Name: Dissection et Immunocoloration Imaginal disques de Drosophila melanogaster (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 10 s
Description: Apprenez la dissection et l'immunocoloration des disques imaginaux de Drosophila melanogaster. Cette méthode permet d'étudier l'expression spatiale et temporelle des gènes et protéines en biologie du développement.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nous tenons à remercier Donald Prêt et Kevin Moïse pour l&#39;enseignement de JPK la procédure imaginal d&#39;origine disque de dissection. Nous remercions également Bonnie Weasner pour le disque génitales dans la figure 1B et le disque de l&#39;œil à la figure 2A, Brandon Weasner de la figure 3, le Stock Center Bloomington drosophile pour les taches de mouches et le Developmental Studies Hybridoma Banque des anticorps. CMS a été soutenue par une bourse de la National Institutes of Health (NIH) GCMS subvention de formation (T32-GM007757), Frank W. Putnam bourses de recherche et bourses de recherche Robert Briggs. JPK est soutenu par une subvention de la National Eye Institute (R01 EY014863)

1 Préparation de larves <ol><li> Remplissez une boîte de 35 mm de Pétri avec un tampon de dissection. </li><li> Placez les larves en boîte de Petri et leur permettre de nager pendant quelques minutes (étape d&#39;auto-nettoyage). </li><li> Transférer les larves à un pool de mémoire tampon de dissection sur une plaque de dissection à base de silicone. Cette piscine doit être à un bord de la plaque. La plaque de dissection se compose d&#39;une solution de silicone qui a été coulé et durci dans une boîte de Pétri en verre. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un pasteur-pipette, placer un plus grand bassin de tampon de dissection au milieu de la plaque de dissection. </li><li> Utilisation # 5 pinces, transférer une seule larve nettoyé depuis la petite piscine de la plus grande piscine de tampon de dissection. </li></ol> 2 gros Dissection de larves <ol><li> Alors que la larve est toujours dans la grande piscine de tampon de dissection serrer la larve avec la pince. Une paire de pinces doit être utilisé pour saisir les crochets de la bouche tandis que l&#39;autre paire de pinces est utilisé pour maintenir la animal encore (saisir la larve doucement à un tiers la longueur du corps). </li><li> Hold Steady la paire de pinces contenant la cuticule près de la bouche des crochets tout en tirant rapidement le reste du corps à l&#39;écart avec la deuxième paire de pinces. </li><li> Lorsque la larve commence à se déchirer, vous vous sentirez un léger dégagement de la tension. Relâchez la larve de la pince et de permettre les &quot;entrailles&quot; de la larve à déborder. Cela permet aux disques imaginaux de rester dans leur conformation normale et les empêche de se déformer. </li><li> Avec une paire de pinces saisir les crochets buccaux à nouveau pour tenir l&#39;extrémité avant de la larve en place. Utilisation de l&#39;autre paire de pinces enlever la partie inférieure de 3.2 larves dont le cran interne. Remarque: un complexe contenant les crochets de la bouche, les disques de l&#39;oeil-antennaire, hémisphères du cerveau, ganglion ventral, les glandes salivaires, des disques de la jambe, et la cuticule recouvrant resteront. </li><li> Avec une paire de pinces retirez délicatement la cuticule recouvrant, les glandes salivaires, les disques de la jambe etd&#39;autres tissus. Remarque: seul tissu qui devraient rester sont les crochets de la bouche, des disques d&#39;oeil-antennaire, hémisphères du cerveau, et ganglion ventral (Figure 3). </li><li> Répétez les étapes 2.1-2.5 avec des larves supplémentaire pour 15-20 min. Remarque: les disques imaginaux qui restent dans le tampon de dissection pour des périodes plus longues ont tendance à se dégrader et, finalement, apparaissent comme moins de spécimens parfaits pour être photographiés. Ainsi, après un maximum de 20 minutes tous les tissus disséqués devraient être transférés au fixateur de PLP (voir ci-dessous). </li></ol> 3. fixation et coloration des tissus avec des anticorps <ol><li> L&#39;utilisation d&#39;un Pipetman P-200, transférer les tissus disséqués à un verre de montre contenant froid Paraformaldéhyde-lysine-Periodate (PLP) fixateur. volume de limite de tampon de dissection transféré à 50 pi de minimiser la dilution de PLP. Veillez à couper la pointe d&#39;une lame de rasoir de sorte que l&#39;ouverture de la pointe est assez grand pour accueillir les tissus disséqués. En utilisant une paire de pinces ouune aiguille de tungstène veiller à ce que les tissus disséqués sont complètement immergés dans l&#39;ordre pour la fixation correcte de se produire. Incuber les tissus disséqués dans fixateur de PLP froid pendant 45 min. Cette incubation peut avoir lieu à température ambiante sans agitation. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un Pipetman P-200, transférer les tissus disséqués pour le tampon de lavage (RT) en utilisant une autre astuce jaune coupé pendant 45 min. Limiter le volume de transfert de PLP à 50 ul de réduire au minimum la dilution de la solution de lavage. Remarque: tous les tissus disséqués doivent être complètement immergés. </li><li> Transfert 20-30 ensembles de tissus disséqués à 1,5 ml tube de centrifugeuse. Remarque: si un plus grand nombre de complexes de disque eye-antennaire sont combinés à l&#39;intérieur du tube, il est possible que le tissu au niveau du fond du tube n&#39;est pas correctement exposée aux anticorps. Pour des résultats optimaux pas plus de 20-30 complexes de disque eye-antennaire doivent être présents dans un seul tube. Le tissu disséqué se déposent au fond du tube de centrifugeuse. Étapes conséquent, dans la suite uSE Pipetman pour retirer et remplacer le tampon de lavage, la solution de blocage, et des anticorps. </li><li> Retirer le tampon de lavage et le remplacer par 100 ul de solution de blocage: 10% de sérum de chèvre normal dans du tampon de lavage. Incuber à température ambiante avec une légère rotation sur une partie supérieure de la coiffe de table pendant 10 minutes. </li><li> Retirer la solution de blocage et le remplacer avec 100 ul d&#39;anticorps primaires qui ont été dilués de manière appropriée dans 10% de sérum de chèvre normal. Incuber à température ambiante avec une légère rotation pendant 16 heures. </li><li> Retirer les anticorps primaires et les remplacer par 750 ul de tampon de lavage. Placer les tubes dans un nutator et permettre à nutation à température ambiante pendant 10 min. Remarque: L&#39;anticorps primaire peut être sauvé (conserver à 4 ° C) et réutilisé plus tard. Réutilisation des anticorps à plusieurs reprises peut aider à réduire la liaison non spécifique. </li><li> Permettre aux têtes de se déposer au fond du tube, puis retirer le tampon de lavage et ajoute 100 ul d&#39;anticorps secondaire qui ont été dilués de manière appropriée dans 10% de sérum normal. Incuber à température ambiante avec une légère rotation pour 2̵1; 4 h. </li><li> Retirer solutions d&#39;anticorps secondaires à partir de tissu et le remplacer par 500 ul de tampon de lavage. Laisser tissu à reposer au fond du tube. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un P-200 et une pointe jaune de coupe, de transférer tous les tissus disséqués à un pool de tampon de lavage qui a été placé sur le plat de dissection. Tout en procédant à la prochaine étape de dissection fine, le tissu sera incuber dans le tampon de lavage. Cela aide à éliminer les anticorps secondaires excédentaires. </li></ol> 4. dissection fine de Eye-antennaire disque Complexes et montage sur Diapositives <ol><li> Utilisez une paire de pinces pour serrer la cuticule par les crochets buccaux avec la face ventrale du complexe vers le bas. Avec une deuxième paire de pinces enlever les deux lobes du cerveau par la fermeture des pinces dans le deuxième espace entre les disques de l&#39;oeil et le cerveau (figure 3, la flèche rouge) et en tirant rapidement le cerveau à l&#39;écart des crochets de la bouche. </li><li> Tout en continuant à garder les crochets buccaux, pincezle tissu le plus proche possible de la connexion entre la section du disque antennaire eye-antennaire et les crochets de la bouche (figure 3, flèche bleue). Note: les complexes de disque eye-antennaire devraient être libres de tous les tissus (figure 1A). Continuez jusqu&#39;à ce que tous les tissus désiré désiré qui peut être placé sur des lames a été disséqué. Ce protocole peut être adapté pour isoler aile, haltère, la jambe et les disques imaginaux génitales (figure 1B-E). </li><li> Ajouter deux petits morceaux de papier de soie (taille des lamelles) environ 3. Part sur le plat de dissection. Placez une lame de verre sur le plat - les deux morceaux de papier de soie doivent être sous les extrémités de la lame. Cela permettra d&#39;éviter le tiroir de coller à la base de silicone de la coupelle de dissection. </li><li> Utilisation d&#39;un P-20 avec une extrémité non coupée, 9 ul d&#39;ajouter un agent anti-blanchiment au milieu de la lame de microscope en verre. Cela empêche le blanchiment des tissus lorsqu&#39;on la visionne à fluorescentlumière. </li><li> En utilisant la même pointe uncut, rassembler tous les disques de l&#39;oeil-antennaire et les ajouter à la goutte de réactif anti-blanchiment. Minimiser la quantité de tampon de lavage qui est reporté. Essayer de limiter la quantité de tampon de lavage à 10 ul ou moins. </li><li> Utilisez une paire de pinces pour séparer et étaler les disques de l&#39;oeil-antennaire dans la goutte de réactif anti-blanchiment. Laisser les disques à incuber dans un réactif anti-blanchiment pendant plusieurs minutes. Remarque: les disques se tournent clairement que le tissu absorbe le réactif anti-blanchiment. </li><li> L&#39;aide d&#39;un pinceau fin abaissez doucement une lamelle sur l&#39;échantillon. Ceci permet d&#39;éviter la formation de bulles d&#39;air. </li><li> Magasin glisse à -20 ° C jusqu&#39;au moment de voir les disques imaginaux yeux des antennes ou autres en utilisant la lumière ou la microscopie à fluorescence. </li></ol>

<ol><li>Weismann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Die+nachembryonale+entwicklung+der+Musciden+nach+beobachtungen+an+Musca+vomitoria+und+Sarcophaga+carnaria%5BTitle%5D)+AND+%22Zeit.+Wiss.+Zool%22%5BJournal%5D)">Die nachembryonale entwicklung der Musciden nach beobachtungen an Musca vomitoria und Sarcophaga carnaria.</a> Zeit. Wiss. Zool. 14, 187-336 Forthcoming.</li>
<li>Cohen, S. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCohen%2C+SM+%22Imaginal+disc+development%22">Imaginal disc development</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. 747-841 (1993).</li>
<li>Held, L. I. Imaginal Discs: The Genetic and Cellular Logic of Pattern Formation. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHeld%2C+LI+%22Developmental+and+Cell+Biology+Series%22">Developmental and Cell Biology Series</a>. 39, Cambridge Press. 460(2002).</li>
<li>Miall, L. C., Hammond, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+the+head+of+the+imago+of+Chironomus%5BTitle%5D)+AND+%22Trans.+Linn.+Soc.+Zool%22%5BJournal%5D)">The development of the head of the imago of Chironomus.</a> Trans. Linn. Soc. Zool. 5, 265-279 Forthcoming.</li>
<li>Kellog, V. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+and+homologies+of+the+mouth+parts+of+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+Nat%22%5BJournal%5D)">The development and homologies of the mouth parts of insects.</a> Am. Nat. 36, 683-706 (1902).</li>
<li>Eassa, Y. E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+imaginal+buds+in+the+head+of+Pieris+brassicae+Linn.+%28Lepidoptera%29%5BTitle%5D)+AND+%22Trans.+R.+Entomol.+Soc.+Lond%22%5BJournal%5D)">The development of imaginal buds in the head of Pieris brassicae Linn. (Lepidoptera).</a> Trans. R. Entomol. Soc. Lond. 104, 39-51 (1953).</li>
<li>Bryant, P. J., Schneiderman, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+lineage%2C+growth%2C+and+determination+in+the+imaginal+leg+discs+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell lineage, growth, and determination in the imaginal leg discs of Drosophila melanogaster.</a> Dev Biol. 20, DOI. 263-290 (1969).</li>
<li>Postlethwait, J. H., Schneiderman, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+clonal+analysis+of+development+in+Drosophila+melanogaster%3A+morphogenesis%2C+determination+and+growth+in+the+wild+type+antenna%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">A clonal analysis of development in Drosophila melanogaster: morphogenesis, determination and growth in the wild type antenna.</a> Dev. Biol. 24, 477-519 (1971).</li>
<li>Anderson, D. T. The development of hemimetabolous insects. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAnderson%2C+DT+%22Developmental+Systems%22">Developmental Systems</a>. Counce, S., Waddington, C. H. , Academic Press. New York. 165-242 (1972).</li>
<li>Anderson, D. T. The development of hemimetabolous insects. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAnderson%2C+DT+%22Developmental+Systems%22">Developmental Systems</a>. Counce, S., Waddington, C. H. , Academic Press. New York. 96-163 (1972).</li>
<li>Crick, F. H. C., Lawrence, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compartments+and+polyclones+in+insect+development%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Compartments and polyclones in insect development.</a> Science. 189, 340-347 (1975).</li>
<li>Wieschaus, E., Gehring, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clonal+analysis+of+primordial+disc+cells+in+the+early+embryo+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Clonal analysis of primordial disc cells in the early embryo of Drosophila melanogaster.</a> Dev Biol. 50 (2), 249-263 (1976).</li>
<li>Lawrence, P. A., Morata, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+early+development+of+mesothoracic+compartments+in+Drosophila.+An+analysis+of+cell+lineage+and+fate+mapping+and+an+assessment+of+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">The early development of mesothoracic compartments in Drosophila. An analysis of cell lineage and fate mapping and an assessment of methods.</a> Dev Biol. 56 (1), 40-51 (1977).</li>
<li>Madhaven, M. M., Schneiderman, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+analysis+of+the+dynamics+of+growth+of+imaginal+discs+and+histoblast+nests+during+the+larval+development+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Wilhelm+Roux+Archive%22%5BJournal%5D)">Histological analysis of the dynamics of growth of imaginal discs and histoblast nests during the larval development of Drosophila melanogaster.</a> Wilhelm Roux Archive. 183, 269-305 (1977).</li>
<li>Kumar, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+determination+the+beginning+of+eye+development%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Top+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Retinal determination the beginning of eye development.</a> Curr Top Dev Biol. 93, 1-28 (2010).</li>
<li>Kumar, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((My+what+big+eyes+you+have%3A+how+the+Drosophila+retina+grows%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">My what big eyes you have: how the Drosophila retina grows.</a> Dev Neurobiol. 71 (12), 1133-1152 (2011).</li>
<li>Golic, K. G., Lindquist, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+FLP+recombinase+of+yeast+catalyzes+site-specific+recombination+in+the+Drosophila+genome%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The FLP recombinase of yeast catalyzes site-specific recombination in the Drosophila genome.</a> Cell. 59, 499-509 (1989).</li>
<li>Xu, T., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+genetic+mosaics+in+developing+and+adult+Drosophila+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues.</a> Development. 117 (4), 1223-1237 (1993).</li>
<li>Duffy, J. B., Harrison, D. A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identifying+loci+required+for+follicular+patterning+using+directed+mosaics%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Identifying loci required for follicular patterning using directed mosaics.</a> Development. 125 (12), 2263-2271 (1998).</li>
<li>Ito, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+mushroom+body+is+a+quadruple+structure+of+clonal+units+each+of+which+contains+a+virtually+identical+set+of+neurones+and+glial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The Drosophila mushroom body is a quadruple structure of clonal units each of which contains a virtually identical set of neurones and glial cells.</a> Development. 124 (4), 761-771 (1997).</li>
<li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+%28MARCM%29+for+Drosophila+neural+development%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) for Drosophila neural development.</a> Trends Neurosci. 24, 251-254 (2001).</li>
<li>Ready, D. F., Hanson, T. E., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+Drosophila+retina%2C+a+neurocrystalline+lattice%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Development of the Drosophila retina, a neurocrystalline lattice.</a> Dev. Biol. 53, 217-240 (1976).</li>
<li>Wolff, T., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+beginning+of+pattern+formation+in+the+Drosophila+compound+eye%3A+the+morphogenetic+furrow+and+the+second+mitotic+wave%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The beginning of pattern formation in the Drosophila compound eye: the morphogenetic furrow and the second mitotic wave.</a> Development. 113, 841-850 (1991).</li>
<li>Heberlein, U., Wolff, T., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+TGF+beta+homolog+dpp+and+the+segment+polarity+gene+hedgehog+are+required+for+propagation+of+a+morphogenetic+wave+in+the+Drosophila+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The TGF beta homolog dpp and the segment polarity gene hedgehog are required for propagation of a morphogenetic wave in the Drosophila retina.</a> Cell. 75, 913-926 (1993).</li>
<li>Ma, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+segment+polarity+gene+hedgehog+is+required+for+progression+of+the+morphogenetic+furrow+in+the+developing+Drosophila+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The segment polarity gene hedgehog is required for progression of the morphogenetic furrow in the developing Drosophila eye.</a> Cell. 75, 927-938 (1993).</li>
<li>Heberlein, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+and+differentiation+in+the+Drosophila+eye+coordinated+by+hedgehog%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Growth and differentiation in the Drosophila eye coordinated by hedgehog.</a> Nature. 373, 709-711 (1995).</li>
<li>Dominguez, M., Hafen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hedgehog+directly+controls+initiation+and+propagation+of+retinal+differentiation+in+the+Drosophila+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Hedgehog directly controls initiation and propagation of retinal differentiation in the Drosophila eye.</a> Genes Dev. 11, 3254-3264 (1997).</li>
<li>Pignoni, F., Zipursky, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+Drosophila+eye+development+by+Decapentaplegic%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Induction of Drosophila eye development by Decapentaplegic.</a> Development. 124, 271-278 (1997).</li>
<li>Borod, E. R., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutual+regulation+of+decapentaplegic+and+hedgehog+during+the+initiation+of+differentiation+in+the+Drosophila+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Mutual regulation of decapentaplegic and hedgehog during the initiation of differentiation in the Drosophila retina.</a> Dev. Biol. 197, 187-197 (1998).</li>
<li>Masucci, J. D., Miltenberger, R. J., Hoffmann, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pattern-specific+expression+of+the+Drosophila+decapentaplegic+gene+in+imaginal+disks+is+regulated+by+3%27+cis-regulatory+elements%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Pattern-specific expression of the Drosophila decapentaplegic gene in imaginal disks is regulated by 3' cis-regulatory elements.</a> Genes Dev. 4, 2011-2023 (1990).</li>
<li>Blackman, R. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+extensive+3%27+cis-regulatory+region+directs+the+imaginal+disk+expression+of+decapentaplegic%2C+a+member+of+the+TGF-b+family+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">An extensive 3' cis-regulatory region directs the imaginal disk expression of decapentaplegic, a member of the TGF-b family in Drosophila.</a> Development. 111, 657-665 (1991).</li>
<li>Campos, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+analysis+of+the+locus+elav+in+Drosophila+melanogaster%3A+a+gene+whose+embryonic+expression+is+neural+specific%5BTitle%5D)+AND+%22Embo+J%22%5BJournal%5D)">Molecular analysis of the locus elav in Drosophila melanogaster: a gene whose embryonic expression is neural specific.</a> Embo J. 6 (2), 425-431 (1987).</li>
<li>Robinow, S., White, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+locus+elav+of+Drosophila+melanogaster+is+expressed+in+neurons+at+all+developmental+stages%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">The locus elav of Drosophila melanogaster is expressed in neurons at all developmental stages.</a> Dev Biol. 126 (2), 294-303 (1988).</li>
<li>Kumar, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Building+an+ommatidium+one+cell+at+a+time%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Building an ommatidium one cell at a time.</a> Dev Dyn. 241 (1), 136-149 (2012).</li>
<li>Kimmel, B. E., Heberlein, U., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+homeo+domain+protein+rough+is+expressed+in+a+subset+of+cells+in+the+developing+Drosophila+eye+where+it+can+specify+photoreceptor+cell+subtype%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">The homeo domain protein rough is expressed in a subset of cells in the developing Drosophila eye where it can specify photoreceptor cell subtype.</a> Genes Dev. 4 (5), 712-727 (1990).</li>
<li>Dokucu, M. E., Zipursky, S. L., Cagan, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atonal%2C+rough+and+the+resolution+of+proneural+clusters+in+the+developing+Drosophila+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Atonal, rough and the resolution of proneural clusters in the developing Drosophila retina.</a> Development. 122 (12), 4139-4147 (1996).</li>
<li>Kumar, J. P., Moses, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EGF+Receptor+and+Notch+signaling+act+upstream+of+Eyeless%2FPax6+to+control+eye+specification%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">EGF Receptor and Notch signaling act upstream of Eyeless/Pax6 to control eye specification.</a> Cell. 104, 687-697 (2001).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Bien que cette procédure ait surtout porté sur l&#39;isolement et le traitement ultérieur des disques eye-antennaire, il est susceptible d&#39;être utilisé pour isoler et analyser l&#39;aile, haltère, la jambe et les disques génitales (figure 4). La seule modification nécessaire du protocole pour isoler ces disques (par opposition au disque eye-antennaire) est la méthode de dissection grossière (de l&#39;article 2 du protocole). La première branche (T1) thoracique paire se trouve à la partie antérieure ...

Depuis plus d&#39;un siècle, la mouche des fruits, Drosophila melanogaster, a été un principal système pour étudier le développement, le comportement et la physiologie. Développement de la mouche peut être divisé en deux grandes étapes: embryonnaires et post-embryonnaires avec beaucoup de celle-ci ayant lieu au sein de l&#39;épithélium monocouche appelés disques imaginaux 1-3. Dessins de disques imaginaux ont d&#39;abord été publiés en 1864 par Août Weismann dans le cadre de son vaste monographie sur le développement des insectes 1. Ces disques commencent leur développement au cours de l&#39;embryogenèse, sont motifs pendant les stades larvaires, survivre à la histolyse massive des pupes début, et finalement donner lieu à un pourcentage élevé de structures adultes que l&#39;on trouve au sein de la mouche adulte 1-14. Au cours du développement larvaire chaque disque fait plusieurs décisions importantes concernant le destin, la forme et la taille. Dans les premier et deuxième stades larvaires, les disques sont chargés de l&#39;adoption d&#39;un sort primaire, establishing limites du compartiment, l&#39;adoption de la forme correcte et générer le nombre requis de cellules 15-16. Au cours du troisième stade larvaire et au début du stade pré-pupe, les disques imaginaux continuent à se diviser et sont modelées comme des cellules adoptent leurs destins terminaux 16. Au cours de l&#39;histoire des débuts de la biologie du développement chez la drosophile, les disques imaginaux ont été étudiés presque exclusivement dans le contexte du développement normal et dans les cas limités où une perte ou un mutant gain de fonction était viable. L&#39;utilisation des rayons X pour induire une recombinaison mitotique permis de mutations létales à analyser dans des clones de cellules dans les tissus de larves et d&#39;adultes. Cette méthode a été améliorée par l&#39;introduction de méthodes transgéniques pour analyser la perte et gain de fonction des mutations dans deux tissus larvaires et adultes. Le nombre d&#39;anticorps, les journalistes de la transcription et les pièges de protéines pour décrire le paysage moléculaire de type sauvage et mutantes tissus est également constde plus en plus antly. L&#39;utilisation de ces marqueurs moléculaires pour analyser la perte et gain de fonction des clones de cellules mutantes a fait de plus en plus possible d&#39;acquérir une compréhension en temps réel de la façon dont les cellules mutantes s&#39;écartent de leurs cousins ​​de type sauvage au cours du développement. Pour bien prendre avantage de ces outils et des réactifs, il est essentiel d&#39;avoir des préparations de disques imaginaux qui peut être consulté, photographiés et analysés haute qualité. Le but de ce manuscrit est de fournir un protocole optimisé pour l&#39;isolement et la préparation du complexe de disque eye-antennaire (Figure 1A). Il peut également être utilisé avec succès pour isoler une grande variété de disques supplémentaires, y compris celles qui donnent lieu à des ailes, des haltères, des jambes T1-T3 et les organes génitaux (figure 1B-E). Ce procédé, avec des modifications mineures, a été utilisée pour isoler les disques imaginaux de la drosophile pendant près de 80 années. Comme décrit ci-dessus, étant donné que la plupart des gènes sont exprimés au cours de multiple stades de développement et dans une multitude de tissus, il est souvent impossible d&#39;étudier les effets que les mutants nuls ont sur l&#39;ensemble de l&#39;œil que l&#39;animal meurt bien avant le stade larvaire troisième stade larvaire. Quatre méthodes ont fait l&#39;étude des tissus plus avancés tels que la rétine beaucoup plus docile. Le premier est le procédé flippase (FLP) / flippase recombinaison cible (FRT) de générer des clones de cellules mutantes dans un tissu de type sauvage 17-19 autrement. Dans ce cas, le tissu mutant est identifié par l&#39;absence d&#39;un repère visuel tel que la protéine fluorescente verte (GFP) et peut être comparé au tissu environnant de type sauvage dans lequel la GFP est présente (figure 2D). La seconde est la méthode &quot;flp-out&quot; dans laquelle un transgène est exprimé dans une population de cellules 20. Dans ce cas, les clones de cellules sont identifiés par la présence de GFP et par rapport au tissu environnant de type sauvage qui n&#39;a pas le rapporteur GFP (Figure2E). Le troisième est l&#39;analyse Mosaïque avec une technique répressible marqueur cellulaire (marcm), qui combine des éléments du clone mutant FLP / FRT et systèmes d&#39;expression flp-out 21. Avec cette méthode, un transgène peut être exprimé dans une population de cellules qui sont à la fois pour un mutant locus génétique particulier. Comme les clones de flp-out, marcm clones sont identifiés par la présence de GFP et comparés au tissu de type sauvage environnante qui n&#39;a pas le marqueur GFP (Figure 2F). Et enfin, les gènes et les constructions ARNi peuvent être exprimés dans les tissus imaginaux sous le contrôle des constructions spécifiques promoteur GAL4. Ces quatre méthodes ont accru l&#39;intérêt dans l&#39;étude des disques imaginaux depuis clones mutants ou des motifs ou sur-expression peuvent être directement comparés aux tissus adjacents de type sauvage. La méthode décrite dans cette procédure a été mise au point afin que les chercheurs qui étudient le développement post-embryonnaire des tissus adultes chez la drosophile,notamment ceux issus de disque eye-antennaire, pourront obtenir des tissus de haute qualité pour l&#39;analyse. Bien que les chercheurs individuels ont apporté de légères modifications, le noyau de cette procédure (que nous décrivons ici) est resté largement inchangé. Depuis l&#39;obtention de tissus de haute qualité est essentiel à l&#39;étude des disques imaginaux nous espérons que ce protocole écrit et la vidéo qui accompagne va servir de ressource pédagogique précieuse.

<table><tbody><tr><td>Sylgard 184 Kit d’élastomère de silicone</td><td>Dow Corning</td><td>184 SIL ELAST KIT 0.5 KG</td><td>Utilisé pour créer une base pour la plaque de dissection</td></tr><tr><td>Boîte de Pétri en verre Pryex 150 x 20 mm</td><td>Dow Corning</td><td>3160-152CO</td><td>Utiliser le couvercle pour la plaque de dissection</td></tr><tr><td>#5 Pince de dissection</td><td>Ted Pella</td><td>525</td><td>La pince doit être maintenue très affûtée</td></tr><tr><td>9 bien regarder le verre</td><td>Vairous Fournisseurs</td><td></td><td>Utilisé pour la fixation de complexes de disques imaginaux</td></tr><tr><td>Fiole Erlenmeyer 50 ml</td><td>Divers fournisseurs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petite barre d’agitation</td><td>Divers fournisseurs</td><td></td><td>Assez petit pour s’adapter à la fiole Erlenmeyer</td></tr><tr><td>50 ml Tubes coniques</td><td>Divers fournisseurs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubes Microfuge 1,5 ml Divers</td><td>fournisseurs</td><td></td><td>Clair ou foncé selon l’application</td></tr><tr><td>Rack</td> <td>à microfugeDivers fournisseurs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rotateur de paillasse</td><td>Divers fournisseurs</td><td></td><td>100 &#956 ; l le volume ne doit pas éclabousser à basse température</td></tr><tr><td>Paraformaldéhyde</td><td>Macron Chemicals</td><td>2-26555-1</td><td>Sert de fixateur</td></tr><tr><td>Phosphate de sodium Monobasique</td><td>Sigma Chemical Co</td><td>S-3139</td><td>Utilisé pour faire des tampons de dissection et de lavage</td></tr><tr><td>Phosphate de sodium</td><td>Dibasic Sigma Chemical Co</td><td>71636</td><td>Utilisé pour faire des tampons de dissection et de lavage</td></tr><tr><td>Lysine</td><td>Acros Organics</td><td>125221000</td><td>Utilisé dans la solution fixatrice</td></tr><tr><td>Sodium Periodate</td><td>Sigma Chemical Co</td><td>S-1878</td><td>Utilisé dans la solution fixatrice</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>EMD Chemicals</td><td>MTX1568-1</td><td>Utilisé pour perforer les disques imaginaux</td></tr><tr><td>Sodium Hydroxide</td><td>EM Science</td><td>SX0593-3</td><td>Utilisé pour dissoudre le paraformaldéhyde</td></tr><tr><td>100 % Normal Goat Serum</td><td>Jackson Laboratories</td><td>005-000-121</td><td>Sert de solution bloquante</td></tr><tr><td>Anticorps primaires</td><td>Divers fournisseurs</td><td></td><td>Diluer dans du sérum de chèvre à 10 % selon les instructions du fabricant</td></tr><tr><td>Anticorps secondaires Divers</td><td>fournisseurs</td><td>Diluer dans du sérum de chèvre à 10 % selon les directives du fabricant</td>Sondes moléculaires Vectashield H-1000 Empêche le blanchiment des échantillons Lames de microscope Fischer Scientific 48312-003 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plaques de protection en verre 18 x 18 mm</td><td>Fischer Scientific</td><td>12-542A</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipe</td><td>Tissue Divers fournisseurs</td><td></td><td>Empêche les lames de verre d’adhérer à la base en silicone</td></tr><tr><td>Panit Brush 000</td><td>Divers fournisseurs Utiliser</td><td></td><td>pour abaisser doucement la lamelle sur les échantillons</td></tr></tbody></table>

dissection et immunocoloration imaginal disques de drosophila melanogaster

Dissection and Immunostaining of Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

Une partie importante du développement post-embryonnaire chez la mouche des fruits, Drosophila melanogaster, a lieu au sein d&#39;un ensemble de structures de sac-comme les appelés disques imaginaux. Ces disques donnent lieu à un pourcentage élevé de structures adultes qui se trouvent à l&#39;intérieur de la mouche adulte. Nous décrivons ici un protocole qui a été optimisé pour récupérer ces disques et de les préparer pour l&#39;analyse avec des anticorps, des journalistes de la transcription et les pièges de protéines. Cette procédure est plus adapté pour les tissus légers tels que les disques imaginaux, mais peut être facilement modifié pour une utilisation avec des tissus plus épais tels que le cerveau adulte et larvaire ovaire. Le protocole écrit et la vidéo qui accompagne va guider le lecteur / spectateur à travers la dissection de troisième stade larvaire, fixation de tissu, et le traitement des disques imaginaux avec des anticorps. Le protocole peut être utilisé pour disséquer les disques imaginaux de jeunes larves de premier et deuxième stade aussi. L&#39;avantage de ce protocole est qu&#39;il est relativement court et il a êtrefr optimisé pour la préservation de haute qualité du tissu disséqué. Un autre avantage est que la procédure de fixation qui est utilisé fonctionne bien avec la très grande majorité des anticorps qui reconnaissent des protéines de Drosophila. Dans notre expérience, il ya un très petit nombre d&#39;anticorps sensibles qui ne fonctionnent pas bien avec cette procédure. Dans ces situations, le remède semble être d&#39;utiliser une fixation cocktail autre tout en continuant à suivre les lignes directrices que nous avons définies pour les étapes de dissection et les incubations d&#39;anticorps.

La méthode décrite ci-dessus de manière fiable produit du matériel de haute qualité pour l'analyse des sondes in situ, les journalistes de la transcription, les pièges de protéines et d'anticorps. Dans la figure 1, nous affichons œil-antenne, génitales, ailes, haltère et jambes disques qui sont systématiquement récupérés avec cette méthode. Ces disques ont été traités avec un fluorophore de la phalloïdine-conjugué, qui se lie à l'actine F et décrit par conséquent chaque cellule. Si le tissu a é...

Les structures adultes de la drosophile sont dérivées de structures en forme de sac appelées disques imaginaux. L’analyse de ces disques donne un aperçu de nombreux processus de développement, notamment la détermination des tissus, l’établissement des limites des compartiments, la prolifération cellulaire, la spécification du destin cellulaire et la polarité cellulaire planaire. Ce protocole est utilisé pour préparer des disques imaginaux pour la microscopie optique/fluorescente.

Dissection et Immunocoloration Imaginal disques de Drosophila melanogaster

A significant portion of post-embryonic development in the fruit fly, Drosophila melanogaster, takes place within a set of sac-like structures called ...

L’objectif global de cette procédure est de disséquer les disques imaginaux des larves de drosophile Pour l’immunohistochimie, cela est accompli en retirant d’abord le complexe de tête composé de la bouche, des crochets, de l’œil et des disques ténaux, et du cerveau des larves. La deuxième étape consiste à fixer le complexe de tête et à l’incuber avec des anticorps primaires et secondaires. Ensuite, l’œil et les disques ténaux sont séparés du complexe de la tête.La dernière étape consiste à monter les disques imaginaux dans un agent anti-blanchiment sur une lame de verre. En fin de compte, les rapporteurs fluorescents ou LAC Z et la coloration des anticorps peuvent révéler l’expression spatiale et temporelle des gènes et des protéines dans les tissus imaginaires à l’aide de la microscopie à fluorescence. Bien que cette technique puisse être utilisée pour donner un aperçu de la localisation des gènes et des protéines dans le disque imaginaire enten.Il peut également être appliqué à d’autres tissus imaginaires, tels que la patte alaire et l’arrêt. Ici. Pour commencer l’expérience, remplissez une boîte de Pétri de 35 millimètres avec un tampon de dissection. Placez 10 à 20 larves dans la boîte de Pétri et laissez-les nager pendant cinq minutes.Pour vous nettoyer vous-même avec un parasite, votre pipette crée une grande flaque de tampon de dissection au milieu d’une plaque de dissection à base de silicone. Placez trois petits bassins autour du grand bassin et utilisez des pinces pour transférer les larves dans le bassin de fond. Ensuite, à l’aide de la pince numéro cinq, transférez une seule larve nettoyée de la petite mare à la plus grande mare de tampon de dissection.Pour commencer la dissection grossière, utilisez une paire de pinces pour saisir les crochets buccaux et l’autre paire de pinces pour saisir les larves en douceur. À un tiers de la longueur de son corps, il maintient le crochet buccal stable. Retirez rapidement le reste du corps à l’aide d’une deuxième paire de pinces.Libérez la larve de la pince et laissez les entrailles se répandre, permettant aux disques imaginaux de rester dans leur confirmation normale. Saisissez ensuite les crochets buccaux et utilisez l’autre paire de pinces pour retirer les deux tiers inférieurs des larves, y compris les entrailles intérieures. Ensuite, retirez doucement les glandes salivaires, les disques des jambes et d’autres tissus.Les seuls tissus qui devraient rester sont une petite quantité de cuticule sus-jacente. Les crochets buccaux, les disques oculaires et ténaux, les hémisphères cérébraux et le ganglion ventral. Après un maximum de 20 minutes, transférez tous les tissus disséqués dans l’aldéhyde paraforme lysine paria.Fixateur de date ou PLP. Ne laissez pas les disques imaginaux rester dans le tampon de dissection pendant plus de 20 minutes, sinon ils se dégraderont après la dissection. Transférez les tissus disséqués par incréments de 100 microlitres dans un verre de montre contenant du PLP froid.Utilisez une paire de pinces pour vous assurer que les tissus disséqués sont complètement immergés. Incuber les tissus disséqués dans un fixateur PLP froid pendant 45 minutes à température ambiante sans agitation. Ensuite, transférez 100 microlitres de tissus disséqués du PLP dans le tampon de lavage.Assurez-vous que les tissus sont complètement immergés et incubez-les à température ambiante sans agitation pendant 45 minutes. Transférez ensuite les tissus disséqués dans un tube de micro-fuge de 1,5 millilitre. Retirez le tampon de lavage et remplacez-le par 100 microlitres de solution de blocage.Incuber les tissus à température ambiante avec une rotation douce sur un rotateur de table pendant 10 minutes. Après le blocage, retirez la solution et remplacez-la par 100 microlitres de solution d’anticorps primaires dans du sérum de chèvre 10 % normal. Incuber les tissus à température ambiante avec une rotation douce pendant 16 heures en fonction de la force de l’anticorps.Ensuite, retirez l’anticorps primaire et remplacez-le par 750 microlitres de tampon de lavage. Placez le tube sur un mutateur à température ambiante pendant 10 minutes. Retirez le tube du mutateur et laissez les têtes se déposer au fond du tube.Retirez ensuite le tampon de lavage et ajoutez 100 microlitres de solution d’anticorps secondaires dans du sérum 10 %Normal. Incuber le tube à température ambiante avec une rotation douce pendant au moins deux heures en fonction de la force de l’anticorps. Après l’incubation, retirez la solution d’anticorps secondaire du tissu.Remplacez-le par 500 microlitres de tampon de lavage et laissez le mouchoir se déposer au fond du tube. Placez trois flaques de tampon de lavage sur une plaque de dissection en silicone. Transférez tous les tissus disséqués dans la grande flaque de tampon de lavage qui a été placée sur le plat de dissection.Cela aide à éliminer l’excès d’anticorps secondaires pour commencer une dissection fine, placez le complexe de la tête côté ventral vers le bas et fixez la cuticule par les crochets buccaux. Placez une deuxième paire de pinces dans l’espace entre le cerveau et les disques oculaires et retirez rapidement le cerveau des crochets buccaux pour retirer les deux lobes cérébraux tout en continuant à tenir les crochets buccaux. Pincez le tissu le plus près possible de la connexion entre la section de l’antenne du disque d’antenne de l’œil et le crochet buccal.Continuez jusqu’à ce que tous les tissus souhaités aient été disséqués. Ensuite, ajoutez deux petits morceaux de papier de soie de la taille d’une couverture espacés de trois pouces sur le plat de dissection. Placez une lame de verre sur ces morceaux de papier pour éviter que la lame ne colle à la base en silicone du plat de dissection.À l’aide d’une pipette P 20, ajoutez neuf microlitres d’agent antiblanchiment au milieu de la lame de microscope en verre pour éviter le blanchiment du tissu par la lumière fluorescente avec la même pointe non coupée, rassemblez tous les disques I et ténaux et ajoutez-les à la goutte de réactif anti-blanchiment. Ensuite, utilisez une pince pour séparer et étaler l’œil et les disques ténaux dans la goutte de réactif anti-blanchiment jusqu’à ce qu’aucun disque imaginal ne se touche. À l’aide d’un pinceau fin, abaissez doucement une lamelle sur la goutte d’agent antiblanchiment pour éviter la formation de bulles d’air.Enfin, stockez les lames à moins 20 degrés Celsius jusqu’à ce qu’elles soient prêtes à visualiser et à imager les disques ioniques à l’aide de la microscopie optique ou à fluorescence. Cette méthode produit de manière fiable un matériau d’analyse de haute qualité, comme le montrent ces images confocales de disques imaginaux. Les disques ont été traités avec un fluoro quatre foid et conjugué, qui se lie à l’actine f et délimite donc chaque cellule.L’une des caractéristiques les plus frappantes du disque ental est le sillon morphogénétique, qui peut être vu comme une indentation dans le tissu le long de l’axe ventral dorsal. Au fur et à mesure que le sillon progresse dans le champ oculaire, la mer de cellules désordonnées se transforme en un ensemble ordonné d’yeux unitaires périodiquement espacés ou Oma Tedia. La vérification de l’expression clonale et l’analyse du disque I imaginal sont des applications possibles en aval de cette méthode.Les trois panneaux supérieurs affichent des disques qui ont été colorés avec différents anticorps tels que l’ilis, un DPP, un rapporteur transcriptionnel LAC Z et des marqueurs spécifiques cellulaires tels que la vision embryonnaire, létale, anormale ou vy, qui code pour une protéine de liaison à l’ARN panneuronale. Les trois panneaux inférieurs montrent des disques dans lesquels la GFP est utilisée pour marquer les populations de cellules. Une fois le cours maîtrisé, l’isolement des complexes de tête de 10 à 20 larves prendra environ 10 minutes, et en outre, l’isolation fine du disque ténal ionique de ces complexes prendra également environ 10 minutes.

dissection-immunostaining-imaginal-discs-from-drosophila

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Ce protocole illustre la technique de dissection utilisé pour isoler disques imaginaux de larves de drosophile à la 3ème étape larvaire. Méthodes pour la fixation des tissus après avoir dit et la suppression de l'aile, des jambes, des yeux et des disques sont démontrées directement sur une lame de microscope pour la visualisation ultérieure.

Dissection de disques imaginaux de la 3ème Instar larves de drosophile

Nous décrivons une nouvelle protéine fluorescente rouge (RFP) journaliste qui est exprimé spécifiquement dans...

Un journaliste Roman DP pour faciliter la visualisation du disque Eye Imaginal au Drosophile</em

Dissection et l&#39;imagerie de zones actives dans le Drosophile Jonction neuromusculaire

L&#39;immunohistochimie drosophile Abdomen Nymphe

Dissection et immunohistochimique de larve, de nymphe et adulte<em&gt; Drosophila</em&gt; Rétines

Lors de la coloration des disques imaginaux de la drosophile, une dissection grossière est souvent effectuée où les disques sont exposés mais restent attachés au corps. Une fois colorés, les disques d’intérêt sont isolés et montés. L’exemple de protocole illustre une procédure de dissection et de montage du disque imaginal de l’aile.

drosophile Dissection du disque imaginal larvaire : une méthode pour observer le développement des épithéliums

L’objectif de cette technique est de permettre aux chercheurs d’effectuer la dissection, l’immunocoloration et le montage de disques oculaires nymphaux de Drosophila melanogaster de tout âge.

Dissection et de montage de<em&gt; Drosophila</em&gt; pupes disques yeux

Ce protocole montre comment générer des tumeurs clonales marquée par fluorescence, génétiquement définis dans l'œil de Drosophila / disques imaginaux antennaires (EAD). Il décrit comment disséquer l'EAD et le cerveau à partir du troisième stade larvaire et comment les traiter pour visualiser et quantifier les changements d'expression des gènes et l'invasivité des tumeurs.

le<em&gt; Drosophila</em&gt; Imaginal Tumor Disc Modèle: Visualisation et quantification de l&#39;expression génique et de tumeurs invasives utilisant Mosaïques génétique

Ici, nous fournissons un protocole de dissection nécessaire pour représenter en direct la gonade mâle embryonnaire tardive de la drosophile . Ce protocole permettra d’observer des processus cellulaires dynamiques dans des conditions normales ou après manipulation transgénique ou pharmacologique.

Dissection et imagerie en direct de la drosophile embryonnaire tardive Gonad

Nous décrivons un protocole de mesure des contacts entre les cellules des couches épithéliales adjacentes dans les disques imaginaux vivants des ailes de drosophile en utilisant une approche basée sur la reconstitution de la GFP.

Système d’expression double basé sur la complémentation GFP pour évaluer le contact cellule-cellule médié par les cytonèmes dans des disques imaginaux vivants d’aile de drosophile

Cet article décrit un protocole efficace de dissection imaginaire des disques et de coloration par anticorps, économique en matière de réactifs et facilitant la manipulation de disques imaginaux en petites quantités.

Dissection à petite échelle et coloration par anticorps des disques imaginaux oculaires-antennaux et des ailes provenant de Drosophila melanogaster

Apprenez la dissection et l'immunocoloration des disques imaginaux de Drosophila melanogaster. Cette méthode permet d'étudier l'expression spatiale et temporelle des gènes et protéines en biologie du développement.

Dissection et Immunocoloration Imaginal disques de Drosophila melanogaster

Explorer plus de vidéos