Name: Mesure de la fonction respiratoire chez la souris utilisant effrénée pléthysmographie corps entier (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-08-12T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 51 s
Description: Apprenez la pléthysmographie corporelle sans contrainte pour mesurer la fonction respiratoire chez la souris éveillée. Cette méthode non invasive permet des évaluations répétées et fiables de la physiologie pulmonaire.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Nous tenons à remercier le Prof. David Walker pour ses conseils techniques et la fourniture d’équipement dans le développement de cette technique. Ce travail est soutenu par le programme de soutien à l’infrastructure opérationnelle du gouvernement de Victoria. Ce travail a été en partie soutenu par le programme de soutien à l’infrastructure opérationnelle du gouvernement de Victoria.

REMARQUE: La procédure expérimentale suivante est approuvé par le Comité d&#39;éthique animale à l&#39;Université Monash et réalisée conformément aux dispositions du Code australien de pratiques pour le soin et l&#39;utilisation des animaux à des fins scientifiques (2006). Adultes C57BL / 6 femelles souris utilisées pour générer les résultats représentatifs ont été obtenues à partir des Services animaliers de Monash. Les souris ont été logées dans un local spécifique de l&#39;agent pathogène, température et humidité contrôlées avec un cycle de lumière-obscurité de 12 heures. Ces souris avaient un accès libre à la nourriture et de l&#39;eau. 1 Configuration initiale <ol><li> Connectez l&#39;ordinateur portable / de bureau à la machine d&#39;acquisition de données pour l&#39;enregistrement via un câble USB. </li><li> Connectez l&#39;amplificateur pont de &#39;sortie 1&#39; à &#39;entrée 1&#39; de la machine d&#39;acquisition de données via un câble BNC. </li><li> Insérez le capteur de pression en «voie 1» de la Octal Pont Amp. Mettez l&#39;appareil d&#39;acquisition de données et ouvrir le logiciel d&#39;analyse. Le logiciel devrait autodétecter automatiquement la configuration de l&#39;équipement (voir tableau des matériaux et de l&#39;équipement). </li><li> Les réglages des canaux ouverts trouvés dans la barre d&#39;outils de configuration du logiciel. Changer le nombre de canaux en cours d&#39;enregistrement à 1. </li><li> Mettre en place le baromètre pour mesurer la pression ambiante et l&#39;appareil de colonne d&#39;eau pour calibrer l&#39;amplificateur Bridge. Appareil de colonne d&#39;eau comprend deux pipettes de seringue 5 ml sérologiques reliés par des tubes en plastique. </li><li> Remplissez les colonnes avec de l&#39;eau et s&#39;assurer que les niveaux d&#39;eau sont équilibrés avec une règle. Raccorder une section de tube en matière plastique à la partie supérieure de chaque pipette. Figure 2 montre la colonne d&#39;eau créée. </li></ol> 2 Pont Amplificateur étalonnage Remarque: Pour étalonner l&#39;amplificateur de pont d&#39;une injection d&#39;air dans la colonne d&#39;eau est nécessaire pour créer un 1 cm H 2 O déviation. Cela se produit dans un seul ensemble de conditions et dépend de l&#39;appareil de l&#39;utilisateur. Pour plus de précisions ces étapes demonstrate comment ce laboratoire serait effectuer l&#39;étalonnage. <ol><li> Retirer une seringue de 1 ml à 300 pi; fixer la seringue au robinet d&#39;arrêt à l&#39;extrémité de la tubulure sur le côté droit de la colonne d&#39;eau. REMARQUE: Assurez-vous que le robinet est ouvert à la seringue et la colonne d&#39;eau, et fermé à l&#39;air ambiant. Si les niveaux d&#39;eau ne sont pas équilibrés, à ce stade, tourner le robinet de sorte qu&#39;il est ouvert à l&#39;air ambiant et la colonne d&#39;eau, ce sera à rééquilibrer l&#39;eau. Le tube sur le côté gauche de la colonne d&#39;eau doit être connecté au transducteur de pression pour mesurer la variation de pression provoquée par la chute de la seringue. </li><li> Fixer le tube de la colonne d&#39;eau sur le côté gauche du connecteur sur le transducteur de pression (supérieure annulaire du transducteur). </li><li> Sélectionnez le menu déroulant en bas trouvé près de la voie 1 à l&#39;écran principal sur le côté droit du logiciel et sélectionnez &quot;ampli Bridge&quot; (voir tableau des matériaux et de l&#39;équipement). </li><li> Entrerles paramètres à 5 mV, 20 Hz passe-bas, cocher la case «inverti» et cliquez sur «zéro». Cliquez sur &#39;zéro&#39; pour fixer la trace à ~ 0 mV. Réduire la taille de la fenêtre à 4: 1 pour faciliter la visualisation. </li><li> Avec tout mis en place, appuyer sur la seringue de 1 ml, laissant pendant 3 sec. Cela fera apparaître une hausse soudaine sur le logiciel parce que la pression a changé. Lorsque les 300 ul est enfoncée la pression déplace l&#39;eau dans la colonne d&#39;eau de 1 cm. Cette valeur connue aidera calibrer l&#39;amplificateur Bridge. NOTE: L&#39;augmentation de la pression dans la chambre en raison de la dépression 300 pi correspond à la valeur P K utilisée pour des calculs ultérieurs. </li><li> Sélectionnez «unités d&#39;entrée», trouvées sur le coin inférieur gauche de la fenêtre Bridge Amp. </li><li> Mettez en surbrillance le &quot;trace de fond&quot; avant le pic autrement connu comme la «Région zéro». <ol><li> Cliquez sur la flèche à côté de «point 1» et cela produira le bacsignal de kground dans la gamme de -0.002 mV 0,002 mV (la valeur ne sera jamais exactement à 0 mV). </li><li> Type de «0» dans la fenêtre adjacente à la fenêtre du signal de fond. </li></ol></li><li> Mettez en surbrillance le &quot;zone de pression accrue de graphique&quot; à partir de quand la seringue est enfoncé. Cliquez sur la flèche au point 2 et la valeur doit être dans la gamme de 0,9-1,2 mV. <ol><li> Type «1» dans la fenêtre à côté de la fenêtre &quot;pression accrue&quot;. Pour une clarification visuelle sur les mesures 2.7 et 2.8 se référer à la Figure 3. Valeurs trouvées en dehors des plages spécifiées peuvent indiquer des dommages à l&#39;octal Pont Amp. </li></ol></li><li> Aller à «définir des unités» qui se trouve dans le coin supérieur droit de la fenêtre et sélectionnez &quot;cmH 2 O&quot;. Si cette option n&#39;est pas disponible, elle peut être saisie manuellement. Cliquez sur OK. </li><li> Retour au menu «Pont Amp» (voir 2.1). Sélectionnez 1 mV et réglez l&#39;amplificateur à «zéro»;. Cela viendra compléter l&#39;étalonnage et la colonne d&#39;eau peut être retiré en toute sécurité. </li></ol> Fonction 3 Enregistrement du poumon <ol><li> Peser la souris (g). REMARQUE: Une semaine avant l&#39;évaluation physiologique introduire la souris à l&#39;environnement de la chambre de pléthysmographie. Cela aidera à réduire le stress et l&#39;acclimatation lors de l&#39;exécution de cette procédure à une date ultérieure. Pour un schéma d&#39;ensemble montrant la configuration UWBP, s&#39;il vous plaît se référer à la Figure 4. </li><li> Mesurer la température du corps avec un thermomètre rectal. Graisser le thermomètre avec de la vaseline avant l&#39;insertion. Enregistrez la lecture de la température et de nettoyer le lubrifiant hors 80% (v / v) d&#39;éthanol. Si l&#39;on utilise de très petits animaux tels que les souriceaux nouveau-nés, la valeur moyenne de la température corporelle peut être déterminée avec un thermomètre infrarouge à la place. </li><li> Placer la sonde d&#39;humidité / température par rapport à l&#39;extrémité d&#39;un trou de la chambre de pléthysmographie. Enregistrer la température, l&#39;humidité et barometric pression à l&#39;intérieur de la chambre de pléthysmographie avant de passer à l&#39;intérieur de la souris. </li><li> Placez la souris dans la chambre de la pléthysmographie, couvrir légèrement l&#39;extrémité ouverte. Cela permet à la souris pour s&#39;acclimater. Fermez la chambre. </li><li> Avec la sonde de température / humidité inséré dans le côté de la chambre de pléthysmographie avec un trou, maintenant insérer la seringue dans le transducteur et de l&#39;autre côté avec les deux trous. </li><li> Appuyez sur &#39;Start&#39; sur le logiciel et d&#39;enregistrer pendant environ 15-45 secondes. Fiche 5-10 sec de données où l&#39;animal ne se déplace pas. Mouvement va modifier la physiologie respiratoire de base de l&#39;animal et de fournir des résultats médiocres. La respiration doit osciller sur un trajet linéaire sur le programme. Ce sont des données utilisables. Remarque: la miction ou la défécation peut conduire à une augmentation de la température et de l&#39;humidité à l&#39;intérieur de la chambre de pléthysmographie. Cela occulter les résultats lors de l&#39;analyse. Dans le cas de la miction ou la défécation, arrêter immédiatement l&#39;enregistrement et nettoyer la plchambre de ethysmography avec 80% (v / v) d&#39;éthanol. Reportez-vous à la figure 6 pour une représentation visuelle des résultats sous-optimaux, où les données doivent être rejetés. </li><li> Après avoir enregistré pendant 45 secondes, appuyez sur «Stop» sur le logiciel (voir matériels et ustensiles de table) programme. Débranchez la souris de la chambre de pléthysmographie et enregistrer immédiatement la température et de l&#39;humidité chambre. Ne pas enregistrer continuellement pendant plus de 45 secondes comme cela peut souligner l&#39;animal. </li><li> Retour de la souris dans sa cage, vaporiser et essuyer la chambre avec 80% (v / v) d&#39;éthanol. </li><li> Laisser la chambre à sécher et revenir à la température et l&#39;humidité de base avant de passer à la prochaine souris. Répétez les étapes 3.1 à 3.9 pour les animaux suivants. Remarque: Si plusieurs animaux sont à l&#39;étude, s&#39;assurer que la température de la chambre et le retour de l&#39;humidité à des valeurs de référence proches avant chaque nouvel animal est mis dans la chambre. </li></ol> 4. pléthysmographie analyse Aucunte: Pour calculer les paramètres respiratoires tels que le volume courant (V T) et le volume minute, les variables suivantes doivent être mesurées: le taux de respiration (respirations / min), la respiration totale du temps de cycle (s), d&#39;inspiration / heure d&#39;expiration (Ti / Te, secondes) et le changement de la pression due à chaque volume courant (P T). Figure 1 illustre les variables qui peuvent être mesurées à partir d&#39;une trace. Les étapes suivantes utilisent un logiciel (voir matériaux et de la table de l&#39;équipement) pour mesurer ces variables. Lors de l&#39;analyse, d&#39;éviter les régions de la trace contenant renifler ou mouvement. Pour obtenir des résultats reproductibles, au moins 5 secondes de la bonne trace respiratoire est nécessaire. Pour un exemple de différentes traces de respiration se référer à la Figure 5 et 6. <ol><li> Ouvrez l&#39;écran en plein écran, réglez vue de 1: 1 et sélectionnez 5 secondes de données utilisables. Un cliché représentatif de ceci est montré dans la Figure 5. </li><li> Ouvrez la mini-fenêtre de tampon de données se trouve en haut de la programme dans l&#39;onglet Datapad. Sélectionnez le canal 1 et sélectionnez «mesures de cycle» dans la colonne de gauche et la «hauteur moyenne cyclique» dans la colonne de droite. <ol><li> Sélectionnez «Option» et définir l&#39;échelle pour la détection de crête minimum de 1 (ms). Cela permettra la détection de chaque valeur de crête et devient extrêmement important lors de l&#39;utilisation de petits animaux qui produisent de petites oscillations. </li><li> Cliquez sur &#39;OK&#39;. Ce présentera &#39;déviation de la pression due à chaque volume courant &quot;(P T) de mesure. </li></ol></li><li> Dans le mini-tampon de données, sélectionnez «mesures de cycle» suivi de «nombre d&#39;événements &#39;et cliquez sur&#39; OK &#39;. Ce présentera la «fréquence» (f) mesure. <ol><li> La fréquence doit être converti de respirations / min. Cela se fait en multipliant la valeur de 60 secondes et en divisant le résultat par la durée totale d&#39;enregistrement (min). </li></ol></li><li> Dans le mini-tampon de données, sélectionnez cy »mesures de cle &#39;suivi de&#39; période &#39;et cliquez sur&#39; OK &#39;. Cela présente le «temps total de cycle de respiration» (T tot, s) mesure. </li><li> Les prochaines étapes sont utilisés pour créer une macro-instruction pour générer inspiration et d&#39;expiration des valeurs de pointe de temps. Assurez-vous que le curseur est directement au-dessus du maximum du pic / creux et ajouter un commentaire sur 9 pics et les creux successifs. Commencer avec le sommet de l&#39;oscillation, comme illustré sur la figure 5. </li><li> Par la suite, sélectionnez la fenêtre: tampon de données et de la colonne 1 Dans la fenêtre qui apparaît, cliquez sur &quot;information de sélection» dans la colonne de gauche, la «durée» dans la colonne de droite et cliquez sur &#39;OK&#39;. </li><li> Sélectionnez macro se trouve en haut de programme et puis commencer l&#39;enregistrement. Maintenant, sélectionnez les commandes: &#39;Rechercher&#39;, &#39;Go&#39;, &#39;début du fichier &quot;et cliquez sur&quot; Rechercher &quot;. </li><li> Sélectionner des commandes à: &#39;Rechercher&#39; et &#39;Rechercher commentaires&#39;. Tapez la même phrase typé pour la boîte de commentaire dans le &#39;contenant&#39; case prévue. Choisissez l&#39;onglet &quot;Sélectionner pour point précédent &#39;et&#39; Rechercher &#39;. </li><li> Sélectionnez les commandes: «Ajouter au tampon de données. Ensuite, sélectionnez la macro: macro-commandes et de commencer la répétition. La fenêtre de comptage de répétition qui apparaît devrait être fixé à 9. </li><li> Sélectionnez la commande: «Rechercher le suivant». Sélectionnez la commande: «Ajouter au tampon de données. Enfin, sélectionnez macro-commandes et la répétition de fin. <ol><li> Maintenant, sélectionnez la macro et arrêter l&#39;enregistrement. Enregistrez et nommez la macro après le nombre d&#39;animaux. REMARQUE: La mise en place de la macro pour chaque animal permet la macro à utiliser pour les études longitudinales et gagner du temps. </li></ol></li><li> La macro peut maintenant être exécuté pour obtenir l&#39;Inspiration (T i) et d&#39;expiration (T e) le temps entre chaque commentaire. Les données apparaissent sous la voie 1 du bloc de données. Expiration et l&#39;inspiration se produit consécutivement et les données apparaîtront dans cet ordre. <ol><li> Les données doivent être répartis manuellement dans les valeurs d&#39;inspiration et d&#39;expiration. Faire la moyenne des quatre valeurs de données de chaque paramètre afin d&#39;obtenir la moyenne T i et T e. </li></ol></li><li> Une fois que les valeurs de base ont été dérivées du volume courant (V T, ml) peut être calculée. Pour obtenir le volume de marée de l&#39;équation de Drorbaugh et Fenn 8 est utilisé: V T (ml) = (P T / P K) x (V K) x ((T CORE (P B - P C)) / (T CORE (P B - P C) - T C (P B - P CORE))) Où V T: Volume courant P k: déviation de la pression due à l&#39;injection de 1 ml (Reportez-vous à l&#39;étape 2.5) T de base: la température de base de chaque animal P C: pression de vapeur d&#39;eau à température chambre X humidité relative de chambre T C: la température dans la chambre animaux P noyau: la pression à la température du corps (pression de vapeur de l&#39;eau à la température corporelle x 1,0) P t: déviation de la pression due à chaque volume courant V k: injection de volume pour l&#39;étalonnage P B: pression barométrique </li><li> Une fois que le volume courant a été calculé les paramètres suivants peuvent également être déterminés: <ul><li> Volume minute (ml / min) = V T xf </li><li> Volume minute (ml / min / kg) = (V T xf) / poids corporel (kg) </li><li> V T (ml / kg) = V T (ml) / poids corporel (kg) </li><li> Duty cycle inspiratoire (%) = T i / T tot </li><li> Inspiratoire Débit (ml / sec) = V T / T i </li><li> Ratio du temps d&#39;inspiration au temps d&#39;expiration = T i / T e </li><li> Durée totale du cycle (sec) = temps de Inspiration (s) + temps d&#39;expiration (s) </li></ul></li></ol>

<ol><li>World Health Organization, World Health Statistics. , WHO, Geneva, Switzerland. (2008).</li>
<li>Jones, C. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((M2+macrophage+polarization+is+associated+with+alveolar+formation+during+postnatal+lung+development%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Res%22%5BJournal%5D)">M2 macrophage polarization is associated with alveolar formation during postnatal lung development.</a> Respir. Res. 14 (41), 14-41 (2013).</li>
<li>Campbell, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cell+factor-induced+airway+hyperreactivity+in+allergic+and+normal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Stem cell factor-induced airway hyperreactivity in allergic and normal mice.</a> Am. J. Pathol. 154 (4), 1259-1265 (1999).</li>
<li>Card, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclooxygenase-2+deficiency+exacerbates+bleomycin-induced+lung+dysfunction+but+not+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cyclooxygenase-2 deficiency exacerbates bleomycin-induced lung dysfunction but not fibrosis.</a> Am. J. Respir. Cell. Mol. Biol. 37 (3), 300-308 (2007).</li>
<li>Berndt, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+unrestrained+plethysmography+and+forced+oscillation+for+identifying+genetic+variability+of+airway+responsiveness+in+inbred+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Comparison of unrestrained plethysmography and forced oscillation for identifying genetic variability of airway responsiveness in inbred mice.</a> Physiol. Genomics. 43 (1), 1-11 (2011).</li>
<li>Flandre, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+somatic+growth%2C+strain%2C+and+sex+on+double-chamber+plethysmographic+respiratory+function+values+in+healthy+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effect of somatic growth, strain, and sex on double-chamber plethysmographic respiratory function values in healthy mice.</a> J. Appl. Physiol. 94 (3), 1129-1136 (2003).</li>
<li>Petak, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperoxia-induced+changes+in+mouse+lung+mechanics%3A+forced+oscillations+vs.+barometric+plethysmography%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Hyperoxia-induced changes in mouse lung mechanics: forced oscillations vs. barometric plethysmography.</a> J. Appl. Physiol. 90 (6), 2221-2230 (2001).</li>
<li>Drorbaugh, J. E., Fenn, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+barometric+method+for+measuring+ventilation+in+newborn+infants%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatrics%22%5BJournal%5D)">A barometric method for measuring ventilation in newborn infants.</a> Pediatrics. 16 (1), 81-87 (1955).</li>
<li>Milton, P. L., Dickinson, H., Jenkin, G., Lim, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+respiratory+physiology+of+C57BL%2F6+mice+following+bleomycin+administration+using+barometric+plethysmography%5BTitle%5D)+AND+%22Respiration%22%5BJournal%5D)">Assessment of respiratory physiology of C57BL/6 mice following bleomycin administration using barometric plethysmography.</a> Respiration. 83 (3), 253-266 (2012).</li>
<li>Gargiulo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mice+anesthesia%2C+analgesia%2C+and+care%2C+part+I%3A+anesthetic+considerations+in+preclinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+J%22%5BJournal%5D)">Mice anesthesia, analgesia, and care, part I: anesthetic considerations in preclinical research.</a> ILAR J. 53 (1), 55-69 (2012).</li>
<li>Hildebrandt, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+and+other+considerations+for+in+vivo+imaging+of+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+J%22%5BJournal%5D)">Anesthesia and other considerations for in vivo imaging of small animals.</a> ILAR J. 49 (1), 17-26 (2008).</li>
<li>Meijer, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+restraint+and+injection+methods+on+heart+rate+and+body+temperature+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Effect of restraint and injection methods on heart rate and body temperature in mice.</a> Lab Anim. 40, 382-391 (2006).</li>
<li>Hamelmann, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+measurement+of+airway+responsiveness+in+allergic+mice+using+barometric+plethysmography%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Noninvasive measurement of airway responsiveness in allergic mice using barometric plethysmography.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 156 (3), 766-775 (1997).</li>
<li>Lim, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+mesenchymal+stem+cells+reduce+lung+injury+in+immunocompromised+mice+but+not+in+immunocompetent+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Respiration%22%5BJournal%5D)">Human mesenchymal stem cells reduce lung injury in immunocompromised mice but not in immunocompetent mice.</a> Respiration. 85 (4), 332-341 (2013).</li>
<li>Murphy, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+amnion+epithelial+cells+prevent+Bleomycin-induced+lung+injury+and+preserve+lung+function%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplant%22%5BJournal%5D)">Human amnion epithelial cells prevent Bleomycin-induced lung injury and preserve lung function.</a> Cell Transplant. 20, 909-923 (2011).</li>
<li>Murphy, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+amnion+epithelial+cells+do+not+abrogate+pulmonary+fibrosis+in+mice+with+impaired+macrophage+function%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplant%22%5BJournal%5D)">Human amnion epithelial cells do not abrogate pulmonary fibrosis in mice with impaired macrophage function.</a> Cell Transplant. 21 (7), 1477-1492 (2012).</li>
<li>Wichers, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+exposing+rodents+to+resuspended+particles+using+whole-body+plethysmography%5BTitle%5D)+AND+%22Part.+Fibre+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A method for exposing rodents to resuspended particles using whole-body plethysmography.</a> Part. Fibre Toxicol. 13 (12), (2006).</li>
<li>Chong, B. T. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+bronchoconstriction+using+whole-body+plethysmograph%3A+comparison+of+freely+moving+versus+restrained+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Measurement of bronchoconstriction using whole-body plethysmograph: comparison of freely moving versus restrained guinea pigs.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 39 (3), 163-168 (1998).</li>
<li>Lizuka, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+respiratory+function+using+whole-body+plethysmography+in+unanesthetized+and+unrestrained+nonhuman+primates%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Toxicol.+Sci%22%5BJournal%5D)">Measurement of respiratory function using whole-body plethysmography in unanesthetized and unrestrained nonhuman primates.</a> J. Toxicol. Sci. 35 (6), 863-870 (2010).</li>
<li>McGregor, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+prenatal+exposure+to+carbon+monoxide+on+breathing+and+growth+of+the+newborn+guinea+pig%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr.+Res%22%5BJournal%5D)">The effect of prenatal exposure to carbon monoxide on breathing and growth of the newborn guinea pig.</a> Pediatr. Res. 43, 126-131 (1998).</li>
<li>Lundblad, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reevaluation+of+the+validity+of+unrestrained+plethysmography+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice.</a> J. Appl. Physiol. 93, 1198-1207 (2002).</li>
<li>Bartlett, D., Tenney, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+breathing+in+experimental+anemia%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Control of breathing in experimental anemia.</a> Respir. Physiol. 10 (3), 384-395 (1970).</li>
<li>Malan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventilation+measured+by+body+plethysmography+in+hibernating+mammals+and+in+poiiulotherms%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Ventilation measured by body plethysmography in hibernating mammals and in poiiulotherms.</a> Respir. Physiol. 17 (1), 32-44 (1973).</li>
<li>Seifert, E. L., Mortola, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+circadian+pattern+of+breathing+in+conscious+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The circadian pattern of breathing in conscious adult rats.</a> Respir. Physiol. 129 (3), 297-305 (2002).</li>
<li>DuBois, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+for+measuring+airway+resistance+in+man+using+a+body+plethysmograph%3A+Values+in+normal+subject+and+in+patients+with+respiratory+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">A new method for measuring airway resistance in man using a body plethysmograph: Values in normal subject and in patients with respiratory disease.</a> J. Clin. Invest. 35 (3), 327-335 (1956).</li>
<li>Enhorning, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-body+plethysmography%2C+does+it+measure+tidal+volume+of+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Can.+J.+Physiol.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Whole-body plethysmography, does it measure tidal volume of small animals.</a> Can. J. Physiol. Pharmacol. 76 (10-11), 945-951 (1998).</li>
<li>Zhang, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+unrestrained+single-chamber+plethysmography+provide+a+valid+assessment+of+airway+responsiveness+in+allergic+BALB%2Fc+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Res%22%5BJournal%5D)">Does unrestrained single-chamber plethysmography provide a valid assessment of airway responsiveness in allergic BALB/c mice.</a> Respir. Res. 10 (61), (2009).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts concurrents. Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

La technique décrite ici est une méthode non-invasive pour l&#39;évaluation des paramètres respiratoires des souris effrénés et non anesthésiés. Les points forts de ce protocole sont sa simplicité et de précision pour mesurer la fonction pulmonaire longitudinalement avec des objets minimaux. Il ya, cependant, des limitations et des étapes critiques à noter à propos de la procédure. Tout d&#39;abord et surtout, la souris doit rester calme dans la chambre pour un minimum de cinq secondes. Stress supplémentaire va perturbe...

Dysfonction du poumon est l&#39;une des principales causes de morbidité et de mortalité dans le monde. La condition est caractérisée par l&#39;échange d&#39;oxygène insuffisante, synonyme de la toux, des douleurs thoraciques et dyspnée. Les maladies respiratoires pour ~ 10% de mortalité dans le monde 1. Selon l&#39;Organisation mondiale de la santé, les taux de mortalité vont augmenter à cause du tabagisme persistant, la pollution et les irritants au travail. UWBP est un complément utile pour l&#39;étude de la physiologie du poumon, qui complète fortement biochimique traditionnelle et analyse histologique 2. D&#39;autres procédures utilisées pour l&#39;évaluation du poumon ne fournissent pas les mêmes avantages que UWBP. Pléthysmographie invasive est une technique couramment utilisée qui exige que l&#39;animal soit anesthésié 3,4 et donc, des mesures respiratoires résultant ne sont pas nécessairement le reflet d&#39;un état ​​naturel. En outre, l&#39;exigence de ventilation et chimiques défis mécaniques n&#39;empêche mesures futures 3,4.Une autre méthode de collecte de données respiratoire est en oscillation forcée, qui est plus sensible aux changements dans les plus fins par rapport aux paramètres respiratoires UWBP 5. Oscillation forcée est, cependant, une technique invasive et nécessite résiliation animal pour la collecte de données 5-7. UWBP consiste à placer un animal à l&#39;intérieur d&#39;une chambre spécialisée. Pendant l&#39;inspiration, la marée air est réchauffé et humidifié à l&#39;intérieur des poumons de plus en plus la pression de vapeur d&#39;eau et provoque la dilatation thermique de gaz 8. Cet effet provoque une variation nette de la quantité d&#39;air créant une augmentation de pression dans la chambre de pléthysmographe 8. L&#39;inverse se produit lors de l&#39;expiration créer une forme d&#39;onde respiratoire à partir de l&#39;animal. analyse de forme d&#39;onde est ensuite utilisé pour mesurer à partir de la trace respiratoire: fréquence respiratoire (respirations / min), le temps de cycle de la respiration totale (s), d&#39;inspiration / heure d&#39;expiration (Ti / Te, sec) et les variations de pression dues à chaque volume courant (P T). <strong&gt; Figure 1 illustre chaque origine des mesures à partir d&#39;une trace respiratoire. Ces mesures sont simples à calculer les paramètres respiratoires et multiples peuvent être dérivés à partir de ces mesures. Ces paramètres sont les suivants: volume courant (le volume d&#39;air déplacé entre l&#39;inhalation normale et l&#39;expiration), le volume minute (volume de gaz inhalé par les poumons par minute), le rapport cyclique inspiratoire (le pourcentage de temps d&#39;inspiration pour la durée totale du cycle de la respiration) et débit inspiratoire (la quantité d&#39;air inspiré dans un temps donné). UWBP fournit une analyse précise et non invasive, quantitative de physiologie respiratoire chez des modèles animaux et peut être utilisé pour mesurer la progression de la maladie des voies respiratoires et des poumons 6,9. Contrairement à d&#39;autres techniques de pléthysmographie, UWBP évite l&#39;utilisation de l&#39;anesthésie, les restrictions et les manipulations invasives qui produisent des artefacts et expérimentale variabilité 6,9. Anesthésie peut supprimer la respiration,modifier le rythme cardiaque et peut être difficile à régler 10. Restrictions induisent une augmentation de la respiration due à un stress supplémentaire via la corticostérone et l&#39;adrénaline libèrent 11,13. La principale caractéristique de UWBP est répété évaluation physiologique rendant prêtent à des études longitudinales. UWBP est fortement recommandé pour l&#39;évaluation longitudinale de la physiologie du poumon et offre une compétence précieuse pour l&#39;avenir de l&#39;évaluation des médicaments respiratoires. Bléomycine, l&#39;ovalbumine et l&#39;hypoxie ont été utilisés pour induire défis respiratoires dans plusieurs études et UWBP a réussi à mesurer poumon précis évaluation physiologique 7,9,13-16. Le protocole décrit est conçu pour les souris de laboratoire adulte standard. Cependant, UWBP a été adaptée à d&#39;autres animaux tels que les rats, les cobayes et les primates non humains de 17 à 20. UWBP ne se limite pas seulement à l&#39;évaluation de la dysfonction pulmonaire mais a également été utilisée pour l&#39;évaluation de la maturation pulmonaire 3.La polyvalence, la simplicité et la reproductibilité des UWBP ont établi une excellente technique pour l&#39;évaluation de la fonction pulmonaire chez les animaux. Divers logiciels (voir matériaux et la table de l&#39;équipement) sera tenu de suivre cette procédure. Un scientifique expérimenté serait en mesure d&#39;effectuer ce protocole avec une souris dans 1 heure.

<table><tbody><tr><td>Logiciel LabChart 7 (pour Macintosh)</td><td>ADINSTRUMENTS</td><td>MLU60/7</td><td>utilisé à l’étape 4</td></tr><tr><td>du protocole PowerLab 8/30 (modèle ML870)</td><td>ADINSTRUMENTS</td><td>PL3508</td><td></td></tr><tr><td>Octal Bridge Amp (modèle ML228)</td><td>ADINSTRUMENTS</td><td>FE228</td><td></td></tr><tr><td>Noir BNC vers BNC (1 m)</td><td>ADINSTRUMENTS</td><td>MLAC01</td><td></td></tr><tr><td>Macintosh OS</td><td>Apple Inc.</td><td></td><td>Mac OS X 10.4 ou version ultérieure</td></tr><tr><td>Surgipack Thermomètre rectal numérique</td><td>Vega Technologies</td><td>MT-918</td><td></td></tr><tr><td>Transducteur de pression volumétrique d’herbe PT5A</td><td>Grass Instruments Co.</td><td>Numéro de modèle PT5A, n° de série L302P4.</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 1 ml</td><td>Becton Dickinson (BD)</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>Pipettes seringues sérologiques de 5 ml</td><td>Greiner Bio One</td><td>606160</td><td>Connectée par un tube en plastique</td></tr><tr><td>Balance/Balances</td><td>VWR International, Pty Ltd</td><td>SHIMAUW220D</td><td>Toute balance de pesée d’une résolution de 0,1 gramme</td></tr><tr><td>HM40 Hygromètre et thermomètre</td><td>Vaisala</td><td>HM40A1AB</td><td></td></tr><tr><td>Baromètre</td><td>Baromètre World</td><td>1586</td><td></td></tr><tr><td>Tube de laboratoire</td><td>Dow Corning</td><td>508-101</td><td>Utilisé pour connecter la colonne d’eau à la seringue et au transducteur de pression</td></tr><tr><td>Chambre cylindrique en plexiglas</td><td>Dynalab Corp.</td><td></td><td>Chambre cylindrique sur mesure avec les dimensions intérieures suivantes : 50 mm (L) x 1 500 mm (L). Il y a deux couvercles de chaque côté, de dimensions 80 mm (l) x 80 mm (l). Chaque couvercle a un trou circulaire de 60 mm de large découpé sur la face du couvercle de 50 mm de profondeur. Cela permet à la chambre de s’insérer dans le couvercle. Un anneau en caoutchouc est installé autour de chaque trou du couvercle où la chambre s’adaptera. Pour la fixation de la seringue et du transducteur de pression, les ouvertures ont un diamètre de 5 mm. Pour la fixation de la sonde d’humidité, les ouvertures ont un diamètre de 25 mm.</td></tr><tr><td>80 % éthanol (4 L)</td><td>VWR International, Pty Ltd</td><td>BDH1162-4LP</td><td></td></tr></tbody></table>

mesure de la fonction respiratoire chez la souris utilisant effrénée pléthysmographie corps entier

Measuring Respiratory Function in Mice Using Unrestrained Whole-body Plethysmography

Dysfonctionnement respiratoire est l&#39;une des principales causes de morbidité et de mortalité dans le monde et les taux de mortalité continuent d&#39;augmenter. L&#39;évaluation quantitative de la fonction pulmonaire chez les rongeurs est un outil important dans le développement de futures thérapies. Communément utilisé des techniques pour évaluer la fonction respiratoire, y compris pléthysmographie invasive et oscillation forcée. Bien que ces techniques fournissent des informations précieuses, la collecte de données peut être lourde avec des objets et de la variabilité expérimentale en raison de la nécessité d&#39;une anesthésie et / ou instrumentation invasive de l&#39;animal. En revanche, sans retenue pléthysmographie corps entier (UWBP) offre un moyen quantitatif précis, non invasif qui pour analyser les paramètres respiratoires. Cette technique permet d&#39;éviter l&#39;utilisation de dispositifs de retenue et l&#39;anesthésie, qui est commun aux techniques traditionnelles de pléthysmographie. Cette vidéo montrera la procédure UWBP y compris l&#39;équipement mis en place, l&#39;étalonnage et les poumons fonction enregistrement. Ilexpliquera comment analyser les données recueillies, ainsi que d&#39;identifier les valeurs aberrantes expérimentales et des objets qui résulte de mouvements d&#39;animaux. Les paramètres respiratoires obtenus en utilisant cette technique comprennent le volume courant, le volume minute, le rapport cyclique inspiratoire, le débit inspiratoire et le rapport du temps d&#39;inspiration au temps d&#39;expiration. UWBP ne repose pas sur des compétences spécialisées et est peu coûteux. Une caractéristique clé de UWBP, et plus attrayant pour les utilisateurs potentiels, est la possibilité d&#39;effectuer des mesures répétées de la fonction pulmonaire sur le même animal.

Lorsque cette procédure a été correctement suivie, une trace d&#39;oscillation cohérente est créé sur le logiciel d&#39;analyse de données. La procédure prévoit une trace des voies respiratoires en quelques minutes après l&#39;installation des calculs informatiques simples pour déterminer les paramètres respiratoires énumérés. Figure 5 représente une trace respiratoire approprié d&#39;une gestion de la souris (en bonne santé). Données oscillant approprié est produit lorsque l&#39;animal ne bouge pas act...

L&#39;évaluation de la physiologie respiratoire a traditionnellement compté sur des techniques, qui nécessitent une contention ou sédation de l&#39;animal. Effrénée pléthysmographie corps entier, cependant, fournit une analyse précise et non invasive, quantitative de physiologie respiratoire dans des modèles animaux. En outre, la technique permet une évaluation répétée de souris respiratoire permettant d&#39;études longitudinales.

Mesure de la fonction respiratoire chez la souris utilisant effrénée pléthysmographie corps entier

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative ...

L'objectif général de cette procédure est de mesurer les paramètres respiratoires d'un rongeur conscient à l'aide de la pléthysmographie corporelle totale sans restriction. Cela est réalisé en étalonnant d'abord l'amplificateur de pont. Une fois l'étalonnage effectué, une souris est placée dans la chambre de pléthysmographie et laissée s'acclimater avant le test.Ensuite, les variations de pression survenant dans la chambre sont enregistrées. Plusieurs paramètres respiratoires sont ensuite calculés à partir des données obtenues lors de l'utilisation du système de pléthysmographie. Les résultats montrent que la pléthysmographie corporelle entière sans contention constitue une évaluation fiable de la fonction pulmonaire chez les rongeurs.Les principaux avantages de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme la pléthysmographie invasive, sont que les animaux ne sont pas anesthésiés, ce qui signifie que nous n'introduisons pas d'artéfacts liés à l'anesthésie. De plus, en raison du caractère non invasif de ce protocole, il permet des mesures longitudinales. En général, les personnes novices dans cette technique ont tendance à sous-estimer le temps nécessaire pour habituer

measuring-respiratory-function-mice-using-unrestrained-whole-body

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Des modèles de souris expérimentales de l'asthme allergique offrent de nouvelles possibilités pour l'étude de la pathogenèse des maladies et le développement de nouvelles thérapies. Ces modèles sont bien adaptés à des facteurs de mesure relatives à la réponse immunitaire allergique, inflammation des voies respiratoires, et de la physiopathologie pulmonaire.

Modèle murin de l&#39;asthme induit par les allergènes

Le présent protocole fournit une description étape par étape détaillée des procédures nécessaires à l'exécution des mesures de la mécanique du système respiratoire, ainsi que l'évaluation de la réactivité bronchique à la métacholine inhalée chez des souris en utilisant la technique d'oscillation forcée (flexiVent; SCIREQ Inc, Montréal, Qc , Canada).

Évaluation de la mécanique de l&#39;appareil respiratoire chez les souris en utilisant la technique d&#39;oscillation forcée

Cet article présente un procédé pour des mesures répétées de la ventilation et de l'activité des muscles respiratoires dans un comportement librement modèle de souris de la sclérose latérale (ALS) amyotrophique tout au long de la progression de la maladie avec la pléthysmographie du corps entier et électromyographie via un dispositif de télémétrie implanté.

Mesure de l&#39;activité répétée des muscles respiratoires et la ventilation dans les modèles murins de maladies neuromusculaires

L’incidence de l’obésité augmente et augmente le risque de maladies pulmonaires chroniques. Modèles sont nécessaires pour établir les mécanismes sous-jacents et des stratégies préventives, animal bien défini. Ici, nous fournissons trois méthodes (épreuve d’hyperglycémie provoquée, pléthysmographie de corps et fixation du poumon) pour étudier l’effet de l’obésité sur résultats pulmonaires chez des souris.

Test de tolérance au Glucose intrapéritonéal, mesure de la fonction pulmonaire et la Fixation du poumon pour étudier l’Impact de l’obésité et des troubles du métabolisme sur résultats pulmonaires

L’objectif du présent article est de fournir une description détaillée des procédures recommandées pour évaluer la fonction respiratoire chez des souris conscientes par pléthysmographie double-chambre.

Évaluation de la fonction respiratoire chez des souris conscientes par pléthysmographie Double-chambre

La pléthysmographie barométrique non retenue est utilisée pour quantifier le modèle de respiration chez les souris éveillées. Nous montrons que les segments de 15 s sous un protocole standardisé affichent des valeurs similaires à une durée prolongée de respiration silencieuse. Cette méthodologie permet également la quantification de l’apnée et des respirations augmentées pendant la première heure dans la chambre.

Méthode pour obtenir le modèle de la respiration dans les souris sénescentes par la pléthysmographie barométrique non retenue

Ce protocole présente la construction et l’utilisation d’un appareil simplifié de pléthysmographie du corps entier pour surveiller la progression des maladies respiratoires bactériennes de manière non invasive.

Pléthysmographie simplifiée du corps entier pour caractériser la fonction pulmonaire au cours de la mélioïdose respiratoire

La capacité de mesurer la cinétique de libération des vésicules peut aider à fournir un aperçu de certaines des bases de la neurotransmission. Ici nous avons utilisé l'imagerie en temps réel des vésicules étiquetés avec le rouge FM colorant fluorescent 4-64 pour mesurer le taux de libération des vésicules présynaptiques dans les cultures de neurones hippocampiques.

Mesure exocytose dans les neurones en utilisant un étiquetage FM

Le CODA 8-canaux à haut débit système non invasif de pression artérielle mesure la pression sanguine dans jusqu'à 8 simultanément souris ou les rats. Ce système utilise la queue-coiffe enregistrement de la pression du volume (VPR) pour mesurer la pression artérielle en déterminant le volume de sang de la queue.

Mesurer la pression sanguine chez des souris en utilisant enregistrement de la pression du volume, une méthode Queue-coiffe

Le cytochrome c oxydase / sodium déshydrogénase (COX / SDH) double étiquetage méthode permet la visualisation directe de l'ADN mitochondrial des déficits enzymatiques respiratoires dans des coupes de tissus congelés frais. C'est une technique simple histochimiques et est utile dans les enquêtes sur les maladies mitochondriales, le vieillissement et les troubles liés au vieillissement.

Visualisation de la fonction respiratoire mitochondriale utilisant Cytochrome C Oxydase / succinate déshydrogénase (COX / SDH) Double-histochimie étiquetage

Apprenez la pléthysmographie corporelle sans contrainte pour mesurer la fonction respiratoire chez la souris éveillée. Cette méthode non invasive permet des évaluations répétées et fiables de la physiologie pulmonaire.

Mesure de la fonction respiratoire chez la souris utilisant effrénée pléthysmographie corps entier

Explorer plus de vidéos