la peau avec de la povidone-iode et drapé dans un mode stérile. </li><li> Faire un 2 cm ligne médiane verticale incision abdominale et entrer dans la cavité abdominale. </li><li> Retrait de l&#39;intestin haut et externalisé sur la poitrine. Gardez enveloppé dans de la gaze humide stérile (solution saline stérile) tout au long de l&#39;affaire. </li><li> Isoler l&#39;aorte abdominale et la veine cave inférieure (VCI) sous les artères rénales et placez 4-0 liens de coton autour de l&#39;aorte et IVC supérieur puis inférieur au site d&#39;anastomose. </li><li> Identifier tous les navires lombaires dans le domaine et ligaturer avec 10-0 suture en nylon. </li><li> Nouer des liens de coton, d&#39;abord l&#39;inférieur suivi par le supérieur. De cette manière, un peu de sang est retenu dans la prise de l&#39;aorte aortotomie plus facile. </li><li> Former le aortotomie avec une aiguille 30 G pour entrer dans la lumière de l&#39;aorte. Elargir l&#39;incision avec de fines micro ciseaux pour une longueur d&#39;environ 2 mm. Cette incision est faite dans une ligne droite le long de la longuetudinal axe de la cuve. </li><li> Faire une fin anastomose de l&#39;aorte du donneur à l&#39;aorte bénéficiaire de la façon suivante. Placez un nylon 10-0 séjour de suture point dans l&#39;aorte des bailleurs de fonds et à l&#39;angle inférieur de l&#39;incision dans l&#39;aorte du destinataire et une cravate. Placez un deuxième nylon 10-0 opposée à la première dans l&#39;aorte du donneur et le coin supérieur de l&#39;incision dans l&#39;aorte abdominale et une cravate. </li><li> Faire une ligne de suture allant de supérieur à inférieur à la paroi latérale de l&#39;aorte et cravate contre un séjour point précédemment placé. N&#39;oubliez pas d&#39;apporter les intimas (surface intérieure du vaisseau) ainsi que vous assemblez. Puis suturer la partie médiane de façon courante et une cravate. Le premier et le dernier point de chaque côté doit être placé au plus près des points de séjour que possible. Puis objectif est d&#39;avoir trois points espacés entre ces deux pour un total de 5 points. </li><li> Faire une fin anastomose de l&#39;artère pulmonaire de donneur au receveur IVC de la façon suivante. Puncture la VCI avec une aiguille 30 G et étendre l&#39;incision pendant env. 2 mm avec de beaux ciseaux micro. Cette incision est faite dans une ligne droite le long de l&#39;axe longitudinal du navire. </li><li> Attachez l&#39;artère pulmonaire des bailleurs de fonds dans le coin inférieur de l&#39;incision dans la veine cave inférieure avec nylon 10-0. Placez un deuxième nylon 10-0 opposée à la première dans l&#39;artère du donneur et le coin supérieur de l&#39;incision dans la veine cave inférieure et une cravate. </li><li> Faire une ligne de suture s&#39;étendant entre l&#39;artère pulmonaire et la veine cave inférieure et une cravate. Le premier et le dernier point de chaque côté doit être placé au plus près des points de séjour que possible. Puis objectif est d&#39;avoir 5 points régulièrement espacés entre ces deux soit un total de 7 points. </li><li> Relâchez le coton rétablir le flux veineux distal 4-0 cravate. </li><li> Une fois l&#39;hémostase de l&#39;anastomose veineuse a été observée proximale 4-0 coton cravate est progressivement desserré et l&#39;anastomose artérielle observée pour l&#39;hémostase. Lorsque les deux anastomoses sont considérés comme sûrs, retirez le cotton cravates de la souris. </li><li> Retour de l&#39;intestin à l&#39;abdomen. La paroi abdominale est fermée en deux couches en utilisant 5-0 suture de soie dans un mode course. </li><li> Administrer un bolus de 1,0 ml de solution saline stérile normale chaud dans le ventre comme la réanimation liquidienne à la clôture, et 0,8 ml de solution saline normale est injecté par voie sous cutanée post-opératoire. Pas d&#39;autres mesures de soutien sont nécessaires pendant la chirurgie. Récupérer l&#39;animal sur une couverture chauffante. Temps implant totale est d&#39;env. 90-120 min pour les débutants, 45-60 min avec l&#39;expérience. Administrer la buprénorphine analgésie, 0,05 mg / kg, SC, 0,1-0,2 ml au début de la procédure et tous les 6-12 h pendant 72 heures post-op. </li></ol> 3. Évaluation de la greffe <ol><li> Évaluer la fonction du greffon quotidiennement par palpation trans-abdominale. </li><li> Garder la souris comme si elle devait être reçu une injection intra-péritonéale. </li><li> Appuyez doucement sur la pointe d&#39;un index contre la paroi abdominale et de déterminer la str battantongueur et la régularité de la greffe. </li><li> Offrir la qualité de la palpation un score de 4 (amplitude et la fréquence normale) à 0 (non-battant rejeté la greffe). </li></ol> NOTES IMPORTANTES: Tous les instruments sont stérilisés, des gants stériles sont portés tout au long de la procédure et un champ stérile est maintenu. Les chirurgies donateurs et bénéficiaires sont effectués avec l&#39;utilisation d&#39;un microscope opératoire. Veiller à ce que les anastomoses sont «propres». C&#39;est que les parois arrière ne sont pas pris en plaçant des points. Cela entraînera un rétrécissement important de s&#39;écouler qui sera plus que probablement suite à une greffe échoué et dans les cas extrêmes à des membres postérieurs paralysie. Il est également essentiel que toute l&#39;épaisseur passe y compris l&#39;adventice vasculaire et l&#39;intima de l&#39;aiguille de suture sont atteints. Evertion des bords garantit également qu&#39;il n&#39;y a intima-à-intima de contact, ce qui contribue à l&#39;étanchéité et à la cicatrisation des anastomoses. Un autre fait d&#39;importance vitaleou est de s&#39;assurer que la tension des lignes de suture des anastomoses est également optimale. Trop lâche et il y aura une fuite irréversible, trop serré et une sténose de s&#39;écouler entraînera. Si du côté artériel cela se traduira par une mauvaise perfusion du greffon, si sur le côté veineux cœur congestionné entraînera.

<ol><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplant Proc. 5 (1), 733 (1973).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343 (1973).</li>
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<li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invest+Surg%22%5BJournal%5D)">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> J Invest Surg. 26 (4), 223 (2013).</li>
<li>Su, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+suture+technique+in+a+mouse+heart+transplant+model%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Modified suture technique in a mouse heart transplant model.</a> Asian J Surg. 34 (2), 86 (2011).</li>
<li>Mao, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+knotless+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">A novel and knotless technique for heterotopic cardiac transplantation in mice.</a> J Heart Lung Transplant. 28 (10), 1102 (2009).</li>
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<li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nat Protoc. 2 (3), 471 (2007).</li>
<li>Linfert, D., Chowdhry, T., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphocytes+and+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Rev%22%5BJournal%5D)">Lymphocytes and ischemia-reperfusion injury.</a> Transplant Rev. 23 (1), (2009).</li>
<li>Grazia, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+cardiac+allograft+rejection+by+directly+cytotoxic+CD4+T+cells%3A+parallel+requirements+for+Fas+and+perforin%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Acute cardiac allograft rejection by directly cytotoxic CD4 T cells: parallel requirements for Fas and perforin.</a> Transplantation. 89 (1), 33 (2010).</li>
<li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> J Vis Exp. (6), (2007).</li>
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</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Cette technique chirurgicale n&#39;est pas facile à maîtriser, mais une fois maîtrisé est un puissant outil de recherche. Le chercheur / chirurgien est récompensé par la cohérence de la technique et par l&#39;attention au détail. Patience pendant la phase d&#39;apprentissage est la clé. Comme publié par Niimi 3, à l&#39;aide d&#39;un outil d&#39;apprentissage de vidéo sur ce qu&#39;il faut en moyenne 11 tentatives pour atteindre la première procédure succès et 78 tentatives pour parvenir à un taux de réussite de 90%. Vidéos sont devenus un outil pédagogique important dans la chirurgie 11,12. Dépannage Saignement des anastomoses peut se produire et cela est probablement attribuable à un manque de tension soit correcte dans les sutures, ou trop peu de points de suture. Même si un agent induisant la coagulation tels que Gelfoam peut être utile pour réduire les fuites, nous recommandons que le chirurgien doit s&#39;appuyer sur une bonne technique. Encombré coeur non battant est le plus souvent due à des anastomoses qui sont trop serrés, en particulier sur le côté veineux. Un non-bienheureuxng, greffé non perfusé est souvent causée par une bulle d&#39;air qui a voyagé dans l&#39;une des artères coronaires. Il est important de maintenir un champ humide-à-humide pour éviter l&#39;entrée des bulles dans les vaisseaux. Limites de la technique Cette technique n&#39;est pas adaptée si un chercheur veut étudier les effets sur un coeur entièrement fonctionnel. Il faudrait pour cela une technique de transplantation orthotopique, qui s&#39;est jusqu&#39;ici révélée impossible à effectuer. Significatives par rapport aux méthodes existantes Si l&#39;on veut étudier les effets sur, une transplantation d&#39;organe solide entièrement vascularisé chez la souris, puis le modèle de cœur est probablement le plus simple à maîtriser. Des modèles murins de cancer du poumon, du rein et de foie existent, mais sont beaucoup plus difficiles à apprendre et parfait. Étapes critiques dans le protocole Il est extrêmement important que toute l&#39;épaisseur pânes dont l&#39;adventice et la tunique vasculaire de l&#39;aiguille de suture sont réalisés. Evertion des bords garantit également qu&#39;il n&#39;y a intima-à-intima de contact, ce qui contribue à l&#39;étanchéité et à la cicatrisation des anastomoses. Un autre facteur extrêmement important est de s&#39;assurer que la tension des lignes de suture anastomotique est également optimale. Trop lâche et il y aura une fuite irréversible, trop serré et une sténose de s&#39;écouler entraînera. Si du côté artériel cela se traduira par une mauvaise perfusion du greffon, si sur le côté veineux cœur congestionné entraînera. Surtout, la répétition, la cohérence de la procédure et de l&#39;attention constante aux détails se produire d&#39;excellents résultats et des données susceptibles d&#39;être financés et publiables.

À une époque où il est possible d&#39;effectuer des reins, des poumons, du foie et de pancréas chez la souris, la pierre angulaire de la transplantation d&#39;organes de base et la recherche en immunologie depuis 1973 1-4 reste le modèle de transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris. Dans les années qui ont suivi plusieurs articles ont été publiés en détail les améliorations / améliorations de 5,6 à cette procédure. Comme un modèle de transplantation organe solide principalement vascularisé cette procédure est à nulle autre pareille. Une fois maîtrisé cette procédure se prête à la recherche sur allogéniques rejet réponses 7, le développement de vasculopathies chroniques 8 et les mécanismes de l&#39;ischémie reperfusion 9. Les clés de l&#39;apprentissage avec succès cette procédure sont comme toute autre chirurgie, de la patience de la part de l&#39;instructeur et le stagiaire et l&#39;attention au détail. Au début du procédé, le nouveau chirurgien va trouver que they va passer de nombreuses heures sur chaque greffe. Avec l&#39;expérience, les temps chirurgicaux, et donc l&#39;ischémie, va considérablement réduire. Prêter attention aux détails de chaque étape sera tôt ou tard mener à la réussite. Alors que l&#39;instructeur peut faire de leur mieux pour transmettre, et à anticiper, toutes les chutes possibles de la fosse que l&#39;on peut rencontrer au cours de ces chirurgies, le stagiaire «créative» sera probablement trouver certaines de leurs propres! Les bases de la procédure sont les suivantes. Le donneur ascendant arc aortique est fin à côte anastomosé au destinataire aorte abdominale et l&#39;artère pulmonaire du donneur est de bout en côté anastomosé au destinataire abdominale veine cave inférieure (VCI). Le sang coule de l&#39;aorte bénéficiaire en mode rétrograde dans l&#39;aorte des donateurs pour les artères coronaires. Une fois le sang a coulé dans le système coronaire, il se jette dans l&#39;oreillette droite via le sinus coronaire, est pompé dans le ventricule droit etpuis par l&#39;artère pulmonaire dans le récipient IVC. De cette manière, le système est alimenté coronaire artérielle et le rythme sinusal retourne à la greffe à l&#39;intérieur de 1-2 min de reperfusion. Depuis les chambres gauche du cœur sont essentiellement la pression sous-chargé de la paroi libre du ventricule gauche va s&#39;atrophier au fil du temps.

<table><tbody><tr><td>Instrument</td><td>Roboz #</td><td>Fine Science Tools #</td><td>Arosurgical #</td></tr><tr><td>Pince de micro-dissection droite #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Pince de micro-dissection courbe #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Pince dentelée</td><td>incurvée RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de micro-dissection Vannas, courts</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>Ciseaux de micro-dissection, droits, tranchants, longs</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td></td><td></td> à micro-ressort <td>11.549.15</td></tr><tr><td>Pince</td><td></td> à moustiques droite <td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de micro-dissection, droits, émoussés</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de micro-dissection, courbés, émoussés</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-écarteur</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plateau d’instruments, 10" x 6 &frac12 ; &rdquo; x &frac34 ; "</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Suture en soie, 5/0, bobine de 22,5 m</td><td>18020-50</td><td></td>10/0 nylon T4A10Q07 5/0 soie E19A05N Gants Biogel de Medex Supply Drapes Precept, #64-9012-9 Seringues B-D 1 cc insuline, #329424 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Applicateurs</td><td></td> en coton <td>de marque Fisher, #23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Écouvillons de povidone et d’iode</td><td></td><td>PDI, #B40600</td><td></td></tr><tr><td>4/0 Cravates</td><td></td><td></td> en coton <td>Coton domestique autoclavé avec instruments</td></tr></tbody></table>

murin de transplantation cardiaque hétérotopique technique

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

Il est maintenant plus de quarante ans que cette technique a d&#39;abord été rapporté par Corry, Wynn et Russell. Même s&#39;il a fallu quelques années pour d&#39;autres laboratoires pour devenir compétent dans et utilisent cette technique, il est maintenant largement utilisé par de nombreux laboratoires dans le monde. Un raffinement significative à la technique originale a été développée et a rapporté en 2001 par Niimi. Décrits ici sont les techniques qui ont évolué pendant plus d&#39;une décennie dans les mains de trois chirurgiens (Plenter, Grazia, Pietra) dans notre centre. Ces techniques sont maintenant transmis à la jeune génération de chirurgiens et de chercheurs. Basé en grande partie sur l&#39;expérience Niimi, les procédures ont évolué dans les détails les plus fins détails - que nous nous efforcerons de rapporter ici d&#39;une manière telle que d&#39;autres peuvent être en mesure d&#39;utiliser ce modèle très utile. Comme Niimi, nous avons constaté qu&#39;une aide vidéo à l&#39;apprentissage est une ressource inestimable pour les débutants.

<html> L&#39;utilisation de cette technique chirurgicale ouvre la voie à des études, soit la survie du greffon / rejet simples, ou des protocoles expérimentaux très complexes. Dans l&#39;étude décrit brièvement dans la figure ci-dessous, nous avons cherché à définir la participation, le cas échéant, de Fas et / ou la perforine que les mécanismes de T CD4 rejet cardiaque à médiation cellulaire. Ceci a été rendu possible par le choix extraordinaire de souches de souris qui sont disponibles aujourd&#39;hui. Les résultats démontrent que le rejet d&#39;allogreffes cardiaques directement par les cellules T effectrices CD4 nécessite la contribution de remplacement de greffage Fas expression et expression de la perforine T de la cellule. À notre connaissance, c&#39;est la première démonstration que l&#39;activité cytolytique par les cellules T CD4 peut jouer un rôle obligatoire pour le primaire rejet aigu d&#39;allogreffe in vivo. 1.jpg &quot;/&gt; . Figure 1 perforine et Fas représentez Obligez et voies parallèles de CD4 T rejet cardiaque B6 à médiation cellulaire, B6 PFPKO (perforine knock-out), et B6 gld cellules (Fas-ligand déficientes) T CD4 ont été utilisées pour reconstituer B6 chiffon - / - les bénéficiaires de C3H type sauvage ou C3H Fas déficient lpr allogreffes cardiaques. Retrait de Fas seul (♦, p = NS vs contrôle Poids C3H + B6 cellules T CD4) des cœurs de donneurs ou l&#39;enlèvement ou la perforine seul à partir des cellules T CD4 (■, p = NS vs contrôle Poids C3H + B6 T CD4 cellules) n&#39;a pas abrogé rejet. Fait intéressant, la suppression de FasL à partir de cellules effectrices T CD4 n&#39;a retard rejet significativement (●, p &lt;0,02 vs cellules C3H Wt + B6 T CD4, p &lt;0,01 vs cellules C3H Wt + B6 PFPKO T CD4, et p &lt;0,01 vs . C3H lpr + B6 de cellules T CD4). Cependant, la plupart des allogreffes étaient encore rejetées (4 sur 5). De manière significative, l&#39;élimination simultanée du donneur Fas et T CD4 cellulaire perforinerejet complètement abrogée (○, p &lt;0,002 vs contrôle Poids C3H + B6 cellules T CD4, Poids C3H + B6 cellules T CD4 PFPKO, et C3H lpr cellules T CD4 + B6). Cette abrogation était significativement plus robuste que la suppression individuelle de FasL des cellules T CD4 (○, p &lt;0,003 vs contrôle Poids C3H + cellules B6 gld T CD4). De Grazia et al 10. Reproduit avec la permission.

Le manuscrit décrit les étapes nécessaires pour effectuer la transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris.

Murin de transplantation cardiaque hétérotopique Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

L'objectif général de cette procédure est de réaliser et d'évaluer la santé d'une greffe cardiaque hétérotopique chez la souris. Cela est accompli en prélevant d'abord soigneusement le cœur du donneur. Dans une deuxième étape, le site de greffe est préparé chirurgicalement chez le receveur afin de disposer d'un espace suffisant pour implanter le tissu donneur.Ensuite, le cœur donneur est transplanté par la réalisation d'anastomoses artérielles et veineuses. Dans la dernière étape, l'hémostase des lignes de suture vasculaires est vérifiée avant la fermeture du receveur. Enfin, l'état du greffon peut être surveillé par une palpation quotidienne afin d'évaluer les effets de divers facteurs sur la survie du greffon donneur.La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car les étapes de l'anastomose sont difficiles à apprendre. La tension des points de suture doit être parfaitement ajustée afin d'éviter toute fuite et toute constriction du flux sanguin. Pour prélever le cœur donneur, immobilisez d'abord l'animal donneur anesthésié à l'aide de retenues quadruples.Après avoir rasé le pelage, essuyez la peau avec de l'alcool. Après avoir disséqué la peau, faites une incision transversale juste en dessous du diaphragme. Pour ouvrir la cavité abdominale, coupez le diaphragme en arrière de l'insertion costale.Étendre complètement l'épaisseur, inciser la cavité thoracique postéro-latérale des côtés gauche et droit de la poitrine sur glace, isoler la veine cave inférieure ou VCI, puis placer une suture lâche en soie 5-0 autour de la VCI à proximité de son insertion. Dans l'oreillette droite, injecter un cc de solution saline SA héparinée à quatre degrés Celsius dans la VCI, ligaturer le vaisseau avec la suture en soie 5-0 et sectionner.Ensuite, après avoir ligaturé et suturé la veine cave supérieure droite de manière similaire, faites doucement pivoter le cœur vers le côté droit de l'animal et isolez puis ligaturez la veine cave supérieure gauche afin d'exposer l'artère pulmonaire gauche. Maintenant, maintenez le cœur sous un champ de gaze humide et disséquez par voie émoussée le thymus des artères pulmonaires principales, des branches pulmonaires droite et gauche, ainsi que de l'arc aortique ascendant. Libérez l'arc aortique des tissus environnants, puis utilisez des ciseaux microchirurgicaux pour sectionner l'aorte au niveau proximal de l'artère brachio-céphalique droite, jusqu'à ce qu'il n'y ait plus de branches entre le cœur et le point de section de l'aorte.Cette section de l'arc aortique forme la manchette artérielle pour le processus d'implantation. Ensuite, rabattre la manchette aortique vers le bas afin d'exposer le tronc de l'artère pulmonaire ainsi que les branches gauche et droite de l'artère pulmonaire. Puis, disséquer soigneusement les branches pulmonaires gauche et droite en les séparant des tissus environnants aussi loin que possible du cœur.Divisez le tronc de l'artère pulmonaire aussi distalement que possible, juste en amont de sa bifurcation, afin de former la manchette veineuse pour le processus d'implantation. Ensuite, placez une suture en soie de calibre 5-0 autour de la base du cœur. Coupez-la librement à la base et transférez le tissu excisé dans du sérum physiologique à quatre degrés Celsius.Le temps total de prélèvement est d’environ 10 à 15 minutes pour implanter le cœur du donneur. Après avoir anesthésié et immobilisé l’animal receveur, nettoyez la peau avec de l’iodure de povidone et rincez entre chaque application avec de l’alcool ou de l’eau stérile. Répétez cette opération trois fois, puis isolez le site chirurgical de manière stérile.Commencez ensuite la procédure en réalisant une incision abdominale verticale médiane de deux centimètres. Pour accéder à la cavité abdominale, rétractez l'intestin vers le haut et externalisez le tissu sur la poitrine, en l'enveloppant dans une gaze stérile humidifiée avec du sérum physiologique stérile. Ensuite, isolez l'aorte abdominale et la veine cave inférieure en dessous des vaisseaux rénaux et placez quatre ligatures en coton n°0 autour du tissu, une au-dessus, puis une au-dessous du site d'anastomose.Repérer tous les vaisseaux lombaires présents dans le champ opératoire et les ligaturer avec du nylon 10 T. Effectuer une suture, puis desserrer d'abord le lien de coton inférieur, suivi du lien supérieur, afin de conserver un peu de sang dans l'aorte et faciliter l'autotomie aortique. Après avoir bien serré les nœuds, pénétrer dans la lumière de l'aorte à l’aide d’une aiguille de calibre 30.Ensuite, utilisez de fins ciseaux microchirurgicaux pour prolonger l'incision sur une longueur d'environ deux millimètres en ligne droite, selon l'axe longitudinal du vaisseau. Placez maintenant une suture en nylon 10 aut. Faites un point de fixation sur l'aorte du donneur et à l'angle inférieur de l'incision dans l'aorte du receveur afin de réaliser une anastomose de bout à bord entre l'aorte du donneur et l'aorte du receveur.Après avoir noué le point de suture, placez un deuxième point de nylon 10 T à l'opposé du premier, sur l'aorte du donneur et dans l'angle supérieur de l'incision ainsi que sur l'aorte abdominale, puis nouez également ce point de suture. Une fois le deuxième point en place, effectuez une suture continue depuis la partie supérieure jusqu'à la partie inférieure de la paroi latérale de l'aorte, en prenant soin de rapprocher l'intima et de la nouer contre le point de fixation précédemment mis en place. Ensuite, suturer le côté médial de façon continue et nouer en plaçant le premier et le dernier point de chaque côté aussi près que possible des points de fixation.Veiller à avoir trois points régulièrement espacés entre ces deux-là, pour un total de cinq points. Ensuite, afin de réaliser une anastomose termino-latérale de l'artère pulmonaire du donneur à la VCI du receveur, piquer d'abord la VCI avec une aiguille de calibre 30, puis utiliser de fins ciseaux microchirurgicaux pour allonger l'incision d'environ deux millimètres en ligne droite, selon l'axe longitudinal du vaisseau. Ensuite, fixer l'artère pulmonaire du donneur au coin inférieur de l'incision dans la VCI à l'aide d'un fil de nylon à 10 nœuds.Placer un deuxième nylon 10 oh en regard du premier dans l'artère donneuse et dans l'angle supérieur de l'incision de la VCI abdominale, puis nouer. Ensuite, réaliser une suture continue entre l'artère pulmonaire et la VCI et la nouer, en plaçant les premiers et derniers points de chaque côté aussi près que possible des points de fixation. Veiller à espacer uniformément cinq points entre ces deux extrémités, pour un total de sept points.Maintenant, relâchez les quatre ligatures de coton OTT distales afin de rétablir le flux veineux. Une fois l'hémostase de l'anastomose veineuse observée, desserrez progressivement les quatre ligatures de coton OTT proximales et observez l'anastomose artérielle pour vérifier l'hémostase. Lorsque les deux anastomoses sont jugées sûres, retirez les ligatures de coton du souris, replacez l'intestin dans l'abdomen et utilisez du fil de soie 5-0 pour fermer la paroi abdominale en deux plans.D'une manière continue, administrer un bolus de un millilitre de sérum physiologique stérile et tiède dans l'abdomen comme réhydratation liquidienne lors de la fermeture, puis injecter 0,8 millilitre de sérum physiologique par voie sous-cutanée. Enfin, pour évaluer la fonction de la greffe par palpation transabdominale quotidienne, immobiliser la souris comme pour une injection intrapéritonéale. Ensuite, appuyer doucement la pulpe d'un doigt contre la paroi abdominale afin de déterminer l'intensité et la régularité des battements de la greffe.Attribuez une note allant de quatre pour une amplitude et une fréquence normales à zéro pour une greffe rejetée et non battante. Cette technique chirurgicale facilite à la fois les études simples de survie des greffes et les protocoles expérimentaux complexes. Par exemple, dans cette expérience représentative, le rôle du perforine rapide ou du perforine en tant que mécanismes du rejet cardiaque médié par les lymphocytes T CD4 positifs a été étudié.Les résultats démontrent que le rejet direct des greffons cardiaques par les lymphocytes T effecteurs CD4 positifs nécessite la contribution alternative de l'expression précoce du greffon et de l'expression des lymphocytes T, indiquant pour la première fois que l'activité cytolytique des lymphocytes T CD4 positifs peut jouer un rôle obligatoire dans le rejet aigu primaire du greffon in vivo. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de placer les sutures lors de votre anastomose afin d'obtenir un greffon cardiaque sain et battant.

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