Name: Embolique Artère cérébrale moyenne occlusion (MCAO) pour AVC ischémique avec homologues caillots sanguins chez les rats (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Apprenez à créer un modèle d'AVC ischémique par occlusion embolique de l'artère cérébrale moyenne chez le rat à l'aide de caillots sanguins homologues. Cette méthode reproduit fidèlement les conditions humaines pour l'étude des thérapies thrombolytiques.

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Ce travail a été soutenu par des subventions des National Institutes of Health HL087990 (G.L.).

Déclaration éthique: adultes rats Sprague-Dawley mâles (pesant 330-380 g) ont été utilisés dans ce protocole. Ce protocole a été approuvé par le Comité institutionnel de protection des animaux et l&#39;utilisation (IACUC) à la LSU Health Science Centre-Shreveport et est en conformité avec le «Guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire de (huitième édition, National Academy of Sciences, 2011 ). 1 Préparation de modification PE-50 Tube <ol><li> Tenir un long tube PE-50 de 30 cm au-dessus d&#39;un feu de gaz par les mains, adoucir progressivement le tube. Étirez délicatement le tube. </li><li> Sélectionnez un point sur ​​le tube étiré en utilisant un compas numérique (Figure 1), marquer et couper le PE-tube de 50 modifié en un segment de 25 cm avec une longue pointe de 1 cm (diamètre extérieur: 0,30 à 0,34 mm). </li></ol> 2 Préparation des homologues caillots sanguins <ol><li> Anesthésier le rat avec de l&#39;isoflurane (5% pour l&#39;induction, l&#39;entretien de 2-3%) dans 70% de N 2 O et 30% O &lt;sub&gt; 2 par un masque avant la collecte de sang. Confirmez l&#39;anesthésie par une pincée de pointe. </li><li> Effectuer fémorale cathétérisme artériel d&#39;un rat des bailleurs de fonds avec la méthode publiée le 4 et le transfert de sang de l&#39;artère fémorale directement dans un 20 cm de long PE-50 tube. Placer le tube pendant 2 heures à la température ambiante à un caillot de sang, puis conserver le tube pendant 22 heures à 4 ° C. Remarque: Le cathétérisme est réalisée en utilisant une technique aseptique, comme décrit dans l&#39;étape 3.1. Le rat des bailleurs de fonds est récupérée pour d&#39;autres échantillonnages. </li><li> Couper le tube PE-50 en 50 mm segments et débusquer le caillot du tube dans une boîte de Pétri stérile contenant une solution saline normale. </li><li> Transférer les 50 mm de long dans un caillot de 60 mm de long 10 PE-tube et connecter chaque extrémité de tube PE-10 à 20 cm de long PE-50 tube relié à une seringue ml contenant une solution saline normale avec aiguille 23 G (figure 2) . </li><li> Déplacer le caillot par mouvement alternatif continu d&#39;une seringue à l&#39;autre pendant 5 minutes, ce qui peut éliminer les cellules sanguines à partir dele caillot et de réduire la fragilité du caillot coagulé extravasculaire, sans perturber le noyau de fibrine. </li><li> Couper le caillot dans un long segment de 40 mm et de transférer le segment de caillot dans un PE-50 cathéter modifié comme décrit dans l&#39;étape 1.2 dans des conditions aseptiques. Note: Tous les tubes de PE est stérilisé à l&#39;oxyde d&#39;éthylène. </li></ol> 3. embolique Artère cérébrale moyenne occlusion (figure 3A, B) <ol><li> Stériliser tous les instruments chirurgicaux par autoclavage (minimum 121 ° C, 15 PSI, pendant 15 min). Désinfectez la table d&#39;opération et du matériel chirurgical associé en utilisant 70% d&#39;éthanol. </li><li> Anesthésier le rat avec de l&#39;isoflurane comme décrit dans l&#39;étape 2.1. Testez la profondeur de l&#39;anesthésie en effectuant une pincée de pointe sur les deux pieds arrière, et tout mouvement observé (retrait de la patte) indique que l&#39;animal n&#39;est pas suffisamment anesthésié à faire de la chirurgie. Appliquez une petite quantité de pommade vétérinaire sur les deux yeux pour prévenir la sécheresse alors que sous anesthésie. Raser la fourrure sur le col et la tête re ventralerégions avec une tondeuse électrique pour exposer les zones de la peau. </li><li> Placez le rat en position couchée sur un coussin chauffant. Insérer une sonde rectale, de contrôle et de maintenir la température du corps entre 36,5 à 37,5 ° C en utilisant une unité de commande de couverture homéotherme. </li><li> Désinfectez la peau rasée et fourrure de 10% povidone-iode, suivie par 70% d&#39;éthanol. </li><li> Faire une incision médiane de 2 cm de long sur le col sous un microscope à dissection. Utilisez écarteurs pour exposer le champ opératoire et disséquer le droit commun artère carotide (CCA), l&#39;artère carotide externe (CEA), l&#39;artère carotide interne (ACI), et ptérygopalatine artère (PPA) gratuit de nerfs environnants et le fascia (figure 3A). Remarque: Avant la chirurgie, changer de gants stériles si aucun assistant aide à préparer l&#39;animal. </li><li> Disséquer le CCA libre des nerfs environnants (sans nuire à l&#39;nerf vague) et placer une suture de soie 5-0 stérile dans l&#39;artère. Faire un nœud coulant (n ° 1) et de saisir le fil de suture à l&#39;aide d&#39;un petit hemostat et tirez enseigné vers le corps. </li><li> Disséquer le CEA et ses deux branches, l&#39;artère occipitale (OA) et l&#39;artère thyroïdienne supérieure (STA). Coaguler deux branches à l&#39;aide d&#39;une unité électrique de vétérinaire. Placez deux morceaux de stériles 6-0 sutures de soie sous la CEA. </li><li> Séparer les deux soies placées sous l&#39;artère, une pièce de direction de la tête (extrémité distale) et l&#39;autre vers le corps. Attachez une ligature serrée (n ° 2) sur le côté le plus proche de la tête, saisir la soie avec de petites pinces hémostatiques et tirer enseigné vers la tête. Préparer un noeud lâche (n ° 3) avec l&#39;autre soie pour une utilisation ultérieure. </li><li> Disséquer la CIA et du PPA les nerfs environnants (sans nuire à l&#39;nerf vagal). Attachez le PPA avec une suture 6-0 (# 4). Faire un nœud coulant avec 6-0 suture autour de l&#39;ICA (n ° 5). Alternativement, couper le ICA à l&#39;aide d&#39;un clip microvasculaire. </li><li> Découpez un petit trou (moitié à travers) dans le CEA entre le serré (# 2) et en vrac (# 3) ligatures avec des ciseaux à ressort Vannas de style. Insérez le PE-50 modifié baignoiree contenant un caillot de sang dans l&#39;incision et l&#39;avance à la bifurcation de la CCA. Serrer la ligature lâche (n ° 3) autour de la lumière juste assez pour obtenir préserver la mobilité du tube à demeure. </li><li> Coupez le CEA sur le site de petit trou pour libérer le moignon et la position de la souche en dessous de la bifurcation de la CEA et de l&#39;ICA; ce qui permettra le tube modifié glisser facilement dans l&#39;ACI. Ouvrez la CIA et de faire avancer doucement le tube de la lumière de la CEA dans le ICA jusqu&#39;à la pointe du cathéter atteint l&#39;origine de la MCA (~ 17 mm de la bifurcation). Remarque: Avant d&#39;insérer le bout de tube dans le CEA, stérile la surface extérieure du tube avec 70% d&#39;éthanol, puis laver avec du sérum physiologique stérile. </li><li> Injecter le caillot à travers le cathéter PE-50 modifié avec 10 ul de solution saline plus de 10 secondes en utilisant une seringue Hamilton de 100 pi (figure 3B). </li><li> Retirer le cathéter de la CEA 5 minutes plus tard. Attachez le CEA et rouvrir CCA. Suturer l&#39;incision dans le cou. </li></ol> 4. surveillance régionale du débit sanguin cérébral (DSCr) <ol><li> Avant l&#39;occlusion de la MCA, faire une longue incision de 1,2 cm de la ligne médiane dans le cuir chevelu afin d&#39;exposer l&#39;os du crâne. Retirez les tissus sur l&#39;os du crâne avec un grattoir dentaire et les swaps de coton stérile. Remarque: Avant la chirurgie, la zone du cuir chevelu exposé et fourrure de sont désinfectés avec 10% de povidone-iode, suivie par 70% d&#39;éthanol. </li><li> Percer un trou de diamètre de fraise de 1,5 mm située à 2 mm et 5 mm postérieur au bregma latérale en utilisant une fraise sphérique en acier inoxydable de 0,7 mm (figure 4). REMARQUE: Gardez la dure-mère intacte. </li><li> Placer la sonde de 0,5 mm au-dessus de la surface de la dure-mère. Surveiller le débit sanguin cérébral à 0 (niveau de référence), 5, 15, 30, 60, 90 et 120 minutes après l&#39;embolisation et continuer à 5, 15, 30, 45, et 60 minutes après l&#39;administration intraveineuse de tPA. Après la dernière mesure du débit sanguin cérébral, l&#39;incision du cuir chevelu est fermée par suture. Remarque: Avant de cou incision nous mesurer DSCr comme base avant MCA Occlusion. Poster MCA occlusion nous mesurer DSCr après la fermeture de suture de l&#39;incision du cou. Ainsi, l&#39;incision du cou est maintenu stérile. </li></ol> Soins 5. post-opératoire <ol><li> Injecter 2,5 ml de solution saline sous-cutanée pour prévenir la déshydratation et injecter Buprenex (0,05 mg / kg, SC) immédiatement après la chirurgie et tous les 6-12 heures comme nécessaire pour soulager la douleur. </li><li> Arrêtez l&#39;isoflurane. Placez le rat dans une chambre de récupération vétérinaire 37 ° C (garder au chaud des animaux) et de garder observation. Il faut généralement 10 min pour le rat de récupérer de l&#39;anesthésie. Ensuite, mettre l&#39;animal dans une cage stérilisé, placer un peu de nourriture mouillée dans une boîte de Petri dans la cage, et retourner la cage à la salle de stérilisation des animaux. </li><li> 24 heures après l&#39;accident vasculaire cérébral, euthanasier le rat avec une overdose de pentobarbital de sodium (100 mg / kg de poids corporel, IP). </li></ol> 6. neurologique déficit Score <ol><li> Effectuer le score Bederson avant et à 2 heures après l&#39;embolisation. Utilisez un classement scale de 0-3 comme décrit précédemment 5: 0, augmenter le rat par la queue, l&#39;animal étendant les deux pattes avant sur ​​le sol et ne présentant pas d&#39;autres déficits (mouvement normal); 1, portant le rat par la queue, fléchir la patte antérieure controlatérale; 2, diminution de la résistance à poussoir latéral (et des membres antérieurs flexion) sans indirecte; 3, le même comportement que de grade 2 avec des cercles. NOTE: Les rats montrant Bederson score = 0 (pas de déficit) à 2 h après l&#39;embolisation sont exclus de l&#39;étude. </li></ol>

<ol><li>Overgaard, K., Sereghy, T., Boysen, G., Pedersen, H., Høyer, S., Diemer, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+reproducible+cerebral+infarction+using+thrombotic+blood+clot+emboli%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">A rat model of reproducible cerebral infarction using thrombotic blood clot emboli.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 12 (3), 484-490 (1992).</li>
<li>Zhang, R. L., Chopp, M., Zhang, Z. G., Jiang, Q., Ewing, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+focal+embolic+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">A rat model of focal embolic cerebral ischemia.</a> Brain Res. 766 (1-2), 83-92 (1997).</li>
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<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling%2C+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J Vis Exp. 59 (3496), (2012).</li>
<li>Bederson, J. B., Pitts, L. H., Tsuji, M., Nishimura, M. C., Davis, R. L., Bartkowski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+middle+cerebral+artery+occlusion%3A+evaluation+of+the+model+and+development+of+a+neurologic+examination%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination.</a> Stroke. 17 (3), 472-476 (1986).</li>
<li>Henninger, N., Bouley, J., Bråtane, B. T., Bastan, B., Shea, M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+Doppler+flowmetry+predicts+occlusion+but+not+tPA-mediated+reperfusion+success+after+rat+embolic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Laser Doppler flowmetry predicts occlusion but not tPA-mediated reperfusion success after rat embolic stroke.</a> Exp Neurol. 215 (2), 290-297 (2009).</li>
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<li>Taniguchi, H., Andreasson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hypoxic-ischemic+encephalopathy+model+of+perinatal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">The hypoxic-ischemic encephalopathy model of perinatal ischemia.</a> J Vis Exp. 21 (955), (2008).</li>
<li>Sicard, K. M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+focal+brain+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Transl+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of focal brain ischemia.</a> Exp Transl Stroke Med. 1 (7), (2009).</li>
<li>Florian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+hypothermia+reduces+infarct+volume+in+aged+rats+after+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia.</a> Neurosci Lett. 438 (2), 180-185 (2008).</li>
<li>Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+hyperthermia+on+infarct+volume+in+focal+embolic+model+of+cerebral+ischemia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats.</a> Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).</li>
<li>Westendorp, W. F., Nederkoorn, P. J., Vermeij, J. D., Dijkgraaf, M. G., van de Beek, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-stroke+infection%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurol%22%5BJournal%5D)">Post-stroke infection: a systematic review and meta-analysis.</a> BMC Neurol. 11 (110), (2011).</li>
</ol>

Nous n’avons pas d’intérêts potentiellement conflictuels à divulguer.

Dans cette étude, nous avons démontré un procédé standard pour exécuter un modèle d&#39;AVC embolique MCAO chez le rat, dans lequel l&#39;origine de la MCA est occluse par un caillot de fibrine riche. Le principal avantage de ce modèle est: l&#39;occlusion de la tige de MCA avec un caillot de sang fibrine riche est semblable à un coup de thromboembolique chez les humains, le modèle de course embolique est apte à effectuer une enquête préclinique de la thérapie fibrinolytique, et que ce modèle peut se développer un volum...

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.
The institution "Louisiana State University Health Science Center" was changed to "Louisiana State University Health Science Center, Shreveport".

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.

Erratum: Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

L&#39;AVC est la troisième cause de décès aux États-Unis, mais les options de traitement de l&#39;AVC aigu reste limitée. À l&#39;heure actuelle, l&#39;injection intraveineuse de l&#39;activateur du plasminogène tissulaire recombinant (tPA) à dissoudre les caillots de sang est le traitement le plus efficace pour un AVC ischémique aigu. Cependant, l&#39;utilisation de tPA est limitée par la fenêtre thérapeutique étroite et par un risque accru d&#39;hémorragie intracérébrale. Par conséquent, un modèle de course adapté à la recherche thrombolytique est urgent. L&#39;artère cérébrale moyenne (MCA) est l&#39;artère occluse le plus souvent dans la course chez les humains. Axé sur cette artère, de nombreux modèles animaux d&#39;AVC ischémique ont été mis en place. À l&#39;heure actuelle, deux grands types de rongeurs focal modèles d&#39;ischémie par occlusion MCA ont été développés: suture modèle OACM et embolique OACM modèle. Bien que les modèles MCAO via la technique de suture intraluminale ont été largement utilisés dans la recherche de la course mécanisme axé, ces modèles de suture ne le font pasaccident vasculaire cérébral humain imiter, car jusqu&#39;à 80% des AVC sont causés par des droits de thrombose ou d&#39;embolie. Cependant, le modèle de embolie utilisant des caillots de sang imite étroitement course humaine et est considéré comme approprié pour l&#39;étude thrombolytique. Ce modèle embolique a été d&#39;abord développé chez le rat par Overgaard et al. 1 en 1992 et caractérisé en outre par Zhang et al., En 1997 2 et par Dinapoli et al., En 2006 3. Bien embolique OACM a attiré l&#39;attention de plus en plus, il ya des problèmes techniques rencontrés par de nombreux laboratoires. Dans cet article, nous démontrons une méthode standard pour la production embolique OACM avec des caillots de sang homologue chez le rat adulte, qui peuvent se développer un infarctus prévisible dans le territoire de l&#39;ACM. Les techniques présentées dans cet article devraient aider les chercheurs à surmonter les problèmes techniques pour la création de ce modèle pour la recherche de la course.

<table><tbody><tr><td>rh-tPA</td><td>Chemical</td><td>Genentech</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium</td><td>Chemical</td><td>Sigma</td><td>T8877</td></tr><tr><td>Équipement de vaporisateur d’anesthésie</td><td></td><td>Soma Technology</td><td>Drager Vapor 19.1&nbsp ; &nbsp ;</td></tr><tr><td>Micro-perceuse rechargeable à grande vitesse</td><td>Équipement</td><td>Outils de sciences fines</td><td>18000-17</td></tr><tr><td>Ciseaux incurvés</td><td>Équipement</td><td>Outils de sciences fines</td><td>14117-14</td></tr><tr><td>Pinces Dumont (Médical #7)</td><td></td><td>Équipement Outils de sciences fines</td><td>11270-20</td></tr><tr><td>Pinces Dumont (Médical #5)</td><td></td><td>Équipement Outils de sciences fines</td><td>11251-35</td></tr><tr><td>Ciseaux</td> <td>à ressort de style VannasEquipement</td><td>Outils pour les sciences fines</td><td>15000-03</td></tr><tr><td>Chambre de récupération vétérinaire</td><td>Équipement&nbsp ;</td><td>Peco Services&nbsp ;</td><td>V1200° ; &nbsp ;</td></tr><tr><td>Pompe à seringue Genie plus</td><td>Équipement</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td></td></tr><tr><td>Matrice cérébrale de rat</td><td>Équipement</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>RBMA-310C</td></tr><tr><td>Pied à coulisse numérique&nbsp ;</td><td>Equipement</td><td>World Precision Instruments</td><td>501601</td></tr><tr><td>Microscope de dissection</td><td>Equipement</td><td>World Precision Instruments</td><td>PZMTIII-BS-LWD</td></tr><tr><td>Seringue Hamilton</td><td>Equipement</td><td>Hamilton</td><td>model 710</td></tr><tr><td>Unité de commande de couverture homéothermique</td><td>Equipement</td><td>Harvard Appareil</td><td></td>Harvard</tr><tr><td>Tondeuse électrique</td><td>Equipement</td><td>Braintree Scientific</td><td>CLP-9931</td></tr><tr><td>Unité électrochirurgicale vétérinaire</td><td>Équipement</td><td>MACAN Manufacturing Company</td><td>MV-9</td></tr><tr><td>Débitmètre sanguin</td><td>Équipement</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 4/30</td><td>Équipement</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>LabChart 7.2</td><td>logiciel</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>1 ml seringue</td><td>Consommable</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>309659</td></tr><tr><td>Consommable</td><td>à l’aiguille 23 G</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305143</td></tr><tr>Consommable à<td>l’aiguille 30 G</td><td>Consommable</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305106</td></tr><tr><td>tube PE-50</td><td>Consommable</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>427517</td></tr><tr><td>tube PE-10</td><td>Consommable</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>427400</td></tr><tr>6-0 <td>Consommable</td> de<td>suture en soie</td><td>Appareil de Harvard</td><td>723287</td></tr><tr><td>5-0 Suture en soie</td><td>Consommable</td><td>Appareil de Harvard</td><td>517607</td></tr></tbody></table>

embolique artère cérébrale moyenne occlusion (mcao) pour avc ischémique avec homologues caillots sanguins chez les rats

Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

Cliniquement, la thérapie thrombolytique avec l&#39;utilisation de l&#39;activateur du plasminogène tissulaire recombinant (tPA) reste le traitement le plus efficace pour l&#39;AVC ischémique aigu. Cependant, l&#39;utilisation de tPA est limitée par la fenêtre thérapeutique étroite et par un risque accru de transformation hémorragique. Il est urgent de développer des modèles de temps appropriés pour étudier de nouveaux agents thrombolytiques et des stratégies pour le traitement de l&#39;AVC ischémique. À l&#39;heure actuelle, deux grands types de modèles d&#39;AVC ischémiques ont été développés chez les rats et les souris: intraluminale suture OACM et embolique OACM. Bien que les modèles MCAO via la technique de suture intraluminale ont été largement utilisés dans la recherche de la course mécanisme axé, ces modèles de suture n&#39;imitent pas la situation clinique et ne sont pas adaptés pour les études thrombolytiques. Parmi ces modèles, le modèle OACM embolique imite étroitement AVC ischémique humaine et est adapté pour enquête préclinique d&#39;un traitement thrombolytique. Ce modèle embolique été d&#39;abord développé chez le rat par Overgaard et al. 1 en 1992 et caractérisé en outre par Zhang et al., en 1997 2. Bien embolique OACM a gagné plus d&#39;attention, il ya des problèmes techniques rencontrés par de nombreux laboratoires. Pour répondre aux besoins croissants en matière de recherche thrombolytique, nous présentons un modèle hautement reproductible de embolique OACM chez le rat, qui peut se développer un volume de l&#39;infarctus prévisible dans le territoire de l&#39;ACM. En bref, un tube de PE-50 modifié est doucement avancé à partir de l&#39;artère carotide externe (ECA) dans la lumière de l&#39;artère carotide interne (ICA) jusqu&#39;à ce que la pointe du cathéter atteigne l&#39;origine de la MCA. Par le cathéter, un seul caillot de sang homologue est placé à l&#39;origine de la MCA. Pour déterminer le succès d&#39;occlusion de la MCA, le débit sanguin cérébral régional a été contrôlée, des déficits neurologiques et des volumes d&#39;infarctus ont été mesurées. Les techniques présentées dans le présent document devraient aider les chercheurs à surmonter les problèmes techniques pour la création de ce modèle pour la recherche de la course. &lt;/ P&gt;

Laser Doppler (LDF) a été utilisé pour surveiller DSCr pendant l'induction de l'ischémie cérébrale 6,7. Beaucoup de laboratoires, y compris notre laboratoire ont utilisé DSCr pour identifier les animaux avec succès occlusion MCA, mais les seuils de référence varient entre les laboratoires qui sont liés au site de mesure. La sonde de la LDF est positionné à 2 mm en arrière et latéralement par rapport à 5 mm du bregma, comme décrit précédemment 6. DSCr a été contrôlée à 0, 5, 15, 30, 60, 90 et 120 mi...

Dans cet article, nous démontrons une méthode standard pour produire une occlusion embolique de l’artère cérébrale moyenne avec des caillots sanguins homologues (riches en fibrine) chez le rat adulte. Ce modèle imite étroitement l’AVC ischémique humain et convient à l’étude préclinique du traitement thrombolytique de l’AVC ischémique.

Embolique Artère cérébrale moyenne occlusion (MCAO) pour AVC ischémique avec homologues caillots sanguins chez les rats

Clinically, thrombolytic therapy with use of recombinant tissue plasminogen activator (tPA) remains the most effective treatment for acute ischemic ...

L’objectif global de cette procédure est de développer un modèle d’AVC embolique chez le rat. Ceci est accompli en ligaturant d’abord l’artère carotide commune temporairement avec un nœud coulant et l’artère carotide externe aussi serrée que possible. Placez ensuite une suture lâche autour de l’ECA au-dessus de la bifurcation.La deuxième étape consiste à isoler l’artère palatine tego et l’artère carotide interne et à les ligaturer temporairement avec des nœuds coulants. Ensuite, découpez un petit trou dans l’ECA entre les ligatures serrées et lâches. Ensuite, le tube P 50 modifié contenant un caillot sanguin est introduit dans l’ECA.Ensuite, le cathéter est inversé dans l’ICA et le tube est doucement avancé jusqu’à ce que l’extrémité du cathéter atteigne l’origine du MCA. La dernière étape consiste à injecter le caillot sanguin à travers le cathéter avec une solution saline, puis à retirer le cathéter de l’ECA cinq minutes plus tard. En fin de compte, 24 heures après l’AVC, la coloration TTC est utilisée pour montrer les zones d’infarctus dans les tranches de cerveau.Le principal avantage de cette technique, notre modèle d’AVC existant, comme le modèle MC, est que ce modèle d’AVC embolique imite étroitement l’homme est l’AVC et l’utilisation, adapté à l’étude préalable de la thérapie SLI pour l’AVC ischémique, démontrant que la procédure sera une défaillance du port Dr.A de mon laboratoire. Dr.Gene a plus de 10 ans d’expérience dans la réalisation de modèles de circuit rouge. La démonstration visuelle de cette méthode est une étape critique est la difficulté de nommer.Pour préparer le tube PE 50, ramollissez et étirez progressivement un tube PE 50 de 30 centimètres de long au-dessus d’un feu de gaz. Sélectionnez un point sur le tube extensible à l’aide d’un pied à coulisse numérique. Ensuite, coupez-le en un segment de 25 centimètres de long avec une pointe d’un centimètre de long et un diamètre extérieur compris entre 0,30 et 0,34 millimètre.Ensuite, prélevez le sang de l’artère fémorale d’un rat anesthésié avec un tube PE 50 de 20 centimètres de long. Placez le tube à température ambiante pendant deux heures pour que le sang coagule. Conservez ensuite le tube pendant 22 heures à quatre degrés Celsius.Coupez le tube PE 50 en segments de 50 millimètres et rincez le caillot du tube dans une boîte de Pétri stérile contenant une solution saline normale. Transférez le caillot de 50 millimètres de long dans un tube PE 10 de 60 millimètres de long. Connectez ensuite chaque extrémité du tube PE 10 à un tube PE 50 de 20 centimètres de long, qui est relié à une seringue d’un millilitre contenant une solution saline normale avec une aiguille de calibre 23 pour retirer les cellules sanguines sans perturber le noyau de fibrine, déplacez le caillot d’une seringue à l’autre et vice versa en continu pendant cinq minutes après cela, coupez le caillot en un segment de 40 millimètres de long et transférez-le dans un cathéter PE 50 modifié.Dans cette procédure, stérilisez tous les outils chirurgicaux par autoclave et désinfectez la table d’opération et le matériel chirurgical associé avec de l’éthanol à 70 %. Ensuite, anesthésie le rat avec de l’isofluor et assure-toi de la profondeur de l’anesthésie en effectuant un pincement des orteils sur les pattes arrière. Appliquez une petite quantité de pommade sur les yeux pour prévenir le dessèchement.Placez ensuite le rat en position couchée sur un coussin chauffant. Après cela, rasez la fourrure sur la région ventrale du cou avec la tondeuse électrique pour désinfecter la peau et la fourrure environnante avec 70 % d’éthanol. Insérez une sonde rectale et maintenez la température corporelle à environ 37 degrés Celsius à l’aide d’une unité de contrôle de couverture homéothématique.Ensuite, sous un microscope à dissection, faites une incision médiane de deux centimètres de long sur le cou. Utilisez les écarteurs pour exposer le champ opératoire. Disséquez le CCA sans endommager le nerf vague, et placez une suture stérile en soie cinq zéros sous l’artère.Faites un nœud coulant et tirez la suture vers le corps. Ensuite, disséquez l’ECA et ses deux branches, l’OA et le STA coagulent les deux branches à l’aide d’une unité électrochirurgicale vétérinaire, puis placez deux morceaux de suture stérile à six zéros sous l’ECA, séparez les deux sutures en soie placées sous l’artère, une pièce vers la tête et l’autre vers le corps. Attachez une ligature serrée du côté le plus proche de la tête.Saisissez la suture de soie avec de petits hémostatiques et tirez vers la tête. Préparez un nœud lâche avec l’autre suture en soie pour une utilisation ultérieure. Maintenant, disséquez l’ICA et le PPA des nerfs environnants sans endommager le nerf vagal.Attachez le PPA avec une suture à six zéro. Faites ensuite un nœud coulant autour de l’ICA ou coupez l’ICA à l’aide d’un clip microvasculaire. Ensuite, découpez un petit trou dans l’ECA entre les ligatures serrées et lâches avec des ciseaux à ressort de style vénitien.Insérez le tube PE 50 modifié contenant le caillot sanguin dans l’incision et avancez jusqu’à la bifurcation de l’ACC. Serrez la ligature lâche autour de la lumière juste assez pour préserver en toute sécurité la mobilité du tube à demeure. Coupez ensuite l’ECA à l’endroit du petit trou pour libérer la souche.Positionnez la souche sous la bifurcation de l’ECA et de l’ICA. Cela permettra au tube modifié de glisser facilement dans l’ICA. Ouvrez l’ICA et faites avancer doucement le tube de la lumière de l’ECA dans l’ICA jusqu’à ce que l’extrémité du cathéter atteigne l’origine de l’ACM.Injectez maintenant le caillot à travers le cathéter P 50 modifié avec 10 microlitres de solution saline pendant 10 secondes à l’aide d’une seringue Hamilton de 100 microlitres. Cinq minutes plus tard, retirez le cathéter de l’ECA, attachez l’ECA et rouvrez l’ECA par la suite, suturez l’incision sur le cou. Dans cette procédure, faites une incision médiane de 1,2 centimètre de long dans le cuir chevelu d’un rat anesthésié pour exposer l’os du crâne.Percez ensuite, un trou de fraise de 1,5 millimètre de diamètre situé à deux millimètres en arrière et à cinq millimètres latéralement de la bgma à l’aide d’une meule sphérique en acier inoxydable de 0,7 millimètre. Placez la sonde à 0,5 millimètre au-dessus de la surface de la dure-mère. Mesurez le RCBF à l’aide d’un débitmètre sanguin à 0, 5, 15, 30, 60, 90 et 120 minutes après l’embolisation, deux heures après l’embolisation.Traitez le rat avec TPA et surveillez continuellement le flux sanguin à 5, 15, 30, 45 et 60 minutes après le traitement TPA après la chirurgie, injectez 2,5 millilitres de solution saline dans l’animal par voie sous-cutanée pour prévenir la déshydratation et injectez Bren à 0,05 milligramme par kilogramme par voie sous-cutanée immédiatement après la chirurgie et toutes les six à 12 heures au besoin pour soulager la douleur. Arrêtez l’anesthésie au fluorure. Placez le rat dans une chambre de récupération vétérinaire à 37 degrés Celsius et continuez à le surveiller.Après environ 10 minutes, placez l’animal dans une cage stérilisée avec de la nourriture humide dans une boîte de Pétri avant de remettre la cage dans la salle de stérilisation des animaux. Deux heures après l’embolisation, le score neurologique est évalué à l’aide du score BESON. Les rats ne présentant aucun déficit sont exclus de l’étude ultérieure.Cette figure montre la mesure du RCBF à l’aide d’un débitmètre laser Doppler. L’injection de caillot a entraîné une réduction de plus de 70 % du RCBF de la valeur de référence. Traitement TPA deux heures après le caillot pendant 30 minutes restauré.RCBF près de la ligne de fond. Voici les photos représentatives montrant les caillots sanguins à l’origine de l’ACM et une AC 24 heures après l’AVC. Et ce sont les images représentatives des tranches de cerveau colorées par la TTC.24 heures après l’AVC Une fois maîtrisé Cette technique doit être réalisée en 30 minutes.

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L'induction chirurgicale d'une lésion cérébrale ischémique chez le rat est un modèle largement utilisé pour la recherche sur les AVC. Ici nous démontrons l'induction d'une ischémie cérébrale focale par occlusion de l'artère cérébrale moyenne. Visualisation de l'infarctus entraînant par coloration histologique et l'imagerie par résonance magnétique est également représentée.

Focale modèle d&#39;ischémie cérébrale par occlusion suture endovasculaire de l&#39;artère cérébrale moyenne chez le rat

Nous démontrons dans la vidéo un procédé pour produire une occlusion de l'artère cérébrale moyenne chez des souris adultes en utilisant un monofilament intraluminale. Nous montrons aussi comment évaluer l'étendue de l'infarctus cérébral par le chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC) coloration.

Modèle murin d&#39;occlusion artère cérébrale moyenne

Le intraluminale de l'artère cérébrale occlusion (MCAO) est le modèle le plus fréquemment utilisé chez les modèles expérimentaux ischémiques AVC. Ici, nous allons démontrer tout le modèle en détail avec le guide de Laser Doppler, et ses résultats représentatifs.

Intraluminale Occlusion Artère cérébrale moyenne (MCAO) Modèle pour l&#39;AVC ischémique avec guidage laser Doppler chez la souris

Cette vidéo montre la procédure d’occlusion distale permanente de l’artère cérébrale moyenne, ou MCAO, avec la ligature de l’artère carotide commune, ou ligature CCA, chez des rats âgés pour modéliser l’AVC ischémique. Cela bloque le flux sanguin vers le cerveau, entraînant la mort neuronale et générant un modèle pour étudier les mécanismes de l’AVC et les traitements potentiels.

Induction d’une ischémie par occlusion de l’artère cérébrale moyenne et de l’artère carotide commune dans un modèle de rat

Intraluminale filament une occlusion de l’artère cérébrale moyenne est le modèle le plus souvent utilisé en vivo d’accidents cérébrovasculaires chez les rongeurs. Une autre approche chirurgicale pour permettre la réparation de l’artère carotide commune est effectuée ici, qui permet à la reperfusion de l’artère carotide commune et une reperfusion intégrale sur le territoire de l’artère cérébrale moyenne.

Occlusion de l’artère cérébrale moyenne permettant une Reperfusion par l’intermédiaire de réparation de l’artère carotide commune chez les souris

Ici, nous présentons un protocole pour induire la dépression post-AVC chez les rats en occluant l’artère cérébrale moyenne via l’artère carotide interne. Nous utilisons le test de natation forcée Porsolt et le test de préférence de saccharose pour confirmer et évaluer les ambiances dépressives induites.

Une technique d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne pour induire la dépression post-AVC chez les rats

Ce protocole démontre un modèle unique d’AVC chez la souris avec un infarctus de taille moyenne et un excellent taux de survie. Ce modèle permet aux chercheurs en AVC préclinique de prolonger la durée de l’ischémie, d’utiliser des souris âgées et d’évaluer les résultats fonctionnels à long terme.

Un modèle modifié d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne transcrânienne pour étudier les résultats de l’AVC chez des souris âgées

Ce protocole décrit le modèle d’ischémie cérébrale focale transitoire chez la souris par occlusion intraluminale de l’artère cérébrale moyenne. De plus, des exemples d’évaluation des résultats sont présentés à l’aide de l’imagerie par résonance magnétique et de tests comportementaux.

Modèle d’occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne de l’AVC

Ici, nous présentons un protocole pour établir un modèle distal d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (dMCAO) par électrocoagulation transcrânienne chez les souris C57BL/6J et évaluons le comportement neurologique et les caractéristiques histopathologiques ultérieurs.

Induction de l’AVC ischémique aigu chez la souris à l’aide de la technique d’occlusion de l’artère moyenne distale

Le protocole actuel décrit un modèle de rat d’occlusion/reperfusion de l’artère cérébrale moyenne qui préserve la structure anatomique des vaisseaux cérébraux sans causer de dommages.

Un modèle chez le rat d’occlusion/reperfusion de l’artère cérébrale moyenne sans endommager la structure anatomique des vaisseaux cérébraux

L’objectif de cette étude était d’établir une méthode reproductible pour réaliser une craniectomie suivie d’une obstruction permanente et sélective de l’artère cérébrale moyenne chez le rat, pour une application dans des études expérimentales sur les déficits de la mémoire motrice et spatiale.

Occlusion sélective et permanente de l’artère cérébrale moyenne chez les rats : une approche expérimentale pour étudier les déficits de la mémoire motrice et spatiale

Apprenez à créer un modèle d'AVC ischémique par occlusion embolique de l'artère cérébrale moyenne chez le rat à l'aide de caillots sanguins homologues. Cette méthode reproduit fidèlement les conditions humaines pour l'étude des thérapies thrombolytiques.

Embolique Artère cérébrale moyenne occlusion (MCAO) pour AVC ischémique avec homologues caillots sanguins chez les rats

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