Name: Surveillance des paramètres hémodynamiques systémiques et hépatique chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 9 s
Description: Apprenez la surveillance des paramètres hémodynamiques systémiques et hépatiques chez la souris. Cette méthode permet d'acquérir la pression artérielle, la pression veineuse centrale et le débit sanguin portail avec précision.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Cette recherche a été financée par le Ministère fédéral allemand de l&#39;Éducation et de la Recherche (BMBF) financé &quot;Foie Virtual Network&quot;. Je tiens à remercier Frank Schubert et René Gumpert du centre des médias de l&#39;Hôpital de l&#39;Université d&#39;Iéna pour leur aide dans la production de la vidéo et la création de l&#39;animation et Isabel Jank pour l&#39;enregistrement audio.

Logement et toutes les procédures ont été réalisées en conformité avec la législation allemande bien-être animal. 1 Capteurs d&#39;étalonnage (Suivre les instructions du fabricant pour les capteurs d&#39;étalonnage) 1.1) calibrage Millar de cathéter. Faites tremper la pointe du cathéter dans l&#39;eau stérile ou une solution saline pendant 30 minutes avant et d&#39;étalonnage de l&#39;équilibre (zéro). <ol><li> Connectez le capteur millar au canal de millar1 de l&#39;amplificateur de pont et insérer l&#39;extrémité du capteur millar dans la colonne d&#39;eau. </li><li> Réglez la valeur de la colonne d&#39;eau à 0 cmH 2 O. Dans la fenêtre du logiciel d&#39;analyse de données, choisissez pont amplifier et zéro il. La valeur de référence 0 cmH 2 O peut être réglé. </li><li> Réglez la valeur de la colonne d&#39;eau à 20 cmH 2 O. Exécutez l&#39;analyse des données fenêtre du logiciel progrès, et de s&#39;arrêter. Choisissez «unités» dans la fenêtre de pont amplifier, mettre la base de 0 et 20 cmH 2 O en conséquence. Réglez le &quot;unité&quot; à cmH &lt;sub&gt; 2 O. </li><li> Calibrer le millar2 pour mesurer la PAC de la même manière (mettre deux lignes de base 90 et 110 cmH 2 O). </li></ol> 1.2) l&#39;étalonnage de la sonde de débit sanguin <ol><li> Placez la sonde dans l&#39;eau déminéralisée. Connectez la sonde avec transsonique système de sonde de débit. </li><li> Dans la fenêtre du logiciel d&#39;analyse de données, choisissez Entrée amplifier à zéro de la sonde de débit. Réglez les unités. </li><li> Appuyez sur le bouton de «canal de test&quot; pour recueillir le signal: si le signal a 3-4 barres, cela signifie que le signal est bon. Dans le cas où un bon signal est acquis, la procédure peut être poursuivie. </li><li> Appuyez sur le bouton de &quot;zéro canal&quot; et le canal de l&#39;échelle pour voir si la valeur a été calibré ou non. </li><li> Appuyez sur le bouton de «mesurer canal&quot; pour mesurer plus tard. </li></ol> 2 Préparer la souris pour la procédure chirurgicale <ol><li> Passer la souris dans une chambre d&#39;induction et anesthésier la souris avec 2% d&#39;isoflurane et0,3 ml / min d&#39;oxygène. L&#39;opération peut être effectuée si le pincement pincée réflexe de retrait de la souris est absent. </li><li> Raser la fourrure des régions chirurgicales, qui comprennent le cou et l&#39;abdomen gauche. </li><li> Placez la souris sur la table d&#39;opération et fixer à l&#39;aide de bandes. Utilisez vétérinaire pommade sur les yeux pour prévenir la sécheresse au cours de la période d&#39;exploitation. </li><li> Placer un coussin de gaze sous le cou pour une exposition optimale de la zone de cou de fonctionnement. </li><li> Désinfecter le domaine de l&#39;exploitation et placer gazes stériles pour couvrir la souris ne laissant le champ opératoire ouvert. </li></ol> 3. paramètres vitaux mesure <ol><li> Insérer les aiguilles de l&#39;ECG sous-cutanée dans les pattes de souris. </li><li> Placer le capteur respiratoire sous le dos de la souris. </li><li> Placer la sonde de température dans le rectum de la souris. </li><li> température de l&#39;enregistrement, l&#39;ECG et la fréquence respiratoire de la souris dans le logiciel d&#39;analyse de données. </li></ol> 4. cou Opération SSurveillance cardiovasculaire ystemic 4.1) dissection de navire <ol><li> Identifier la ligne médiane du cou, le point milieu de la clavicule, l&#39;angle de la mandibule. </li><li> Faire une incision longitudinale de 2 cm de l&#39;angle de la mandibule au point milieu de la clavicule qui est de 0,5 cm sur le côté gauche de la ligne médiane. </li><li> Disséquer la glande sous-maxillaire, retournez-le et couvrez-le avec une solution saline gaze imbibée. </li><li> Identifier la veine jugulaire, disséquer et placer trois 6-0 sutures de soie sous la veine pour la ligature et la fixation ultérieure. </li><li> Identifier le muscle sterno, le séparer du ventre supérieur de ventre omo-hyoïdien et postérieur du muscle digastrique, et tirez-le avec un enrouleur pour l&#39;exposition facile de l&#39;artère carotide. </li><li> On dissèque l&#39;artère carotide et placer trois sutures en soie 6-0 sous la ligature de l&#39;artère et la fixation ultérieure. </li></ol> 4.2) Mesure de débit sanguin de l&#39;artère carotide <ol><li> Placer le transsoniquesonder autour de l&#39;artère carotide, le garder stable, et d&#39;optimiser le contact en utilisant un gel ou une solution saline ultrasons. </li><li> la vitesse d&#39;écoulement du sang d&#39;enregistrement de l&#39;artère carotide, comme indiqué sur le petit écran du dispositif transsonique en utilisant un logiciel d&#39;analyse de données </li><li> Retirer la sonde après avoir terminé la mesure </li></ol> 4.3) mesure de la pression de l&#39;artère carotide (PAC) <ol><li> Ligaturer l&#39;extrémité distale de l&#39;artère carotide et serrer son extrémité proximale. </li><li> Placer deux sutures de fixation autour de l&#39;artère carotide. Utilisez 10-0 prolène pour le séjour suture. </li><li> Faire une petite incision sur la paroi antérieure de la cuve. </li><li> Insérer le cathéter Millar et le fixer avec des sutures pré-placées. </li><li> Enregistrer la PAC dans le logiciel d&#39;analyse de données. </li></ol> 4.4) Mesure de débit sanguin dans la veine jugulaire <ol><li> Soulevez la veine jugulaire et placer la sonde d&#39;écoulement transsonique pour mesurer le débit. </li><li> Enregistrer la vitesse d&#39;écoulement dans le logiciel d&#39;analyse de données. </li></ol> 4.5) mesure de la pression veineuse centrale (CVP) <ol><li> Fixer l&#39;extrémité proximale de la veine jugulaire et la ligature de l&#39;extrémité distale. </li><li> Couper une petite incision à l&#39;aide microciseaux sur la paroi antérieure de la cuve. </li><li> Insérer le cathéter rempli de liquide et le fixer avec les lignes de suture pré-placée. </li><li> Notez le CVP dans les logiciels d&#39;analyse de données. </li></ol> 5. opération abdominale pour l&#39;acquisition de l&#39;hémodynamique hépatique 5.1) Identification du navire <ol><li> Faire une incision transversale sur l&#39;abdomen. </li><li> Eventerate les intestins sur le côté gauche et couvrir avec de la gaze humide. </li><li> Identifier la veine cave inférieure, la veine porte, l&#39;artère hépatique commune et l&#39;artère hépatique propre. </li><li> Déposer une certaine saline chaude dans l&#39;abdomen et à la surface de l&#39;intestin toutes les 5 min pendant la procédure de suivi ensemble. </li></ol> 5.2) Mesure de débit sanguin portal <ol><li> Disséquer la veine porte. </li><li> Passer soie 6-0 sous la veine porte afin de faciliter le levage de la cuve en plaçant la sonde d&#39;écoulement. </li><li> Placez la sonde d&#39;écoulement transsonique autour de la veine porte et de mesurer son débit de sang. </li><li> Enregistrer la vitesse d&#39;écoulement du sang de la veine porte. </li></ol> 5.3) Mesure de débit commun de l&#39;artère hépatique <ol><li> Disséquer l&#39;artère hépatique commune avec prudence. </li><li> Placer une suture en soie 6-0 dans le récipient pour faciliter le levage de la cuve. </li><li> Placez la sonde d&#39;écoulement autour de l&#39;artère. </li><li> Mesurer son flux de sang et d&#39;acquérir les données. </li></ol> 5.4) Mesure de la pression de la veine porte (PVP) <ol><li> Choisissez une branche de la veine mésentérique avec peu de branches latérales, qui draine directement dans la veine porte. </li><li> Ligaturer l&#39;extrémité distale de la veine mésentérique sélectionné. Assurez-vous que la ligature est à proximité du tube intestinal. Ligaturer ses petites branches </li><li> Placez 2 fixing sutures utilisant 6-0 prolène autour de la veine. Le point clé de cette procédure est d&#39;éviter de toucher l&#39;artère mésentérique quand ligature de la veine. </li><li> Fixer l&#39;extrémité proximale de la veine porte. </li><li> Placez 2 sutures utilisant 10-0 prolène. Certains saignements se fera depuis le séjour suture doit pénétrer dans la paroi vasculaire de la veine mésentérique bien. </li><li> Faire une petite incision sur la veine à l&#39;aide d&#39;un microscissor obliquement à un angle de 45 degrés. </li><li> Insérer le cathéter Millar à travers la veine mésentérique dans la veine porte et le fixer </li><li> Enregistrer la pression de la veine porte. A la fin de la procédure, de sacrifier les souris par exsanguination sous anesthésie. </li></ol>

<ol><li>Albuszies, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+increased+cardiac+output+on+hepatic+and+intestinal+microcirculatory+blood+flow%2C+oxygenation%2C+and+metabolism+in+hyperdynamic+murine+septic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock.</a> Crit Care Med. 33 (10), 2332-2338 (2005).</li>
<li>Bernhard, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphatidylcholine+molecular+species+in+lung+surfactant%3A+composition+in+relation+to+respiratory+rate+and+lung+development%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 25 (6), 725-731 (2001).</li>
<li>Cheever, A. W., Warren, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portal+vein+ligation+in+mice%3A+portal+hypertension%2C+collateral+circulation%2C+and+blood+flow%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Portal vein ligation in mice: portal hypertension, collateral circulation, and blood flow.</a> 18, 405-407 (1963).</li>
<li>Costa, G., Aguiar, B. G., Coelho, P. M., Cunha-Melo, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+increase+of+portal+pressure+during+the+acute+and+chronic+phases+of+murine+schistosomiasis+mansoni+and+its+reversibility+after+treatment+with+oxamniquine%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Trop%22%5BJournal%5D)">On the increase of portal pressure during the acute and chronic phases of murine schistosomiasis mansoni and its reversibility after treatment with oxamniquine.</a> Acta Trop. 89 (1), 13-16 (2003).</li>
<li>Cui, S., Shibamoto, T., Zhang, W., Takano, H., Kurata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Venous+resistance+increases+during+rat+anaphylactic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Venous resistance increases during rat anaphylactic shock.</a> Shock. 29 (6), 733-739 (2008).</li>
<li>Geerts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three+research+models+of+portal+hypertension+in+mice%3A+macroscopic%2C+histological+and+portal+pressure+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Exp.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Comparison of three research models of portal hypertension in mice: macroscopic, histological and portal pressure evaluation.</a> Int. J. Exp. Pathol. 89 (4), 251-263 (2008).</li>
<li>Huang, H., Deng, M., Jin, H., Dirsch, O., Dahmen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraoperative+vital+and+haemodynamic+monitoring+using+an+integrated+multiple-channel+monitor+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Intraoperative vital and haemodynamic monitoring using an integrated multiple-channel monitor in rats.</a> Lab Anim. 44 (3), 254-263 (2010).</li>
<li>Krege, J. H., Hodgin, J. B., Hagaman, J. R., Smithies, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+noninvasive+computerized+tail-cuff+system+for+measuring+blood+pressure+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">A noninvasive computerized tail-cuff system for measuring blood pressure in mice.</a> Hypertension. 25 (5), 1111-1115 (1995).</li>
<li>Kuga, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+and+local+autoregulation+of+cerebrovascular+blood+flow%3A+a+deep-brain+imaging+study+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol.%22%5BJournal%5D)">Rapid and local autoregulation of cerebrovascular blood flow: a deep-brain imaging study in the mouse.</a> J. Physiol.. 587 (Pt 4), 745-752 (2009).</li>
<li>Muraki, T., Strain Kato, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((difference+in+the+effects+of+morphine+on+the+rectal+temperature+and+respiratory+rate+in+male+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">difference in the effects of morphine on the rectal temperature and respiratory rate in male mice.</a> Psychopharmacology (Berl). 89 (1), 60-64 (1986).</li>
<li>Nielsen, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+volume+measurement+in+mice+by+conductance+catheter%3A+evaluation+and+optimization+of+calibration%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration.</a> Am. J. Physiol Heart Circ. Physiol. 293 (1), H534-H540 (2007).</li>
<li>Sakamoto, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+portal+hypertension+and+hepatic+blood+flow+in+cirrhotic+rats+by+oestrogen%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Improvement of portal hypertension and hepatic blood flow in cirrhotic rats by oestrogen.</a> Eur. J. Clin. Invest. 35 (3), 220-225 (2005).</li>
<li>Reverter, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+deep+sedation+on+the+accuracy+of+hepatic+and+portal+venous+pressure+measurements+in+patients+with+cirrhosis%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Int%22%5BJournal%5D)">Impact of deep sedation on the accuracy of hepatic and portal venous pressure measurements in patients with cirrhosis.</a> Liver Int. 34 (1), 16-25 (2014).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Surveillance de l&#39;hémodynamique hépatique est un important outil de recherche en hépatologie et chirurgie hépatobiliaire. Acquisition de données hémodynamiques hépatiques contribue à caractériser l&#39;effet des procédures hépatobiliaires sur le système circulatoire. Acquisition de données hémodynamiques hépatiques est également nécessaire d&#39;étudier l&#39;effet de médicaments agissant sur ​​la pression portale et flux portail, par exemple, au besoin dans les études d&#39;évaluation des médicaments vaso-...

L&#39;objectif global de cette vidéo était de démontrer une procédure de suivi en temps réel pour l&#39;acquisition de paramètres hémodynamiques systémiques et hépatiques. La justification de l&#39;élaboration de cette procédure est sa grande valeur pour les interventions expérimentales chez la souris qui nécessitent l&#39;obtention des paramètres hémodynamiques systémiques et hépatiques. Le procédé peut être appliqué à des animaux naïfs et pendant ou après une intervention chirurgicale expérimentale hépato-biliaire donné, comme une hépatectomie partielle, portail ligature de la veine et de la transplantation du foie. Acquisition de données hémodynamiques hépatiques chez les rongeurs nécessite une procédure invasive proposé. Perfusion hépatique ne peut pas être obtenu de manière non invasive. Cependant, il existe des alternatives pour l&#39;acquisition de la pression sanguine systémique. Les techniques de surveillance telles que la technique du manchon caudal 8 ont été utilisés pour l&#39;acquisition de la pression artérielle chez le rat et la souris. La technique du manchon caudal peut être appliquée en souci du travail bienanimaux UO. Lors de la mesure de la pression sanguine, l&#39;animal doit être placé et fixé dans une position inconfortable spécifique. Dans le manuel de l&#39;appareil queue-manchette, le fabricant déclare que les souris peuvent devenir nerveux et stressé qui peut diminuer la circulation dans la queue. Sous ces circonstances, la pression artérielle périphérique acquise dans la queue peut être beaucoup plus faible que la pression sanguine centrale. La procédure de contrôle complet a été effectué avec un moniteur intégré à canaux multiples en utilisant une série de capteurs pour l&#39;acquisition de données. La pression artérielle a été obtenue par insertion d&#39;un cathéter dans le vaisseau respectif après dissection minutieuse microchirurgical et exposition au microscope. La vitesse d&#39;écoulement a été mesurée en plaçant une sonde d&#39;écoulement transsonique autour de chaque récipient. Nous avons déjà signalé une procédure similaire de surveillance peropératoire pour les rats résultant d&#39;une série complète de données hémodynamiques physiologiques comparables à SINGLe Les données rapportées par les autres groupes 7. Par conséquent nous avons considéré cette procédure pour représenter une bonne base pour l&#39;adapter à la souris, une espèce 10 fois plus petit que le rat. La principale différence de la procédure de rat est l&#39;utilisation de cathéters Millar pour acquérir des données de pression artérielle au lieu d&#39;un système à base de cathéter de fluide. Les données de flux ont été acquis avec des sondes d&#39;écoulement transsonique, seulement beaucoup plus petits que pour les navires de rat correspondant. En raison de la petite taille de l&#39;animal, de l&#39;instrumentation de la souris est techniquement difficile, mais réalisable. Une fois que l&#39;instrumentation est terminée, l&#39;acquisition de données et l&#39;analyse de données de survie de base est simple, depuis un fichier d&#39;un paramètre prédéfini peut être utilisé. Le fichier de configuration doit être définie une fois au début d&#39;une série d&#39;expériences et peut être stocké et utilisé pour toutes les expériences ultérieures. Jusqu&#39;à présent, nous avons appliqué cette procédure pour évaluer les effets hémodynamiques hépatiques dans des expériences aiguës. Nous avons mesuré CAP et PVP avant et immédiatement après une hépatectomie partielle de 70% (PH) et dans des expériences de serrage / de-serrage. Nous serré le ligament hépato-duodénal du lobe droit représentant 20% de la masse du foie suivie par une brève (5min) serrage de la médiane et le lobe latéral gauche représente tout à fait 90% de la masse du foie. De-serrage a commencé avec la libération de la pince du lobe droit puis en libérant la médiane et le lobe latéral gauche. Temps de serrage maximale était inférieure à 10 min.

<table><tbody><tr><td>PowerLab 16/30&nbsp ;</td><td>ADInstruments</td><td>PL3516</td><td></td></tr><tr><td>Ampli Quad Bridge</td><td>ADInstruments</td><td>FE224</td><td>Amplificateur Bridge&nbsp ;</td></tr><tr><td>Animal Bio Amp</td><td>ADInstruments</td><td>FE136</td><td></td></tr><tr><td>Électrodes à aiguille pour FE136 (3 pk)</td><td>ADInstruments</td><td>MLA1213</td><td></td></tr><tr><td>Module de débitmètre périvasculaire</td><td>Transonic</td><td>TS420</td><td></td></tr><tr><td>Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB</td><td>Transonic</td><td>MA0.5PSB/MA1PSB</td><td></td></tr><tr><td>SPR-1000 Cathéter de pression pour souris</td><td>Millar instruments</td><td>841-0001</td><td></td></tr><tr><td>cathéter rempli de liquide&nbsp ;</td><td>Terumo</td><td>SR+DU2619PX</td><td>26G, 0.64&fois ; </td></tr><tr><td>Micro-ciseaux</td> de 19 mm <td>F&middot ; S&middot ; L</td><td>N° 14058-09</td><td></td></tr><tr><td>micro serrefine</td><td>F&middot ; S&middot ; L</td><td>No.18055-05</td><td></td></tr><tr><td>Micro pinces applicatrices</td><td>F&middot ; S&middot ; L</td><td>N° 18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Micro-pince droite</td><td>F&middot ; S&middot ; L</td><td>N° 00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Micro-pince incurvée</td><td>F&middot ; S&middot ; L</td><td>N° 00649-11</td><td></td></tr><tr><td>porte-aiguille</td><td>F&middot ; S&middot ; L</td><td>N° 12061-01</td><td></td></tr><tr><td>6-0 silk</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>7-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dispositif de coupure de queue&nbsp ;</td><td>Kent Scientific</td><td></td><td>www.kentscientific.com</td></tr><tr><td>LabChart7</td><td>ADInstruments</td><td></td><td>data&nbsp ; logiciel d’analyse&nbsp ;</td></tr></tbody></table>

surveillance des paramètres hémodynamiques systémiques et hépatique chez la souris

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

L&#39;utilisation de modèles de souris dans la recherche expérimentale est d&#39;une énorme importance pour l&#39;étude de la physiologie hépatique et perturbations physiopathologiques. Toutefois, en raison de la petite taille de la souris, les détails techniques de la procédure de surveillance peropératoire adapté à la souris ont été rarement décrits. Auparavant, nous avons rapporté une procédure de suivi pour obtenir des paramètres hémodynamiques chez le rat. Maintenant, nous avons adapté la procédure pour acquérir des paramètres hémodynamiques systémiques et hépatiques chez la souris, une espèce dix fois plus petit que les rats. Ce film démontre l&#39;instrumentation des animaux ainsi que le processus d&#39;acquisition de données nécessaires à l&#39;évaluation hémodynamique systémique et hépatiques chez les souris. Paramètres vitaux, y compris la température du corps, la fréquence respiratoire et la fréquence cardiaque ont été enregistrées tout au long de la procédure. Paramètres hémodynamiques systémiques sont constitués de la pression de l&#39;artère carotide (PAC) et de la pression veineuse centrale (PVC). Paramètres de perfusion hépatiques comprennent portail vpression ein (PVP), le débit portail ainsi que le taux de l&#39;artère hépatique commune (tableau 1) de flux. Instrumentation et acquisition de données pour enregistrer les valeurs normales ont été accomplies dans 1,5 h. Paramètres hémodynamiques systémiques et hépatiques sont restés dans les limites normales au cours de cette procédure. Cette procédure est difficile mais faisable. Nous avons appliqué cette procédure pour évaluer l&#39;hémodynamique hépatique chez des souris normales et de 70% pendant une hépatectomie partielle et en lobe de foie de serrage expériences. PVP moyenne après résection (n = 20), était 11,41 ± 2,94 cm H 2 O qui était significativement plus élevée (P &lt;0,05) que avant la résection (6,87 ± 2,39 cm H 2 O). Les résultats de lobe de foie de serrage expérience indiquent que cette procédure de contrôle est sensible et adapté pour détecter de petits changements dans la pression portale et débit portail. En conclusion, cette procédure est fiable dans les mains d&#39;un micro-chirurgien expérimenté, mais devrait être limité à experiments où les souris sont absolument nécessaires.

Paramètres vitaux de la souris, tels que la fréquence respiratoire et la fréquence cardiaque sont évidemment beaucoup plus élevé que chez le rat. Moyenne pression sanguine systémique et de la pression de la veine jugulaire sont similaires aux valeurs de rat et même proche de données humaines. Données hémodynamiques hépatiques sont évidemment différentes. Nous avons obtenu les valeurs normales de 8 souris. Débit sanguin portal chez des souris normales variait de 1,6 à 2,3 ml / min. Circuler d...

Ce film montre comment acquérir hémodynamique systémique et hépatiques chez les souris. Le tout suivi comprend l&#39;acquisition des paramètres vitaux, la pression artérielle systémique, la pression veineuse centrale, débit de l&#39;artère hépatique commune, et la pression de la veine porte ainsi que le débit de portail chez la souris.

Surveillance des paramètres hémodynamiques systémiques et hépatique chez la souris

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Dans ce film, la procédure de surveillance de l’hémodynamique systémique et hépatique et des souris est démontrée. La surveillance comprend l’acquisition des paramètres vitaux, de la pression artérielle systémique, de la pression veineuse centrale, de la pression veineuse porte, ainsi que du débit porte chez la souris. Ce qui est nécessaire pour la procédure de surveillance complète, c’est un ordinateur avec un tableau de laboratoire sept, un microscope stéréoscopique, un appareil d’anesthésie et un système DI.Composants Un système DI. Les composants comprennent le temps de transit, le périvasculaire, le débitmètre, le laboratoire d’alimentation et le pont quadruple. Pour l’acquisition de données, nous avons également besoin d’un conditionneur de température et de signal ECG pour l’enregistrement, la température et la fréquence cardiaques directives.Voici les instruments dont nous avons besoin. Les matériaux de suture dont nous avons besoin sont six zéro soie, six zéro proline, sept zéro proline, 10 zéro proline. Il s’agit du capteur de température, du capteur ECG et du capteur respiratoire.Il s’agit de la sonde de débit sanguin, MA one PSB pour la mesure du débit de la veine porte. Il s’agit de la sonde de débit sanguin, MA 0.5 PSB pour mesurer le débit de l’artère du corps, de l’artère carotide et de la veine uug. Il s’agit du Milli C Theater, un transducteur de pression très sensible pour mesurer la pression artérielle.Calibrage de théâtre Milli C. Connectez un capteur Miller aux deux canaux Miller, qui sont réglés pour l’acquisition de la pression de la veine porte. Insérez la pointe du capteur Miller dans la colonne d’eau millimétrique.Tout d’abord, réglez la valeur de la colonne d’eau sur zéro centimètre d’eau dans la fenêtre du graphique de laboratoire sept. Choisissez le pont, amplifier et le mettre à zéro.Exécutez la progression, puis arrêtez. Et de cette façon, nous pouvons obtenir la valeur de référence à zéro centimètre d’eau.Réglez ensuite la valeur de la colonne d’eau sur 20 centimètres d’eau. Exécutez la progression, puis arrêtez-vous ici. La ligne de base de 20 centimètres de colonne d’eau est indiquée.Choisissez des unités dans la fenêtre. Réglez la ligne de base de zéro et 20 centimètres d’eau à la valeur de tension correspondante. Ajustez l’appareil à l’étalonnage centimétrique de la sonde de débit sanguin d’eau.Mettez la sonde dans de l’eau déminéralisée. Connectez la sonde avec le système de sonde à flux transsonique et la fenêtre de bette à carde de laboratoire. Choisissez l’amplification d’entrée pour mettre la sonde de débit à zéro.Ajustez les unités. Appuyez sur le bouton pour tester le canal afin de collecter le signal. Si le signal comporte trois à quatre barres, cela signifie que le signal est bon.Dans le cas où un bon signal est acquis, nous pouvons continuer. Appuyez sur le bouton pour voir le canal routier et le canal d’échelle pour voir si la valeur a été calibrée ou non. Appuyez sur le bouton Pour mesurer le canal pour une mesure ultérieure et Ize la souris avec 2 % de fluor ISO et 0,3 millilitre par minute d’oxygène.Fixez la souris sur la table d’opération avec un coussin chauffant. Placez un coussin de gaze sous le cou pour une exposition optimale du champ d’opération. Insérez les aiguilles ECG par voie sous-cutanée dans la pause.Placez le capteur respiratoire sous le dos de la souris. Placez la sonde de température dans le rectum de la souris. Enregistrez la température, l’ECG et la fréquence respiratoire de la souris en laboratoire.Graphique sept opération du cou pour la surveillance cardiovasculaire systémique. Désinfectez le cou de la souris. Identifiez la ligne médiane du cou, le point médian de la clavicule, l’angle de la mandibule.Faites une incision longitudinale de deux centimètres de l’angle de la mandibule au point médian de la clavicule à environ 0,5 centimètre sur le côté gauche de la ligne médiane. Cette animation démontrera l’anatomie du cou. Nous pouvons identifier la glande sous-mandibulaire immédiatement après l’ouverture de l’incision.Après avoir retourné la glande sous-mandibulaire, nous pouvons identifier la veine ulaire externe et ses branches. Sous la veine ulaire, nous pouvons voir la couche musculaire, y compris le muscle mastoïdien sternal, le ventre supérieur de l’omohyoïde et le muscle hyoïdien sternal. Après avoir écarté ces muscles, nous pouvons identifier l’artère carotide en mettant l’accent sur l’artère carotide et la veine ula externe.Ces deux récipients sont nécessaires pour l’insertion des ceds. Ici, nous allons démontrer la procédure chirurgicale. Tout d’abord, disséquez la sous-glande, retournez-la et couvrez-la de gaze salée.Nous pouvons identifier la veine eula externe. Disséquez immédiatement la veine ugla et placez 3 6 0 sutures en soie, une pour la ligature et les deux autres pour la fixation. Libérez la paroi du vaisseau en coupant le tissu adipeux à la surface de la veine.Assurez-vous de ne pas blesser la paroi du récipient, sinon cela provoquerait de graves saignements. Ensuite, séparez le muscle mastoïdien sternal de Platon, le ventre supérieur de l’omohyoïde et le muscle oïde stern. Écartez le muscle mastoïdien sternal à l’aide d’un écarteur.Ensuite, nous pouvons identifier l’artère carotide. Disséquez l’artère carotide et placez trois sutures pour la fixation et la ligature avec six mesures de débit sanguin de l’artère carotide en soie zéro. Placez la sonde transsonique MA 0.5 PSB autour de l’artère carotide.Gardez-le stable. Optimisez le contact à l’aide de gel à ultrasons ou de solution saline. Enregistrez le débit sanguin de l’artère carotide comme indiqué sur le petit écran de l’appareil transsonique.À l’aide du tableau de laboratoire sept, retirez la sonde une fois la mesure terminée. La mesure de la pression de l’artère carotide ligature l’extrémité distale de la pince de l’artère carotide. Son extrémité proximale.Attachez les sutures de fixation sans serrer pour plus tard. Fixation du Millia Theater Placez une suture de levage à l’aide de 10 zero proline sur la paroi antérieure. Pour faciliter l’ouverture de l’incision, faites une petite incision sur la paroi antérieure du vaisseau.Insérez le Millia Theater et fixez-le. Relâchez la pince. Enregistrez la pression de l’artère carotide à l’aide du tableau de gauche, sept mesures du débit sanguin de la veine ulo.Mesurez le débit sanguin de la veine ulo à l’aide de la corde d’écoulement transsonique MA 0.5 P sb. Enregistrez le débit. Retirez la sonde Après avoir terminé la mesure, la mesure de la pression veineuse centrale Clampez l’extrémité proximale de la veine ulaire comme ligaturez l’extrémité distale.Découpez une petite incision à l’aide de micro-ciseaux. Insérez le cathéter rempli de liquide, fixez-le avec des lignes de suture pré-placées. Relâchez la pince.Enregistrer l’opération abdominale de la pression veineuse centrale pour l’acquisition de l’hémodynamique hépatique. Faites une incision transversale sur l’abdomen. Sortez les intestins vers le côté gauche et couvrez-les de gaze humide.Après avoir déplacé les intestins, nous pouvons identifier la veine inférieure kava, la veine porte, l’artère hépatique commune et la mesure correcte du débit sanguin porte de l’artère hépatique. Disséquer la veine porte. Placez six sutures de soie zéro sous la veine porte pour faciliter le soulèvement du vaisseau.Placez la sonde de débit MA one PSB autour de la cuve. Mesurez son débit sanguin. Enregistrez les données, retirez la sonde.Après avoir terminé la mesure, la mesure du débit de l’artère hépatique commune, identifiez l’artère hépatique commune, disséquez-la avec précaution. Placez 1 6 0 Suture en soie pour faciliter le soulèvement du vaisseau. Placez la sonde de débit MA 0.5 PSB.Mesurez son débit sanguin et acquérez les données. Retirez la sonde Après avoir terminé le portail de mesure, la mesure de la pression de la veine, choisissez une branche de la veine mésentérique avec peu de branches de site, qui s’écoule directement dans la veine porte, comme indiqué dans le lieu d’animation. Deux sutures de fixation autour de la veine.Ils serviront plus tard à réparer la place milli de cèdre. Deux sutures à l’aide de 10 zéro proline. On peut également en placer un suture liftante sur la paroi interne de la veine, ce qui devrait faciliter le lifting de la paroi avant.Pour ouvrir complètement l’incision, faites une petite incision sur la veine à l’aide de micro-ciseaux. Insérez le milli CED dans la veine mésentérique. Avancez jusqu’à la confluence de la veine porte pour acquérir la pression de la veine porte.Nous allons maintenant démontrer la procédure chirurgicale de mesure du portail. La pression veineuse ligature l’extrémité distale de la veine mésentérique sélectionnée. De petites branches ligaturées ont placé deux sutures de fixation à l’aide de six proline zéro.Le point clé de cette procédure est d’éviter de toucher l’artère mésentérique. Lors de la ligature de la pince veineuse, l’extrémité proximale de la veine. Placez deux sutures de maintien à l’aide de 10 zero proline des deux côtés de la veine.Des saignements se produiront car les sutures de séjour doivent pénétrer la paroi vasculaire de la veine mésentérique fine. Utilisez du micross fin pour faire une petite incision obliquement à un angle de 45 degrés. Insérez doucement le théâtre milli C et fixez-le.Relâchez la pince. Insérez le milli C Theater jusqu’à ce qu’il atteigne la confluence de la veine porte, enregistrez la pression de la veine porte. Le cathéter peut rester en place jusqu’à la fin de la procédure expérimentale.Malgré la petite taille des paramètres vitaux, l’hémodynamique systémique et hépatique peut être surveillée même chez la souris. Jusqu’à présent, cette procédure que nous avons utilisée est adaptée pour évaluer les effets hémodynamiques hépatiques dans des expériences aiguës ou finales. Nous avons déjà recueilli des paramètres hémodynamiques normaux chez la souris et appliqué cette procédure à une hépatectomie partielle à 70 % et à un clampage de l’anse hépatique.Expérimentez pour observer les changements de perfusion hépatique. Les paramètres vitaux tels que la fréquence respiratoire, la fréquence cardiaque sont évidemment beaucoup plus élevés que dans le rouge, ce qui signifie que la pression artérielle systémique et la pression veineuse ulsale sont similaires à celles des rouges et même similaires aux données humaines. Les données hémodynamiques hépatiques sont évidemment différentes.Le débit sanguin total et normalisé varie entre 1,6 et 2,3 millilitres par minute Le débit dans l’artère hépatique varie normalement de 0,1 à 0,35 millilitre par minute. La pression portale est dans la gamme de 4,4 à 11,2 centimètres d’eau, la pression moyenne de la veine porte avant et après une hépatectomie partielle de 70 % avec de l’eau de 6,9 et 11,4 centimètres, ce qui coïncidait avec les variations chez l’homme ou d’autres animaux de laboratoire. Elle indique que cette procédure de surveillance directe est sensible et précise pour évaluer ces paramètres hémodynamiques.Les résultats de l’expérience de clampage du lobe hépatique ont montré que les petits changements de perfusion hépatique pouvaient être détectés par cette procédure de surveillance. Par conséquent, cette procédure peut être utilisée dans de nombreux domaines de recherche expérimentale tels que la chirurgie hépatobilaire et l’intervention pharmacologique pour documenter les changements hémodynamiques. Subséquemment.

monitoring-of-systemic-and-hepatic-hemodynamic-parameters-in-mice

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

L'échocardiographie transthoracique propose une méthode non invasive pour l'évaluation de la fonction cardiaque chez la souris. Une combinaison de l'échographie Doppler et les modalités d'imagerie peuvent être utilisées pour obtenir des mesures dimensionnelles du cœur et la circulation sanguine intracardiaque, qui, ensemble, fournissent une évaluation de la performance cardiaque et systolique diastolique.

L&#39;échocardiographie transthoracique chez la souris

L’objectif de ce protocole est d’évaluer la pression artérielle systémique chez des souris conscientes se déplaçant librement à l’aide de dispositifs de radiotélémétrie implantables.

Mesure la pression artérielle à long terme chez la souris Librement mobile à l&#39;aide de télémesure

L'hémorragie incontrôlée, une cause importante de mortalité chez les patients traumatisés, peut être modélisée en utilisant une lacération standard du foie dans un modèle murin. Ce modèle entraîne une perte de sang constante, une survie et permet de tester des agents hémostatiques. Cet article fournit le processus étape par étape pour effectuer ce modèle précieux.

Choc hémorrhagique incontrôlable modélisé par la lacération du foie chez les souris avec une surveillance hémodynamique en temps réel

Nous décrivons ici un protocole détaillé pour les mesures envahissantes des paramètres hémodynamiques, y compris la pression portale, débit sanguin splanchnique et hémodynamique systémique afin de caractériser le syndrome d’hypertension chez les rats.

Envahissante hémodynamique caractérisation du Syndrome chez les Rats cirrhotiques portail-hypertendus

Ici, nous décrivons et comparons deux positions pour obtenir la vue apical à quatre chambres chez les souris. Ces positions permettent la quantification de la fonction ventriculaire droite, fournissent des résultats comparables, et peuvent être utilisées de façon interchangeable.

Mesure échocardiographique des paramètres diastoliques ventriculaires droits dans la souris

Ici, nous présentons un protocole pour effectuer une évaluation hémodynamique invasive du ventricule droit et de l'artère pulmonaire chez les souris utilisant une approche de chirurgie à coffre ouvert.

Évaluation hémodynamique invasive pour le système ventriculaire droit et l'hypertension artérielle pulmonaire induite par l'hypoxie chez les souris

Ce protocole fournit une procédure étape par étape pour l’exécution de l’administration de plusieurs doses de bolus intraveineux et la surveillance hémodynamique invasive chez la souris. Les chercheurs peuvent utiliser ce protocole pour le dépistage futur de composés thérapeutiques pour l’hypertension artérielle pulmonaire.

Dosage multiple de bolus intraveineux et évaluation hémodynamique invasive dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par l’hypoxie chez la souris

La pulsatilité de l’hormone lutéinisante (LH) est une caractéristique de la fonction reproductive. Nous décrivons un protocole d’activation à distance de populations neuronales spécifiques lié à un prélèvement sanguin automatisé en série. Cette technique permet une modulation hormonale chronométrée, un multiplexage et une minimisation des effets de manipulation sur les niveaux de LH chez des animaux conscients en mouvement libre et non dérangés.

Activation neuronale à distance couplée à un prélèvement sanguin automatisé pour induire et mesurer l’hormone lutéinisante circulante chez la souris

L’échographie Doppler ultrarapide (UFUS) avec une résolution spatiale (100 μm) et une sensibilité élevées représente une modalité d’imagerie non invasive appropriée pour obtenir une vue qualitative complète du système vasculaire hépatique. L’UFUS facilite également les mesures quantitatives de la microvascularisation, dans le but d’améliorer notre compréhension des mécanismes des maladies vasculaires.

Imagerie et quantification du système vasculaire hépatique de souris à l’aide de l’échographie Doppler ultrarapide

Perte du réflexe de redressement a longtemps servi comme un substitut de comportement standard pour la perte de conscience, aussi appelé l'hypnose, chez les animaux de laboratoire. Altérations de la sensibilité anesthésique volatil causés par des interventions pharmacologiques peuvent être détectés avec un système d'évaluation à haut débit soigneusement contrôlé, qui peut être adapté pour la livraison de toute thérapeutique inhalé.

Évaluer les changements dans volatils anesthésie générale sensibilité des souris après l&#39;intervention pharmacologique local ou systémique

Apprenez la surveillance des paramètres hémodynamiques systémiques et hépatiques chez la souris. Cette méthode permet d'acquérir la pression artérielle, la pression veineuse centrale et le débit sanguin portail avec précision.

Surveillance des paramètres hémodynamiques systémiques et hépatique chez la souris

Explorer plus de vidéos