Name: Une technique à lécran hêtre américain pour la résistance à la cochenille Hêtre ( Cryptococcus fagisuga Lind.) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 47 s
Description: Apprenez une technique de criblage pour identifier les hêtres américains résistants à Cryptococcus fagisuga. Cette méthode quantitative utilise des œufs fixés sur tampons de mousse pour évaluer la résistance des arbres.

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Les auteurs remercient le financement du suivi évaluation de la protection de la santé des forêts Service des forêts des États-Unis et les programmes de développement des technologies spéciales qui ont soutenu le développement, la modification et l&#39;application du protocole décrit ici pour identifier les arbres qui sont résistantes et sensibles à la cochenille du hêtre. Nous sommes également reconnaissants à la Holden Arboretum, Kirtland, OH, pour leur partenariat et leur soutien de notre programme de dépistage de la résistance de hêtre.

1 matériel végétal:. Boisé Field, pot plants, ou en pot greffes <ol><li> Pour les essais sur le terrain, choisir des arbres américains sains matures de hêtres qui ne montrent aucun signe d&#39;infestation à grande échelle ou de maladie pour les tests de résistance possible. Visiblement arbres sensibles devront également être identifiés pour être utilisé comme témoin (Figure 1). </li><li> Pour tester les semis ou les greffes en pot, recueillir et germer faines comme décrit dans Koch &amp; Carey, 2004 ou scion greffé tel que décrit dans Carey et al, 2013. </li><li> Pousser les semis ou les greffes en terreau de sol amendé avec 47 g de micronutriments, 477 g à libération lente engrais 15N-3.9P-9.9K, 700 g de perlite grossière et 75 g de sulfate d&#39;aluminium par 2,8 cu. sac de pieds. Si nécessaire plus tard dans la saison de croissance, fertiliser les plantes hebdomadaires avec soluble 17N-1.3P-14.1K à 200 ppm d&#39;azote. </li><li> Au cours de la saison de croissance, garder les plantes dans une maison de l&#39;ombre. Permettent aux plantes entrent en dormance à l&#39;extérieur à l&#39;automne avant de les déplacerà une installation de stockage à température contrôlée (~ 4 ° C) à partir de Novembre à Avril. </li></ol> 2. Collection de hêtre échelle oeufs <ol><li> Dans un stand BBD infestées, inspecter les arbres fortement infestés (facilement identifiables par leur &quot;blanchi&quot; l&#39;apparence, la figure 1A) avec une loupe à la main pour confirmer la présence d&#39;œufs, généralement abondantes de la mi-Juillet à mi-Août. </li><li> Utilisez un pinceau pour brosser doucement les amas cireux blancs de cochenilles adultes, les œufs et autres débris, dans un sac de collecte d&#39;un gallon refermable en plastique (figure 1B). Collecter un minimum de trois arbres différents au moins 12 m. </li><li> Si nécessaire, stocker les oeufs dans le sac de collecte étanche pour un maximum de deux semaines à 4 ° C. Un petit morceau de bande (2,5 cm carré) de mousse de polyéthylène humidifié à l&#39;intérieur du sac pour empêcher les oeufs de se dessécher. </li><li> Pour séparer les oeufs d&#39;échelle (0,15 x 0,25 mm) des adultes (0,60 mm) et debris, la construction d&#39;un tamis en utilisant un petit morceau de 2 &quot;tuyau en PVC et un couplage pour soutenir un carré de 250 micromètres de nylon (figure 2). </li><li> Videz le mélange des adultes, de la cire, des œufs, et les débris du sac de collecte sur le tamis et utiliser un petit pinceau pour encourager délicatement les œufs à passer à travers les mailles dans une boîte de Pétri en verre ci-dessous. Plats de Pétri en plastique doivent être évités, car ils détiennent l&#39;électricité statique plus, il est difficile de déplacer les œufs. Les œufs avant et après tamisage sont présentés dans la figure 3. </li><li> Oeufs purifiés peuvent être stockés dans la boîte de Pétri à 4 ° C pendant au moins une semaine. Pour empêcher les oeufs de se dessécher, du ruban adhésif un morceau de mousse humide sur le couvercle et sceller avec du Parafilm. </li></ol> 3. Oeufs viabilité dosages <ol><li> Pour évaluer la viabilité des oeufs, en utilisant une seringue de 10 cc d&#39;appliquer un mince anneau de gelée de pétrole autour de la circonférence de la partie inférieure d&#39;une boîte de Pétri de 60 mm de verre (Figure 4A </strong&gt;). </li><li> Transférer environ 100 œufs au centre de l&#39;anneau, placez le couvercle sur la boîte de Pétri et sceller avec du Parafilm. Laisser la boîte de Pétri scellée à demeure intact à température ambiante pendant 2 semaines, 3 semaines, ou si les œufs ont été stockés à 4 ° C avant de commencer l&#39;essai. </li><li> Nymphes écloses vont se retrouver bloqué dans la gelée de pétrole et peuvent être facilement compté, et les œufs vides sont facilement distingués des oeufs non éclos par leur couleur et leur éclat (figure 4B). Calculer la viabilité en divisant le nombre de nymphes par la somme des œufs vides ainsi que les oeufs complets restants. Bonne viabilité doit être dans les 75% à 90% éclos gamme des oeufs. </li></ol> 4. Résistance échelle Projection du Grand âge mûr hêtres dans le domaine <ol><li> Pour un test quantitatif, compter sur 500 oeufs à l&#39;aide d&#39;un microscope à dissection et à l&#39;aide d&#39;une petite spatule les saupoudrer doucement sur le centre d&#39;un predampened, à cellules ouvertes 10 x 15 x 1,3 cm rectangle de mousse de polyéthylène. Àamortir mousse, mouiller puis presser autant d&#39;eau que possible. Pour un test qualitatif, 500 œufs peuvent être comptés et placé dans un petit flacon de verre et une ligne «de remplissage» établi qui peut être utilisé pour mesurer des lots supplémentaires d&#39;environ 500 œufs. </li><li> Placez la garniture de mousse sur l&#39;arbre de test avec le côté de l&#39;œuf face contre l&#39;écorce. Maintenez le pad en place avec de la corde, ficelle, ficelle, fil ou de matériel plastifié. Plastique ou en matériau métallique à base doivent être utilisés plutôt que des matériaux en fibres naturelles, qui sont plus facilement balayés par les animaux sauvages. </li><li> Ligne du dessus et les côtés d&#39;un cm morceau de pellicule étanche perméable à la vapeur de la maison avec de l&#39;acétate à base de silicone adhésif prédécoupé 23 x 30 et placez-le sur le support de test de mousse. Appuyez sur les bords de l&#39;enveloppe de la maison de l&#39;arbre pour créer un joint étanche à l&#39;eau. Placez la ficelle de nylon ou fil de matériel revêtu de plastique autour de l&#39;arbre et de la maison enveloppe, pour le maintenir en place pendant que l&#39;adhésif (Figure 5). </li><li> Placez un minimum de deuxplots de test sur chaque arbre de test, de préférence sur des côtés opposés du tronc. Sur chaque site, placez plots de test sur au moins 2 arbres sensibles (avec évidente infestation à grande échelle naturelle) comme témoin. Avant de placer les plots de test sur les arbres de commande, enlever les insectes ou les œufs à l&#39;échelle naturellement en utilisant une brosse à poils entreprise. Remarque: Mousses avec des oeufs peuvent également être placés sur les arbres dans le but d&#39;œufs à l&#39;échelle de l&#39;élevage, qui peut être particulièrement utile dans les zones où le niveau d&#39;infestation est faible. </li></ol> 5. Résistance échelle de dépistage de pot semis ou aux greffes <ol><li> Pour le test, sélectionner des arbres en pot d&#39;un diamètre minimum de 1 cm (étrier 5 cm au-dessus la ligne du sol) qui sont assez grand pour avoir au moins 2 plots de test distincts qui leur sont imposées. Taillez les petites branches latérales si nécessaire pour faire de la place pour les plots de test. </li><li> Utiliser un microscope de dissection de compter 150 œufs et répands-les sur un prédécoupée et imbibé de 2,5 x 7,6 x 1,3 cm polyethy à cellules ouvertesmatelas en mousse lene. </li><li> Apposer le tampon de mousse à semis avec le côté de l&#39;œuf contre l&#39;écorce, en utilisant un fil recouvert de plastique. Envelopper un petit carré de maison enrouler autour de la plantule juste au-dessus de la mousse et le sceller avec du silicone à base d&#39;acétate (voir figure 6A). </li><li> Inclure connu familles de plantules sensibles ou des greffes de témoins. </li></ol> 6. Collecte de données Remarque: Environ 52 à 57 semaines après le placement des blocs de mousse et des œufs sur les arbres de test, les données peuvent être collectées. Il est important que ce n&#39;est pas fait qu&#39;après adultes ont commencé à pondre des œufs de sorte que leur capacité à reproduire peut être déterminée. Sur certains arbres résistants, il n&#39;est pas rare de voir un petit nombre d&#39;adultes, mais sans établir de reproduction se produire. <ol><li> Retirez délicatement le tapis de mousse et de compter le nombre de cochenilles adultes établis sur l&#39;écorce à l&#39;aide d&#39;une loupe ou une loupe (10X). </li><li> Lorsque le tampon de mousse est retiré, il n&#39;est pas uncommon pour certains adultes et la plupart des grappes d&#39;oeufs à être retiré de l&#39;arbre avec de la mousse (voir Figure 7). En utilisant un microscope de dissection, compter les grappes d&#39;oeufs et les adultes qui sont restés attachés à la garniture de mousse. </li></ol>

<ol><li>Houston, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+to+artificially+infest+beech+bark+with+the+scale%2C+Cryptococcus+fagisuga+%28Lindinger%29%5BTitle%5D)+AND+%22U.S.+Forest+Service%22%5BJournal%5D)">A technique to artificially infest beech bark with the scale, Cryptococcus fagisuga (Lindinger).</a> U.S. Forest Service. , Northeastern Forest Experiment Station. Broomhall, PA. (1982).</li>
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<li>Ehrlich, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+beech+bark+disease%3A+a+nectria+disease+of+Fagus%2C+following+Cryptococcus+fagi%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">The beech bark disease: a nectria disease of Fagus, following Cryptococcus fagi.</a> 10, 593-692 (1934).</li>
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<li>Miller-Weeks, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+status+of+beech+bark+disease+in+New+England+and+New+York%5BTitle%5D)+AND+%22Proceeding%2C+IUFRO+beech+bark+disease+working+party+conference%22%5BJournal%5D)">Current status of beech bark disease in New England and New York.</a> Proceeding, IUFRO beech bark disease working party conference. , U.S. Department of Agriculture, Forest Service, Northeastern Forest Experiment Station. Washington, D.C. 21-23 (1983).</li>
<li>Houston, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beech+bark+disease%3A+The+aftermath+forests+are+structured+for+a+new+outbreak%5BTitle%5D)+AND+%22J.+For%22%5BJournal%5D)">Beech bark disease: The aftermath forests are structured for a new outbreak.</a> J. For. 73, 660-663 (1975).</li>
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<li>Carey, D. W., Mason, M. E., Bloese, P., Koch, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hot+callusing+for+propagation+of+American+beech+by+grafting%5BTitle%5D)+AND+%22HortSci%22%5BJournal%5D)">Hot callusing for propagation of American beech by grafting.</a> HortSci. 48, 620-624 (2013).</li>
<li>Koch, J. L., Carey, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetics+of+resistance+of+American+beech+to+beech+bark+disease%3A+knowledge+through+2004%5BTitle%5D)+AND+%22Beech+Bark+Disease%3A+Proceedings+of+the+Beech+Bark+Disease+Symposium%22%5BJournal%5D)">The genetics of resistance of American beech to beech bark disease: knowledge through 2004.</a> Beech Bark Disease: Proceedings of the Beech Bark Disease Symposium. Evans, C. A., et al. , U.S. Forest Service, Northern Research Station. Newtown Square, PA. 98-105 (2005).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Les étapes essentielles nécessaires à la réussite de cet essai comprennent l&#39;exécution d&#39;un test de viabilité sur les oeufs et l&#39;utilisation des contrôles sensibles à chaque site testé, et avec des matériaux en pot. Il est également important d&#39;utiliser plus d&#39;un tampon d&#39;essai par arbre ou semis. Nous avons trouvé que, tant dans le domaine et dans les essais contrôlés plus sur les plantes en pot, une source fréquente d&#39;erreur peut être l&#39;échec de tampon. Par exemple, dans le domaine, mêm...

Maladie corticale du hêtre (BBD) a eu un impact négatif sur le hêtre américain en Amérique du Nord depuis l&#39;introduction de la invasive cochenille du hêtre, Cryptococcus fagisuga, dans la province canadienne de la Nouvelle-Écosse à la fin des années 1890 3. Ce complexe insecte-maladie est déclenchée lorsque la cochenille du hêtre insère son stylet d&#39;alimentation dans l&#39;écorce de créer de petites fissures qui fournissent porte d&#39;entrée de l&#39;infection par l&#39;une des espèces de champignons Neonectria (Neonectria ditissima ou Neonectria faginata). Comme le mycélium de champignons poussent, de vastes zones de tissus peuvent mourir, éventuellement ceinturant complètement l&#39;arbre. Les dommages causés par la maladie affaiblit l&#39;arbre, ce qui l&#39;expose à claquer dans des vents violents 4. Le taux de mortalité dans la première vague de la maladie ont été signalés à être aussi élevé que 50% 5. Arbres survivants sont souvent gravement déformés comme des chancres se forment en réduisant la valeur de l&#39;arbre comme un produit de bois.0; Ces arbres ont une propension à la racine germination qui conduit à la formation de «taillis de hêtre» qui empêchent d&#39;autres espèces plus désirables de l&#39;établissement, la réduction de la valeur économique et écologique de la position 6. Bien que la maladie de l&#39;écorce de hêtre n&#39;est pas susceptible de conduire à l&#39;extinction de l&#39;hêtre, il modifie la composition du peuplement et de la santé conduisant à une diminution de la nourriture et l&#39;habitat pour la faune 7,8. Dans les peuplements touchés par BBD depuis de nombreuses années, les arbres qui restent sans aucun symptôme de la maladie n&#39;a été signalé. Essais d&#39;inoculation artificielle ont montré que ces arbres sont résistants à l&#39;insecte de l&#39;échelle 2. Sans infestation à grande échelle, il ya peu de risque d&#39;infection Neonectria, en minimisant l&#39;impact du champignon. La mortalité à grande échelle en bois de hêtre américain en raison de l&#39;infection Neonectria en l&#39;absence d&#39;infestation à grande échelle avant n&#39;a jamaisété signalés, si la résistance à l&#39;échelle de hêtre résultats d&#39;insectes dans la résistance à BBD. Des recherches récentes sur la gestion de BBD a mis l&#39;accent sur l&#39;identification, la propagation, la reproduction et la conservation de hêtres américains résistants à l&#39;insecte de la cochenille. Des études génétiques ont montré que la résistance à la cochenille est héréditaire et une sélection rigoureuse et l&#39;élevage des arbres résistants peut entraîner une amélioration significative en une seule génération 9. Ce constat a alimenté les efforts déployés par les gestionnaires de l&#39;État et de la forêt nationale aux États-Unis pour établir des vergers à graines régionales de hêtre résistant pour fournir une source de diversité génétique des semences BBD-résistant pour les plantations de restauration 10,11. La recherche a également indiqué que la manipulation de la génétique sylvicole des peuplements par l&#39;enlèvement des arbres sensibles et le maintien des arbres résistants peut entraîner l&#39;amélioration des peuplements 9,12. &lt;/ P&gt; Gestion des BBD par des activités d&#39;amélioration des arbres ou à travers la réalisation des prescriptions sylvicoles nécessite la capacité à sélectionner et faire la distinction entre les hêtres échelle résistant et sensible. Les méthodes présentées ici ont été adaptés à partir d&#39;une méthode introduite par Dave Houston pour inoculer artificiellement plants avec des oeufs à l&#39;échelle de hêtre 1. La méthode peut être utilisée comme un outil de dépistage pour identifier les locus quantitatifs (QTL) associée à une résistance ou à une distinction entre les plants en pots résistants et sensibles ou ramets greffés dans les études génétiques. Alternativement, il peut être utilisé pour le dépistage des arbres matures dans le domaine pour identifier les arbres résistants pour le développement de vergers à graines, ou le maintien sur le terrain. Arbres sensibles peuvent être détectés et éliminés de minimiser les impacts de la maladie.

<table><tbody><tr><td>Feuille de treillis en nylon, 250 microns</td><td><a href="http://www.amazonsupply.com/dp/B000FMWH1S/ref=sp_dp_g2c_asin" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Petites pièces</a></td><td>CMN-0250-D</td><td>Taille des ouvertures de la maille : 250 microns carrés, pourcentage de surface ouverte : 34, diamètre du fil : 180 microns, largeur : 24&amp;rdquo;, Longueur : 12&amp;rdquo;, Quantité par emballage : 1</td></tr><tr><td>Tyvek Home Wrap</td><td><a href="http://www.lowes.com/pd_14582-2020-D13499991_0__" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> DuPont</a></td><td>D1349991</td><td>Rouleau de 9 pi x 150 pi, peut être demandé coupé en deux.</td></tr><tr><td>mousse de polyéthylène, &amp;frac12;&amp;rdquo; épais&amp;nbsp;</td><td><a href="http://www.colsfoam.com/apcfp/products.htm" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Columbus Foam Products</a></td><td></td><td>Rouleau de 2 pi x 50 pi</td></tr><tr><td>MetroMix 510</td><td><a href="http://sungro.com/products_displayProduct.php?product_id=118&amp;amp;brand_id=17" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Sun Gro Horticulture</a></td><td></td><td>2,8 pi³ de c. écorce, mousse de tourbe, vermiculite, cendre d'écorce, charge nutritive de départ (avec gypse), azote à libération lente et&amp;nbsp;calcaire dolomitique</td></tr><tr><td>Osmocote Plus 15-9-12</td><td><a href="http://everris.us.com/product/15-9-12" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Everris</a></td><td>E903206</td><td>Libération standard de 3 à 4 mois</td></tr><tr><td>Sight Savers 10X</td><td><a href="http://www.amleo.com/Bausch---Lomb-Illuminating-Codington-Magnifier-10x/p/CM10/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Bausch &amp;amp; Lomb</a></td><td>813434</td><td>Grossissement 10X avec éclairage Coddington</td></tr><tr><td>Nikon Mini Field Stereoscope</td><td><a href="http://www.opticsplanet.com/nikon-fieldmicroscope.html" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Nikon</a></td><td>7314</td><td>Grossissement 20X</td></tr><tr><td>Silicone II transparent</td><td><a href="http://www.midlandhardware.com/159538.html" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> GE</a></td><td>159538</td><td>2,9 oz avec fenêtre transparente &amp;amp; mastic pour portes</td></tr></tbody></table>

une technique à l&#39;écran hêtre américain pour la résistance à la cochenille hêtre (<em&gt; cryptococcus fagisuga</em&gt; lind.)

A Technique to Screen American Beech for Resistance to the Beech Scale Insect (Cryptococcus fagisuga Lind.)

Hêtre écorce maladie (BBD) se traduit par des niveaux élevés de mortalité initiale, laissant derrière des arbres survivants qui sont grandement affaiblis et déformés. La maladie est déclenchée par l&#39;alimentation activités du invasive cochenille du hêtre, Cryptococcus fagisuga, qui crée des points d&#39;infection d&#39;entrée par l&#39;une des espèces de champignons Neonectria. Sans infestation à grande échelle, il ya peu de risque d&#39;infection fongique. En utilisant des oeufs à l&#39;échelle pour infester artificiellement arbres sains dans les peuplements sévèrement touchés BBD démontré que ces arbres étaient résistants à la partie cochenille du complexe de la maladie 1. Nous présentons ici un protocole que nous avons développé, basé sur la technique de l&#39;infestation artificielle par Houston 2, qui peut être utilisé pour cribler des arbres à l&#39;échelle résistant sur ​​le terrain et dans les petits plants et greffes en pot. L&#39;identification des arbres à l&#39;échelle résistant est un élément important de la gestion de BBD par arbreprogrammes d&#39;amélioration et de la manipulation sylvicole.

La figure 6 montre un plant résistant (C) et deux plants sensibles (D, E) présentant des degrés différents de sensibilité. Un exemple de ce qu&#39;est un arbre mature sensibles ressemble à 57 semaines après le test d&#39;infestation artificielle a été mis en place est représenté sur la figure 5B. Lorsque la mousse est décollée de l&#39;arbre, il n&#39;est pas rare que les cochenilles et leurs groupes d&#39;oeufs de rester collé à la mousse comme le mont...

Maladie corticale du hêtre est initiée par l&#39;alimentation des activités de la cochenille du hêtre qui créent des points d&#39;entrée fongiques dans l&#39;écorce. Les arbres qui sont résistantes à l&#39;insecte d&#39;échelle sont également résistantes aux maladies. Ici, nous présentons le protocole que nous avons développé pour dépister hêtres individuels pour la résistance à la cochenille.

Une technique à l&#39;écran hêtre américain pour la résistance à la cochenille Hêtre (<em&gt; Cryptococcus fagisuga</em&gt; Lind.)

Beech bark disease (BBD) results in high levels of initial mortality, leaving behind survivor trees that are greatly weakened and deformed.&#160;The ...

L'objectif général de cette procédure est de distinguer les chênes américains résistants à la maladie de l'écorce des plages de ceux qui y sont sensibles. Cette distinction est réalisée en premier lieu en récoltant directement sur les chênes américains des cochenilles adultes ainsi que leurs œufs. La deuxième étape consiste à obtenir un lot homogène d'œufs en les séparant des adultes et de tout autre débris.Ensuite, les œufs sont disposés sur des tampons en mousse et fixés sur l'écorce des arbres test. Parallèlement, des tests sont mis en place pour confirmer la viabilité des œufs. Environ un an plus tard, les tampons d'essai sont retirés et le nombre d'adultes ainsi que celui des grappes d'œufs sont décomptés.En fin de compte, cette technique d'infestation artificielle d'arbres de tamaris par la cochenille du tamaris est utilisée pour identifier les arbres résistants et sensibles à la maladie du chancre du tamaris. L'avantage de cette technique par rapport à celle précédemment mise au point par Dave Houston pour l'infestation artificielle par les cochenilles réside dans le fait qu'elle utilise des arbres témoins et des tests de viabilité des œufs, et qu'elle est suffisamment quant

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Nous proposons une technique pour préserver intact le phloème des arbres et le préparer à l’observation.  Nous créons un appareil appelé sandwich de phloème qui permet l’introduction et l’observation d’arthropodes, de microbes et d’autres organismes qui habitent les tissus du phloème.

Technique pour l&#39;étude des arthropodes et communautés microbiennes dans les tissus des arbres

Les consortiums microbiens dans les ruches de bourdons enrichissent et conserver le pollen pour les larves d’abeilles. Prochaine génération séquençage, ainsi que le laboratoire et les expériences sur le terrain, ce manuscrit décrit les protocoles utilisés pour vérifier l’hypothèse que des résidus de fongicide modifient le microbiome du pollen et la démographie de colonie, conduisant finalement à la colonie perte.

Techniques de calcul empirique et métagénomique éclairent les mécanismes de fongicides compromis Bee santé

Des pièges efficaces pour attirer et capturer l’agrile du frêne (EAB) sont un élément clé de la détection et la gestion de cet organisme nuisible envahissant. Les pièges à deux étages, placés en plein soleil, près de frênes, incorporent des signaux visuels et olfactifs et étaient plus susceptibles de capter l’agrile du frêne que d’autres modèles de piège en essais sur le terrain.

Bâtiment à deux étages pièges pour la détection précoce de l’agrile du frêne

Suivi complet du scolyte des café et de la dynamique de plante hôte est essentiel pour l’agrégation des données au niveau des paysages pour améliorer la gestion de cet organisme nuisible envahissante. Nous présentons ici un protocole pour la surveillance scientifique de mouvement de pyrale du berry café, infestation, mortalité, phénologie de plante de café, la météo et gestion agricole via une application enregistreurs électroniques mobiles.

Le protocole de Hawaï pour un suivi scientifique de café térébrant : un modèle pour les agroécosystèmes cafés dans le monde entier

Ce protocole présente une méthode d’évaluation du taux d’alimentation du crustacé xylophage Limnoria en mesurant la production de granulés fécaux. Cette méthode est conçue pour être utilisée dans des laboratoires non spécialisés et peut être incorporée dans des protocoles d’essai standard afin d’évaluer la durabilité accrue du bois dans des conditions marines.

Test rapide de résistance du bois à la biodégradation par les crustacés marins xylophages

Nous présentons ici un protocole basé sur le système d’appât du ver de farine (Tenebrio molitor) qui a été utilisé pour isoler et sélectionner les champignons entomopathogènes (EPF) à partir d’échantillons de sol. Une formule de nombre de conidies efficaces (ECN) est utilisée pour sélectionner un EPF à haute tolérance au stress en fonction des caractéristiques physiologiques de la lutte microbienne des ravageurs sur le terrain.

Isolement et sélection de champignons entomopathogènes à partir d’échantillons de sol et évaluation de la virulence fongique contre les insectes nuisibles

Une méthode utilisant des fruits de café vert (GF) a été développée pour tester la toxicité des insecticides contre l’agrile du café (CBB). Des insecticides ou des substances toxiques ont été appliqués sur des GF désinfectés avant ou après l’infestation de CBB. La mortalité, la répulsion et la capacité de reproduction des insectes, en plus d’autres paramètres, ont été évaluées.

Méthodologie pour tester les agents de contrôle et les insecticides contre l’agrile du café Hypothenemus hampei

Nous présentons ici un protocole pour obtenir des champignons entomopathogènes à partir d’un foreur de bois forestier et une manière substitutive d’évaluer leurs activités entomopathogènes à l’aide d’un insecte modèle coléoptère. Cette méthode est efficace et pratique pour explorer les ressources fongiques entomopathogènes des insectes xylophages ravageurs dans les forêts naturelles.

Isolement, identification comportementale et évaluation de la pathogénicité des champignons entomopathogènes d’un xylophage forestier

Nous fournissons un protocole étape par étape pour évaluer la résistance du peuplier aux agents pathogènes du chancre de la tige à l’aide d’une méthode d’inoculation in vivo des feuilles. Cette méthode est particulièrement adaptée à l’évaluation à grande échelle de la résistance à la maladie du chancre de Cytospora chrysosperma et de Botryosphaeria dothidea chez la descendance de la sélection de peupliers en Chine.

Inoculation foliaire in vivo : une méthode alternative pour évaluer la résistance aux maladies des clones hybrides dans la sélection du peuplier de la maladie du chancre de la tige

Apprenez une technique de criblage pour identifier les hêtres américains résistants à Cryptococcus fagisuga. Cette méthode quantitative utilise des œufs fixés sur tampons de mousse pour évaluer la résistance des arbres.

Une technique à l'écran hêtre américain pour la résistance à la cochenille Hêtre (

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