Name: Une technique à lécran hêtre américain pour la résistance à la cochenille Hêtre ( Cryptococcus fagisuga Lind.) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 47 s
Description: Apprenez une technique de criblage pour identifier les hêtres américains résistants à Cryptococcus fagisuga. Cette méthode quantitative utilise des œufs fixés sur tampons de mousse pour évaluer la résistance des arbres.

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Les auteurs remercient le financement du suivi évaluation de la protection de la santé des forêts Service des forêts des États-Unis et les programmes de développement des technologies spéciales qui ont soutenu le développement, la modification et l&#39;application du protocole décrit ici pour identifier les arbres qui sont résistantes et sensibles à la cochenille du hêtre. Nous sommes également reconnaissants à la Holden Arboretum, Kirtland, OH, pour leur partenariat et leur soutien de notre programme de dépistage de la résistance de hêtre.

1 matériel végétal:. Boisé Field, pot plants, ou en pot greffes <ol><li> Pour les essais sur le terrain, choisir des arbres américains sains matures de hêtres qui ne montrent aucun signe d&#39;infestation à grande échelle ou de maladie pour les tests de résistance possible. Visiblement arbres sensibles devront également être identifiés pour être utilisé comme témoin (Figure 1). </li><li> Pour tester les semis ou les greffes en pot, recueillir et germer faines comme décrit dans Koch &amp; Carey, 2004 ou scion greffé tel que décrit dans Carey et al, 2013. </li><li> Pousser les semis ou les greffes en terreau de sol amendé avec 47 g de micronutriments, 477 g à libération lente engrais 15N-3.9P-9.9K, 700 g de perlite grossière et 75 g de sulfate d&#39;aluminium par 2,8 cu. sac de pieds. Si nécessaire plus tard dans la saison de croissance, fertiliser les plantes hebdomadaires avec soluble 17N-1.3P-14.1K à 200 ppm d&#39;azote. </li><li> Au cours de la saison de croissance, garder les plantes dans une maison de l&#39;ombre. Permettent aux plantes entrent en dormance à l&#39;extérieur à l&#39;automne avant de les déplacerà une installation de stockage à température contrôlée (~ 4 ° C) à partir de Novembre à Avril. </li></ol> 2. Collection de hêtre échelle oeufs <ol><li> Dans un stand BBD infestées, inspecter les arbres fortement infestés (facilement identifiables par leur &quot;blanchi&quot; l&#39;apparence, la figure 1A) avec une loupe à la main pour confirmer la présence d&#39;œufs, généralement abondantes de la mi-Juillet à mi-Août. </li><li> Utilisez un pinceau pour brosser doucement les amas cireux blancs de cochenilles adultes, les œufs et autres débris, dans un sac de collecte d&#39;un gallon refermable en plastique (figure 1B). Collecter un minimum de trois arbres différents au moins 12 m. </li><li> Si nécessaire, stocker les oeufs dans le sac de collecte étanche pour un maximum de deux semaines à 4 ° C. Un petit morceau de bande (2,5 cm carré) de mousse de polyéthylène humidifié à l&#39;intérieur du sac pour empêcher les oeufs de se dessécher. </li><li> Pour séparer les oeufs d&#39;échelle (0,15 x 0,25 mm) des adultes (0,60 mm) et debris, la construction d&#39;un tamis en utilisant un petit morceau de 2 &quot;tuyau en PVC et un couplage pour soutenir un carré de 250 micromètres de nylon (figure 2). </li><li> Videz le mélange des adultes, de la cire, des œufs, et les débris du sac de collecte sur le tamis et utiliser un petit pinceau pour encourager délicatement les œufs à passer à travers les mailles dans une boîte de Pétri en verre ci-dessous. Plats de Pétri en plastique doivent être évités, car ils détiennent l&#39;électricité statique plus, il est difficile de déplacer les œufs. Les œufs avant et après tamisage sont présentés dans la figure 3. </li><li> Oeufs purifiés peuvent être stockés dans la boîte de Pétri à 4 ° C pendant au moins une semaine. Pour empêcher les oeufs de se dessécher, du ruban adhésif un morceau de mousse humide sur le couvercle et sceller avec du Parafilm. </li></ol> 3. Oeufs viabilité dosages <ol><li> Pour évaluer la viabilité des oeufs, en utilisant une seringue de 10 cc d&#39;appliquer un mince anneau de gelée de pétrole autour de la circonférence de la partie inférieure d&#39;une boîte de Pétri de 60 mm de verre (Figure 4A </strong&gt;). </li><li> Transférer environ 100 œufs au centre de l&#39;anneau, placez le couvercle sur la boîte de Pétri et sceller avec du Parafilm. Laisser la boîte de Pétri scellée à demeure intact à température ambiante pendant 2 semaines, 3 semaines, ou si les œufs ont été stockés à 4 ° C avant de commencer l&#39;essai. </li><li> Nymphes écloses vont se retrouver bloqué dans la gelée de pétrole et peuvent être facilement compté, et les œufs vides sont facilement distingués des oeufs non éclos par leur couleur et leur éclat (figure 4B). Calculer la viabilité en divisant le nombre de nymphes par la somme des œufs vides ainsi que les oeufs complets restants. Bonne viabilité doit être dans les 75% à 90% éclos gamme des oeufs. </li></ol> 4. Résistance échelle Projection du Grand âge mûr hêtres dans le domaine <ol><li> Pour un test quantitatif, compter sur 500 oeufs à l&#39;aide d&#39;un microscope à dissection et à l&#39;aide d&#39;une petite spatule les saupoudrer doucement sur le centre d&#39;un predampened, à cellules ouvertes 10 x 15 x 1,3 cm rectangle de mousse de polyéthylène. Àamortir mousse, mouiller puis presser autant d&#39;eau que possible. Pour un test qualitatif, 500 œufs peuvent être comptés et placé dans un petit flacon de verre et une ligne «de remplissage» établi qui peut être utilisé pour mesurer des lots supplémentaires d&#39;environ 500 œufs. </li><li> Placez la garniture de mousse sur l&#39;arbre de test avec le côté de l&#39;œuf face contre l&#39;écorce. Maintenez le pad en place avec de la corde, ficelle, ficelle, fil ou de matériel plastifié. Plastique ou en matériau métallique à base doivent être utilisés plutôt que des matériaux en fibres naturelles, qui sont plus facilement balayés par les animaux sauvages. </li><li> Ligne du dessus et les côtés d&#39;un cm morceau de pellicule étanche perméable à la vapeur de la maison avec de l&#39;acétate à base de silicone adhésif prédécoupé 23 x 30 et placez-le sur le support de test de mousse. Appuyez sur les bords de l&#39;enveloppe de la maison de l&#39;arbre pour créer un joint étanche à l&#39;eau. Placez la ficelle de nylon ou fil de matériel revêtu de plastique autour de l&#39;arbre et de la maison enveloppe, pour le maintenir en place pendant que l&#39;adhésif (Figure 5). </li><li> Placez un minimum de deuxplots de test sur chaque arbre de test, de préférence sur des côtés opposés du tronc. Sur chaque site, placez plots de test sur au moins 2 arbres sensibles (avec évidente infestation à grande échelle naturelle) comme témoin. Avant de placer les plots de test sur les arbres de commande, enlever les insectes ou les œufs à l&#39;échelle naturellement en utilisant une brosse à poils entreprise. Remarque: Mousses avec des oeufs peuvent également être placés sur les arbres dans le but d&#39;œufs à l&#39;échelle de l&#39;élevage, qui peut être particulièrement utile dans les zones où le niveau d&#39;infestation est faible. </li></ol> 5. Résistance échelle de dépistage de pot semis ou aux greffes <ol><li> Pour le test, sélectionner des arbres en pot d&#39;un diamètre minimum de 1 cm (étrier 5 cm au-dessus la ligne du sol) qui sont assez grand pour avoir au moins 2 plots de test distincts qui leur sont imposées. Taillez les petites branches latérales si nécessaire pour faire de la place pour les plots de test. </li><li> Utiliser un microscope de dissection de compter 150 œufs et répands-les sur un prédécoupée et imbibé de 2,5 x 7,6 x 1,3 cm polyethy à cellules ouvertesmatelas en mousse lene. </li><li> Apposer le tampon de mousse à semis avec le côté de l&#39;œuf contre l&#39;écorce, en utilisant un fil recouvert de plastique. Envelopper un petit carré de maison enrouler autour de la plantule juste au-dessus de la mousse et le sceller avec du silicone à base d&#39;acétate (voir figure 6A). </li><li> Inclure connu familles de plantules sensibles ou des greffes de témoins. </li></ol> 6. Collecte de données Remarque: Environ 52 à 57 semaines après le placement des blocs de mousse et des œufs sur les arbres de test, les données peuvent être collectées. Il est important que ce n&#39;est pas fait qu&#39;après adultes ont commencé à pondre des œufs de sorte que leur capacité à reproduire peut être déterminée. Sur certains arbres résistants, il n&#39;est pas rare de voir un petit nombre d&#39;adultes, mais sans établir de reproduction se produire. <ol><li> Retirez délicatement le tapis de mousse et de compter le nombre de cochenilles adultes établis sur l&#39;écorce à l&#39;aide d&#39;une loupe ou une loupe (10X). </li><li> Lorsque le tampon de mousse est retiré, il n&#39;est pas uncommon pour certains adultes et la plupart des grappes d&#39;oeufs à être retiré de l&#39;arbre avec de la mousse (voir Figure 7). En utilisant un microscope de dissection, compter les grappes d&#39;oeufs et les adultes qui sont restés attachés à la garniture de mousse. </li></ol>

<ol><li>Houston, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+to+artificially+infest+beech+bark+with+the+scale%2C+Cryptococcus+fagisuga+%28Lindinger%29%5BTitle%5D)+AND+%22U.S.+Forest+Service%22%5BJournal%5D)">A technique to artificially infest beech bark with the scale, Cryptococcus fagisuga (Lindinger).</a> U.S. Forest Service. , Northeastern Forest Experiment Station. Broomhall, PA. (1982).</li>
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<li>Houston, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beech+bark+disease%3A+The+aftermath+forests+are+structured+for+a+new+outbreak%5BTitle%5D)+AND+%22J.+For%22%5BJournal%5D)">Beech bark disease: The aftermath forests are structured for a new outbreak.</a> J. For. 73, 660-663 (1975).</li>
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</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Les étapes essentielles nécessaires à la réussite de cet essai comprennent l&#39;exécution d&#39;un test de viabilité sur les oeufs et l&#39;utilisation des contrôles sensibles à chaque site testé, et avec des matériaux en pot. Il est également important d&#39;utiliser plus d&#39;un tampon d&#39;essai par arbre ou semis. Nous avons trouvé que, tant dans le domaine et dans les essais contrôlés plus sur les plantes en pot, une source fréquente d&#39;erreur peut être l&#39;échec de tampon. Par exemple, dans le domaine, mêm...

Maladie corticale du hêtre (BBD) a eu un impact négatif sur le hêtre américain en Amérique du Nord depuis l&#39;introduction de la invasive cochenille du hêtre, Cryptococcus fagisuga, dans la province canadienne de la Nouvelle-Écosse à la fin des années 1890 3. Ce complexe insecte-maladie est déclenchée lorsque la cochenille du hêtre insère son stylet d&#39;alimentation dans l&#39;écorce de créer de petites fissures qui fournissent porte d&#39;entrée de l&#39;infection par l&#39;une des espèces de champignons Neonectria (Neonectria ditissima ou Neonectria faginata). Comme le mycélium de champignons poussent, de vastes zones de tissus peuvent mourir, éventuellement ceinturant complètement l&#39;arbre. Les dommages causés par la maladie affaiblit l&#39;arbre, ce qui l&#39;expose à claquer dans des vents violents 4. Le taux de mortalité dans la première vague de la maladie ont été signalés à être aussi élevé que 50% 5. Arbres survivants sont souvent gravement déformés comme des chancres se forment en réduisant la valeur de l&#39;arbre comme un produit de bois.0; Ces arbres ont une propension à la racine germination qui conduit à la formation de «taillis de hêtre» qui empêchent d&#39;autres espèces plus désirables de l&#39;établissement, la réduction de la valeur économique et écologique de la position 6. Bien que la maladie de l&#39;écorce de hêtre n&#39;est pas susceptible de conduire à l&#39;extinction de l&#39;hêtre, il modifie la composition du peuplement et de la santé conduisant à une diminution de la nourriture et l&#39;habitat pour la faune 7,8. Dans les peuplements touchés par BBD depuis de nombreuses années, les arbres qui restent sans aucun symptôme de la maladie n&#39;a été signalé. Essais d&#39;inoculation artificielle ont montré que ces arbres sont résistants à l&#39;insecte de l&#39;échelle 2. Sans infestation à grande échelle, il ya peu de risque d&#39;infection Neonectria, en minimisant l&#39;impact du champignon. La mortalité à grande échelle en bois de hêtre américain en raison de l&#39;infection Neonectria en l&#39;absence d&#39;infestation à grande échelle avant n&#39;a jamaisété signalés, si la résistance à l&#39;échelle de hêtre résultats d&#39;insectes dans la résistance à BBD. Des recherches récentes sur la gestion de BBD a mis l&#39;accent sur l&#39;identification, la propagation, la reproduction et la conservation de hêtres américains résistants à l&#39;insecte de la cochenille. Des études génétiques ont montré que la résistance à la cochenille est héréditaire et une sélection rigoureuse et l&#39;élevage des arbres résistants peut entraîner une amélioration significative en une seule génération 9. Ce constat a alimenté les efforts déployés par les gestionnaires de l&#39;État et de la forêt nationale aux États-Unis pour établir des vergers à graines régionales de hêtre résistant pour fournir une source de diversité génétique des semences BBD-résistant pour les plantations de restauration 10,11. La recherche a également indiqué que la manipulation de la génétique sylvicole des peuplements par l&#39;enlèvement des arbres sensibles et le maintien des arbres résistants peut entraîner l&#39;amélioration des peuplements 9,12. &lt;/ P&gt; Gestion des BBD par des activités d&#39;amélioration des arbres ou à travers la réalisation des prescriptions sylvicoles nécessite la capacité à sélectionner et faire la distinction entre les hêtres échelle résistant et sensible. Les méthodes présentées ici ont été adaptés à partir d&#39;une méthode introduite par Dave Houston pour inoculer artificiellement plants avec des oeufs à l&#39;échelle de hêtre 1. La méthode peut être utilisée comme un outil de dépistage pour identifier les locus quantitatifs (QTL) associée à une résistance ou à une distinction entre les plants en pots résistants et sensibles ou ramets greffés dans les études génétiques. Alternativement, il peut être utilisé pour le dépistage des arbres matures dans le domaine pour identifier les arbres résistants pour le développement de vergers à graines, ou le maintien sur le terrain. Arbres sensibles peuvent être détectés et éliminés de minimiser les impacts de la maladie.

<table><tbody><tr><td>Feuille de treillis en nylon, 250 microns</td><td><a href="http://www.amazonsupply.com/dp/B000FMWH1S/ref=sp_dp_g2c_asin" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Petites pièces</a></td><td>CMN-0250-D</td><td>Taille des ouvertures de la maille : 250 microns carrés, pourcentage de surface ouverte : 34, diamètre du fil : 180 microns, largeur : 24&amp;rdquo;, Longueur : 12&amp;rdquo;, Quantité par emballage : 1</td></tr><tr><td>Tyvek Home Wrap</td><td><a href="http://www.lowes.com/pd_14582-2020-D13499991_0__" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> DuPont</a></td><td>D1349991</td><td>Rouleau de 9 pi x 150 pi, peut être demandé coupé en deux.</td></tr><tr><td>mousse de polyéthylène, &amp;frac12;&amp;rdquo; épais&amp;nbsp;</td><td><a href="http://www.colsfoam.com/apcfp/products.htm" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Columbus Foam Products</a></td><td></td><td>Rouleau de 2 pi x 50 pi</td></tr><tr><td>MetroMix 510</td><td><a href="http://sungro.com/products_displayProduct.php?product_id=118&amp;amp;brand_id=17" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Sun Gro Horticulture</a></td><td></td><td>2,8 pi³ de c. écorce, mousse de tourbe, vermiculite, cendre d'écorce, charge nutritive de départ (avec gypse), azote à libération lente et&amp;nbsp;calcaire dolomitique</td></tr><tr><td>Osmocote Plus 15-9-12</td><td><a href="http://everris.us.com/product/15-9-12" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Everris</a></td><td>E903206</td><td>Libération standard de 3 à 4 mois</td></tr><tr><td>Sight Savers 10X</td><td><a href="http://www.amleo.com/Bausch---Lomb-Illuminating-Codington-Magnifier-10x/p/CM10/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Bausch &amp;amp; Lomb</a></td><td>813434</td><td>Grossissement 10X avec éclairage Coddington</td></tr><tr><td>Nikon Mini Field Stereoscope</td><td><a href="http://www.opticsplanet.com/nikon-fieldmicroscope.html" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Nikon</a></td><td>7314</td><td>Grossissement 20X</td></tr><tr><td>Silicone II transparent</td><td><a href="http://www.midlandhardware.com/159538.html" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> GE</a></td><td>159538</td><td>2,9 oz avec fenêtre transparente &amp;amp; mastic pour portes</td></tr></tbody></table>

une technique à l&#39;écran hêtre américain pour la résistance à la cochenille hêtre (<em&gt; cryptococcus fagisuga</em&gt; lind.)

A Technique to Screen American Beech for Resistance to the Beech Scale Insect (Cryptococcus fagisuga Lind.)

Hêtre écorce maladie (BBD) se traduit par des niveaux élevés de mortalité initiale, laissant derrière des arbres survivants qui sont grandement affaiblis et déformés. La maladie est déclenchée par l&#39;alimentation activités du invasive cochenille du hêtre, Cryptococcus fagisuga, qui crée des points d&#39;infection d&#39;entrée par l&#39;une des espèces de champignons Neonectria. Sans infestation à grande échelle, il ya peu de risque d&#39;infection fongique. En utilisant des oeufs à l&#39;échelle pour infester artificiellement arbres sains dans les peuplements sévèrement touchés BBD démontré que ces arbres étaient résistants à la partie cochenille du complexe de la maladie 1. Nous présentons ici un protocole que nous avons développé, basé sur la technique de l&#39;infestation artificielle par Houston 2, qui peut être utilisé pour cribler des arbres à l&#39;échelle résistant sur ​​le terrain et dans les petits plants et greffes en pot. L&#39;identification des arbres à l&#39;échelle résistant est un élément important de la gestion de BBD par arbreprogrammes d&#39;amélioration et de la manipulation sylvicole.

La figure 6 montre un plant résistant (C) et deux plants sensibles (D, E) présentant des degrés différents de sensibilité. Un exemple de ce qu&#39;est un arbre mature sensibles ressemble à 57 semaines après le test d&#39;infestation artificielle a été mis en place est représenté sur la figure 5B. Lorsque la mousse est décollée de l&#39;arbre, il n&#39;est pas rare que les cochenilles et leurs groupes d&#39;oeufs de rester collé à la mousse comme le mont...

Maladie corticale du hêtre est initiée par l&#39;alimentation des activités de la cochenille du hêtre qui créent des points d&#39;entrée fongiques dans l&#39;écorce. Les arbres qui sont résistantes à l&#39;insecte d&#39;échelle sont également résistantes aux maladies. Ici, nous présentons le protocole que nous avons développé pour dépister hêtres individuels pour la résistance à la cochenille.

Une technique à l&#39;écran hêtre américain pour la résistance à la cochenille Hêtre (<em&gt; Cryptococcus fagisuga</em&gt; Lind.)

Beech bark disease (BBD) results in high levels of initial mortality, leaving behind survivor trees that are greatly weakened and deformed.&#160;The ...

L'objectif général de cette procédure est de distinguer les chênes américains résistants à la maladie de l'écorce des plages de ceux qui y sont sensibles. Cette distinction est réalisée en premier lieu en récoltant directement sur les chênes américains des cochenilles adultes ainsi que leurs œufs. La deuxième étape consiste à obtenir un lot homogène d'œufs en les séparant des adultes et de tout autre débris.Ensuite, les œufs sont disposés sur des tampons en mousse et fixés sur l'écorce des arbres test. Parallèlement, des tests sont mis en place pour confirmer la viabilité des œufs. Environ un an plus tard, les tampons d'essai sont retirés et le nombre d'adultes ainsi que celui des grappes d'œufs sont décomptés.En fin de compte, cette technique d'infestation artificielle d'arbres de tamaris par la cochenille du tamaris est utilisée pour identifier les arbres résistants et sensibles à la maladie du chancre du tamaris. L'avantage de cette technique par rapport à celle précédemment mise au point par Dave Houston pour l'infestation artificielle par les cochenilles réside dans le fait qu'elle utilise des arbres témoins et des tests de viabilité des œufs, et qu'elle est suffisamment quantitative et reproductible pour des études génétiques. Cette méthode peut aider à prendre des décisions en matière de gestion de la maladie du chancre du tamaris en déterminant quels arbres sont résistants à la maladie et devraient être conservés lors de la récolte, ou qui pourraient constituer les meilleurs candidats à inclure dans un verger à graines, les tamaris d'Amérique fortement infestés par la cochenille du tamaris.Les insectes sont facilement identifiables par leur apparence blanchâtre. Utilisez une loupe pour confirmer la présence d'œufs, généralement abondants de la mi-juillet à la mi-août. Fixez un sac de collecte en plastique refermable d'un gallon sur le tronc d'un arbre infesté et utilisez un pinceau pour brosser délicatement les amas blancs cireux composés d'insectes adultes, d'œufs et d'autres débris dans le sac.Prélevez des œufs sur au moins trois arbres différents situés à une distance d'au moins 12 mètres les uns des autres. Humidifiez un morceau de mousse de polyéthylène carré de 2,5 centimètres de côté et fixez-le avec du ruban adhésif à l'intérieur du sac afin d'empêcher les œufs de se dessécher. Scellez ensuite le sac.Respirez dans le sac afin d'ajouter un coussin protecteur d'air pour le transport des œufs. Les œufs peuvent être conservés dans le sac de collecte scellé pendant deux semaines maximum à quatre degrés Celsius. Pour séparer les œufs squameux des adultes et des débris, construisez un tamis en sandwichant.Un morceau carré de treillis en nylon de 250 microns placé entre un court segment de tube PVC de deux pouces et un raccord. Placez une boîte de Pétri en verre sous le tamis, puis versez le mélange d'adultes, d'œufs de cire et de débris provenant du sac de collecte sur le tamis. Utilisez ensuite un petit pinceau pour aider délicatement les œufs à traverser le treillis et tomber dans la boîte de Pétri en verre placée en dessous.Pour éviter que les œufs ne s'assèchent, fixez avec du ruban adhésif un morceau de mousse humide sur le couvercle et scellez-le. Les œufs purifiés au parfum peuvent être conservés dans la boîte de Pétri à quatre degrés Celsius pendant au moins une semaine. Afin d'obtenir des cochenilles viables, vous devez d'abord être capable d'identifier les insectes adultes pondeurs et de les séparer des œufs à l'aide du processus d'aspiration.Enfin, vous devez être en mesure de confirmer la viabilité de ces œufs à l’aide d’un test de viabilité embryonnaire. Pour évaluer la viabilité des œufs, utilisez une seringue de 10 cm³ pour appliquer un fin anneau de vaseline autour de la circonférence de la base d’une boîte de Pétri en verre de 60 millimètres. Prélevez environ 100 œufs à l’aide d’une spatule et transférez-les au centre de l’anneau.Ensuite, placez le couvercle sur la boîte de Pétri et scellez-la avec du perfil. Laissez la boîte de Pétri scellée au repos, sans la déranger, à température ambiante pendant deux ou trois semaines, selon que les œufs ont été conservés à quatre degrés Celsius. Après deux à trois semaines, utilisez le microscope stéréoscopique pour compter le nombre de nymphes écloses, que l'on trouve souvent collées dans le vaseline.Ensuite, compter le nombre d'œufs non éclos, qui sont opaques et de couleur jaunâtre, et le nombre d'œufs éclos, plus clairs et translucides. Calculer la viabilité en divisant le nombre de nymphes écloses par la somme des œufs vides et des œufs non éclos restants. Une bonne viabilité doit se situer entre 75 et 90 % d'œufs éclos.Test sur le terrain pour évaluer la résistance à l’échelle de la plage. L’insecte peut être quantifié de manière précise en comptant 500 œufs à l’aide d’un microscope stéréoscopique portable, si un test qualitatif est suffisant. Placer les 500 œufs dans un petit flacon muni d’un trait de remplissage permettant de mesurer des lots supplémentaires d’environ 500 œufs.Ensuite, humidifiez un rectangle d'atténuateur en mousse de polyéthylène à cellules ouvertes, puis pressez pour en extraire autant d'eau que possible. À l'aide d'une petite spatule métallique de laboratoire, saupoudrez délicatement les 500 œufs au centre de la mousse humide. Les œufs sont maintenant prêts à être utilisés pour une infestation artificielle.Sélectionnez des arbres matures et en bonne santé du peuplier de beach américain qui ne présentent aucun signe de cochenille, d'infestation ou de maladie. Attachez une corde en nylon autour de l'arbre test, puis placez le coussin en mousse sur l'arbre avec le côté œufs tourné vers l'écorce. Faites glisser la corde par-dessus le coussin pour le fixer. Faites glisser un deuxième rembourrage sous la corde du côté opposé de l'arbre. Un minimum de deux rembourrages doit être placé sur chaque arbre. Utilisez un matériau à base de plastique ou de métal plutôt qu'une corde, un cordon ou de la ficelle, car ces derniers sont plus facilement récupérés par la faune. Prédecoupé.Prenez un morceau de pare-vapeur, perméable à la vapeur mais imperméable à l'eau, de 23 sur 30 centimètres, et garnissez le haut et les côtés d'un adhésif au silicone à base d'acétate. Placez ensuite le pare-vapeur sur le tampon d'essai en mousse et appuyez fermement les bords contre l'arbre afin de créer une étanchéité. Entourez l'arbre et le pare-vapeur avec de la ficelle en nylon ou un fil métallique gainé de plastique pour maintenir le pare-vapeur en place pendant que l'adhésif durcit. Sélectionnez des arbres visiblement sensibles pour servir de témoins.Utilisez une brosse à poils durs pour éliminer tous les cochenilles ou œufs naturellement présents de la zone où sera placée la plaquette de test. Ensuite, placez des plaquettes de test sur au moins deux arbres sensibles à chaque site d'essai. Commencez par faire pousser des semis ou des greffons dans un mélange de terreau enrichi.Les tests sur les jeunes plants en pot ou sur les greffons sont effectués dans une serre ombragée plus tard au cours de la saison de croissance. Fertilisez les plantes hebdomadairement selon les besoins pendant la saison de croissance et maintenez-les dans une serre ombragée. Laissez les plantes entrer en dormance à l'extérieur en automne avant de les transférer vers un stockage à quatre degrés Celsius.De novembre à avril, après une à deux années, lorsque le tronc est suffisamment haut pour porter au moins deux plaquettes de test distinctes et qu’il présente un diamètre minimal d’un centimètre mesuré avec un pied à coulisse à cinq centimètres au-dessus du niveau du sol. Lorsqu’il est prêt pour le test, supprimez par taille les petites branches latérales si nécessaire afin de faire de la place pour les plaquettes de test. Utilisez un microscope stéréoscopique pour compter 150 œufs et répartissez-les sur une plaquette en mousse de polyéthylène à cellules ouvertes préalablement découpée et humidifiée.Fixez le coussin en mousse au semis avec le côté contenant l'œuf contre l'écorce à l'aide d'un fil gainé de plastique. Enroulez un petit carré de pare-vapeur autour du semis juste au-dessus de la mousse et scellez-le avec un silicone à base d'acétate. Pour les témoins, fixez des coussins en mousse contenant des œufs à des familles de semis ou à des greffons connus comme étant sensibles.Environ un an. Après avoir placé les tampons en mousse sur les arbres, retirez soigneusement le tampon en mousse du semis ou de l'arbre adulte. Utilisez ensuite une loupe ou une lentille grossissante de 10 x pour compter le nombre d'écailles adultes installées sur l'écorce.Lorsque le tampon en mousse est retiré, il n'est pas rare que certains adultes et la majorité des grappes d'œufs soient détachés de l'arbre avec la mousse. Sous un microscope stéréo, comptez les grappes d'œufs et les adultes fixés au tampon en mousse. Un semis résistant est montré ici.Les lignes noires indiquent l'étendue du coussin d'écume. Aucune infestation de l'écorce n'est observée. Les deux semis sensibles visibles ici présentent différents degrés de sensibilité.Un arbre sensible adulte 57 semaines après une infestation artificielle est montré ici. Des arbres ont été infestés artificiellement avec des œufs de cochenille du hêtre dans la forêt nationale d'Allegheny, en Pennsylvanie, et dans le parc d'État de Luton, au Michigan. Ce graphique compare des arbres résistants à des arbres témoins sensibles.Le nombre d'arbres testés dans chaque groupe est indiqué entre parenthèses. Le nombre d'adultes par 100 œufs fournis a été moyenné sur l'ensemble des arbres du groupe. Bien qu'il existe une grande variabilité dans le nombre d'adultes établis sur les arbres sensibles, des différences nettes sont détectées entre les arbres sensibles et résistants.Lors de la mise en œuvre de cette technique, il est important de s'assurer que l'enveloppe du bâtiment est bien scellée contre l'arbre. Cela permettra d'éviter une accumulation excessive d'humidité sur le tampon en mousse, ce qui pourrait compromettre votre test. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez être en mesure de collecter et de purifier les œufs de cochenille, puis de les utiliser pour réaliser des essais destinés à déterminer si un arbre de plage est résistant ou sensible à la cochenille.L'écaille est associée à un complexe causal impliquant un champignon qui provoque effectivement la maladie de l'écorce du hêtre.

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