Name: Préparation de Mica charge bicouches lipidiques pour haute résolution microscopie optique dimagerie (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-07T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 48 s
Description: Apprenez une méthode simple pour préparer des bicouches lipidiques sur mica pour la microscopie à haute résolution. Cette technique utilise seulement 30 microlitres de vésicules lipidiques et facilite le suivi de molécules uniques.

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Les auteurs n&#39;ont aucun remerciements.

1. Mica et diapositives Préparation <ol><li> Lieu n ° 1 ½ (0,17 mm) des lamelles couvre en support de coloration. </li><li> Ultrasons pendant 30 min à 2% de détergent à 60 ° C. </li><li> Laver 20 fois avec de l&#39;eau désionisée. </li><li> Retirer les lames en utilisant des pinces et sécher à l&#39;air comprimé ou de l&#39;azote. </li><li> Couper la feuille de mica en 10 x 10 mm morceaux carrés à l&#39;aide de ciseaux ou d&#39;une lame de rasoir. </li><li> Couper chaque morceau de mica en 2-3 folioles minces en utilisant une lame de rasoir. NOTE: Cette étape nécessite l&#39;utilisation de lame tranchante. </li></ol> 2. Assemblée Mica et de la Chambre de montage <ol><li> Clean lame de verre microscopiques avec de l&#39;éthanol. </li><li> Colle notice de mica couper à l&#39;étape 1.6 de lame de verre avec de la colle optique. Adhésif à faible viscosité est conseillé de mieux étaler la goutte et coller le mica. </li><li> Durcir sous la lampe UV, 10 min. NOTE: L&#39;adhésif est durci par la lumière UV avec une absorption maximale dans la plage de 350 à 380 nm et l&#39;énergie recommandé requIRED pour la guérison complète est de 4,5 J / cm 2. Cependant, les différentes sources de lumière peuvent être utilisés pour cette étape (voir documents fournis par le fournisseur de l&#39;adhésif). </li><li> Exposer une surface de mica nettoyer en enlevant les quelques premières couches avec du scotch. </li><li> Placer petite goutte (~ 20 um) d&#39;adhésif optique sur la surface du mica. NOTE: A ce stade, colle à haute viscosité avec le niveau d&#39;autofluorescence faible est conseillé. Notre expérience a montré que l&#39;utilisation de la combinaison de bas (étape 2.2) et les adhésifs haute viscosité augmente de manière significative l&#39;efficacité de mica fractionnement (étape 2.7). </li><li> Placer doucement la lamelle fraîchement nettoyée sur la goutte de colle, en évitant les bulles d&#39;air, laisser reposer pendant 1 min. </li><li> Durcir sous la lampe UV, 10 min. REMARQUE: après cette étape, le sandwich de lame de verre, le mica et la lamelle peut être stocké pendant une relativement longue période de temps (jusqu&#39;à quelques semaines). Passez à l&#39;étape suivante, juste avant la préparation SLB réelle, pour s&#39;assurer que la surface du mica est frais. REMARQUE: Adhésif est durci par la lumière UV avec une absorption maximale de l&#39;ordre de 350 à 380 nm et l&#39;énergie recommandé nécessaire pour la guérison complète est 4.5J/cm 2. Cependant, les différentes sources de lumière peuvent être utilisés pour cette étape (voir documents fournis par le fournisseur de l&#39;adhésif). </li><li> L&#39;aide d&#39;un couteau exacto, démonter doucement la lamelle de lame de verre de côté comme le montre la vidéo. Dans la plupart des cas, une couche mince et plat de mica restera attaché à la lamelle. Mica attaché à lame de verre peut être réutilisé (répéter l&#39;étape 2.4). </li><li> Vérifier la qualité de surface à l&#39;oeil nu ou sous un microscope à dissection, afin de s&#39;assurer que la couche de mica est encore collée sur la lamelle couvre-objet et n&#39;a pas été complètement enlevé au cours de fractionnement à l&#39;étape 2.8. Faire une petite égratignure avec une pince à dissection ou aiguille aidera à distinguer entre l&#39;adhésif qui a une consistance détectable différente de mica. </li><li> Retirer le joint en caoutchouc du flacon d&#39;un plafond de 1,5 ml et coller le bouchon à l&#39;envers à la surface à l&#39;aide optiqueadhésif ou vernis à ongles, et traitement avec la lampe UV, ou laissez sécher à l&#39;air 10 min, respectivement. NOTE: Si l&#39;échantillon est préparé pour une utilisation simultanée optique (TIRFM ou confocale) avec l&#39;imagerie AFM, un ml flacon plafond de 1,5 pourrait être trop petit pour monter la tête AFM sur la platine du microscope. Dans ce cas, le bouchon peut être substitué par un joint torique en plastique avec un diamètre plus grand, adapté pour le montage tête AFM. Dans le cas où l&#39;expérience, il faut enlever le bouchon sans endommager la surface de mica, de la graisse de silicone peut être utilisé à la place de la colle ou le vernis à ongles. </li></ol> 3. Pris en charge bicouche lipidique (SLB) Formation <ol><li> Placez solution de liposomes fraîchement préparé dans la chambre avec la surface. Le volume minimum requis pour la formation SLB est ~ 30 pl. NOTE: Pour plus de détails sur le liposome et formation SLB, se référer aux protocoles publiés, tels que tels que sac et al, 2014 15.. </li><li> Procéder à la formation SLB utilisant le protocole souhaité. Pendant l&#39;incubation etl&#39;imagerie, la chambre peut être placé dans un bloc thermique ou platine chauffante de microscope pour maintenir une température requise pour maintenir les lipides utilisés au-dessus de leur température de fusion. </li></ol>

<ol><li>Giocondi, M. -C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+topography+of+membrane+domains%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+Biophysica+Acta+%28BBA%29+-+Biomembranes%22%5BJournal%5D)">Surface topography of membrane domains.</a> Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1798, 703-718 (2010).</li>
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<li>El Kirat, K., Morandat, S., Dufrêne, Y. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoscale+analysis+of+supported+lipid+bilayers+using+atomic+force+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+Biophysica+Acta+%28BBA%29+-+Biomembranes%22%5BJournal%5D)">Nanoscale analysis of supported lipid bilayers using atomic force microscopy.</a> Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1798, 750-765 (2010).</li>
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<li>Strulson, M. K., Maurer, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcontact+printing+for+creation+of+patterned+lipid+bilayers+on+tetraethylene+glycol+self-assembled+monolayers%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Microcontact printing for creation of patterned lipid bilayers on tetraethylene glycol self-assembled monolayers.</a> Langmuir. 27, 12052-12057 (2011).</li>
<li>Satriano, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+oxidized+polyhydroxymethylsiloxane--a+new+smooth+surface+for+supported+lipid+bilayer+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Plasma oxidized polyhydroxymethylsiloxane--a new smooth surface for supported lipid bilayer formation.</a> Langmuir. 26, 5715-5725 (2010).</li>
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<li>Scomparin, C., Lecuyer, S., Ferreira, M., Charitat, T., Tinland, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diffusion+in+supported+lipid+bilayers%3A+influence+of+substrate+and+preparation+technique+on+the+internal+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Phys+J+E+Soft+Matter%22%5BJournal%5D)">Diffusion in supported lipid bilayers: influence of substrate and preparation technique on the internal dynamics.</a> Eur Phys J E Soft Matter. 28, 211-220 (2009).</li>
<li>Oreopoulos, J., Yip, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+scanning+probe+and+total+internal+reflection+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Combined scanning probe and total internal reflection fluorescence microscopy.</a> Methods. 46, 2-10 (2008).</li>
<li>Shaw, J. E., Slade, A., Yip, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+in+situ+total+internal+reflectance+fluorescence%2Fatomic+force+microscopy+studies+of+DPPC%2FdPOPC+microdomains+in+supported+planar+lipid+bilayers%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Chem+Soc%22%5BJournal%5D)">Simultaneous in situ total internal reflectance fluorescence/atomic force microscopy studies of DPPC/dPOPC microdomains in supported planar lipid bilayers.</a> J Am Chem Soc. 125, 11838-11839 (2003).</li>
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<li>Linkert, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metadata+matters%3A+access+to+image+data+in+the+real+world%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Metadata matters: access to image data in the real world.</a> J Cell Biol. 189, 777-782 (2010).</li>
<li>Schutz, G. J., Schindler, H., Schmidt, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-molecule+microscopy+on+model+membranes+reveals+anomalous+diffusion%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Single-molecule microscopy on model membranes reveals anomalous diffusion.</a> Biophys J. 73, 1073-1080 (1997).</li>
<li>Matysik, A., Kraut, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TrackArt%3A+the+user+friendly+interface+for+single+molecule+tracking+data+analysis+and+simulation+applied+to+complex+diffusion+in+mica+supported+lipid+bilayers%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Research+Notes%22%5BJournal%5D)">TrackArt: the user friendly interface for single molecule tracking data analysis and simulation applied to complex diffusion in mica supported lipid bilayers.</a> BMC Research Notes. 7, (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Ce protocole décrit un procédé pour la préparation de surfaces de mica lisses et minces pour le dépôt de la bicouche lipidique et l&#39;imagerie haute résolution. La technique nécessite des compétences manuelles minimales, limitées essentiellement à la démontage attention du sandwich verre-verre-mica (étape 2.8), ce qui est essentiel pour obtenir une surface de mica de haute qualité. L&#39;inspection du mica fraîchement clivé est toujours nécessaire, à ce stade, car il est possible que le mica se détacher de l&#39;adhés...

L&#39;objectif global du présent Protocole est de montrer une méthode pour la préparation des surfaces de mica pour l&#39;imagerie haute résolution de mica soutenu bicouches lipidiques (BLP) à l&#39;aide de la microscopie optique de fluorescence totale de réflexion interne (TIRFM) ou la microscopie confocale, qui pourrait également être combiné avec force atomique microscopie (AFM). BLP sont un modèle largement utilisé pour de nombreuses études de groupement lipidique, séparation des phases, la dynamique des composants de bicouche ou de leurs interactions avec des peptides, des protéines ou d&#39;autres composés 5.1. Différents substrats peuvent être utilisés pour la formation SLB (c.-à-verre, le mica, le dioxyde de silicium, des polymères) en fonction de la nature de l&#39;étude 4,6-8. Des études de membranes typiques reposent sur des techniques d&#39;imagerie à base de microscopie, tels que TIRFM et AFM. Ainsi, pour l&#39;imagerie par TIRFM, une surface de verre est un choix typique parce que le verre est transparent. Préparation de verre est relativement facile, et la qualité des résultats est essentiellementdéterminé par la surface de nettoyage en profondeur avant le dépôt de vésicules lipidiques. AFM en raison de sa haute résolution axiale nécessite des surfaces de mica. Mica est un minéral de silicate, avec près de parfait clivage basal. Ainsi, le mica fraîchement clivé est atomiquement plat, permettant l&#39;observation des différences de hauteur de la membrane même à l&#39;échelle sub-nanométrique 9. études sur la diffusion en utilisant des méthodes telles que la spectroscopie de corrélation de fluorescence (FCS), seul le suivi molécule (SMT), et la récupération de fluorescence après photoblanchiment (FRAP) ont montré cependant que la dynamique de la membrane lipidique dépendent fortement du type de surface sur laquelle ils sont déposés, lequel verre et le mica peut donner des résultats très différents 10,11. Ces différences comprennent non seulement les coefficients de diffusion des sondes membranaires, mais aussi la détection des populations distinctes de particules diffusantes avec des vitesses différentes, et éventuellement entre les différents états de commutation. Ainsi,la comparaison directe des résultats obtenus en utilisant des techniques de TIRFM et AFM est souvent problématique, à moins que la même surface (dans ce cas, mica) est utilisé. Bien qu&#39;il existe quelques études où TIRFM et AFM bicouche imagerie a été effectuée sur la même surface de mica 12,13, mica est rarement utilisé pour la microscopie optique, la plupart du temps en raison de problèmes de manutention. préparation de Mica nécessite la coupe à la main en folioles minces, qui sont ensuite collées sur la lamelle en utilisant un adhésif optique 12. Cette méthode nécessite cependant une certaine pratique pour obtenir des résultats satisfaisants. En outre, les surfaces obtenues sont souvent ondulés et épais, ce qui les rend difficiles à utiliser à faible distance de travail, des lentilles de grande ouverture numérique. Surfaces de mica préparés comme décrit dans ce protocole sont très minces (~ 220 um, y compris l&#39;épaisseur de la lamelle de 170 um) et extrêmement plat, en évitant &quot;ondulation&quot;, ce qui est essentiel pour la réussite de l&#39;imagerie de haute résolution. Ils peuvent être utiliséspour TIRFM ou confocale configurations. De plus, les mêmes échantillons peuvent être transférés à l&#39;AFM, et même imagées simultanément avec TIRFM / confocale et AFM. La combinaison de ces deux techniques permet une corrélation directe du comportement de diffusion avec la structure de membrane à double couche 14. Parce que les surfaces de mica sont fraîchement coupés, ils sont propres et ne nécessitent pas beaucoup de temps, peu reproductible, et les procédures de nettoyage potentiellement dangereuses (protocoles de nettoyage de verre sont habituellement des produits chimiques tels que solution Piranha, l&#39;acide sulfurique, hydroxyde de sodium / potassium). Montage d&#39;une petite chambre, également décrit dans le protocole, de réduire le volume des vésicules nécessaires à la formation de la bicouche efficace à moins de 50 pi. Enfin, l&#39;ensemble du processus de montage de surface n&#39;est pas de temps (préparation prend moins de 30 minutes), et ne nécessite pas un degré élevé d&#39;habileté manuelle, de même que le clivage du mica et de collage classique.

<table><tbody><tr><td>Sonicateur de bain</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB15051</td><td></td></tr><tr><td>lamelles 24 x 50 mm - Non H1.5</td><td>Marienfeld</td><td>102222</td><td></td></tr><tr><td>DOPC</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>850357</td><td></td></tr><tr><td>Hellmanex III (détergent)</td><td>Hellma Analytics</td><td>320.003</td><td></td></tr><tr><td>Mica V-1 Grade</td><td>SPI Fournisseurs</td><td>1872-CA</td><td></td></tr><tr><td>Adhésif optique (élevé viscosité)</td><td>Norland Products</td><td>NOA63</td><td></td></tr><tr><td>Adhésif optique (faible viscosité)</td><td>Norland Products</td><td>NOA60</td><td></td></tr><tr><td>Sphingomyéline-ATTO647N</td><td>AttoTec</td><td>AD 647N-171</td><td></td></tr><tr><td>Lampe UV</td><td>Synoptics Ltd.</td><td>GelVue GVM20</td><td>La lampe a été réglée à 100 % de puissance</td></tr></tbody></table>

préparation de mica charge bicouches lipidiques pour haute résolution microscopie optique d&#39;imagerie

Preparation of Mica Supported Lipid Bilayers for High Resolution Optical Microscopy Imaging

Bicouches lipidiques supportées (BLP) sont largement utilisés comme un modèle pour l&#39;étude des propriétés de la membrane (de séparation de phase, regroupement, dynamique) et son interaction avec d&#39;autres composés, tels que des médicaments ou des peptides. Cependant caractéristiques SLB diffèrent selon le support utilisé. Techniques couramment utilisées pour l&#39;imagerie SLB seul et les mesures sont la microscopie de fluorescence de la molécule, FCS et microscopie à force atomique (AFM). Parce que la plupart des études d&#39;imagerie optique sont réalisées sur un support en verre, tandis que l&#39;AFM nécessite une surface extrêmement plate (généralement de mica), les résultats de ces techniques ne peuvent pas être comparés directement, étant donné que les propriétés de charge et la douceur de ces matériaux influencent fortement la diffusion. Malheureusement, le niveau élevé de la dextérité manuelle nécessaire pour le découpage et le collage de fines tranches de mica à la lame de verre présente un obstacle à l&#39;utilisation systématique de mica pour la préparation SLB. Bien que ce serait la méthode de choix, par exemple le mica préparésurfaces finissent souvent par être inégale (ondulé) et difficile à l&#39;image, en particulier avec la petite distance de travail, des lentilles de grande ouverture numérique. Nous présentons ici une méthode simple et reproductible pour la préparation minces, les surfaces de mica plats pour le dépôt de la vésicule lipidique et la préparation SLB. De plus, notre chambre sur mesure ne nécessite que de très petits volumes de vésicules de formation SLB. Les résultats de la procédure globale de la production efficace, simple et peu coûteux de surfaces de bicouche lipidique de haute qualité qui sont directement comparables à celles utilisées dans les études de l&#39;AFM.

Le comportement de diffusion de sondes lipidiques fluorescents dans BLP est différente en fonction du substrat. TIRFM combinée avec la technique SMT est une méthode utile pour visualiser les mouvements de particules et d'extraire leurs coefficients de diffusion. Signaux de molécules simples d'une sonde Sphingomyelin-ATTO647N diffusant dans un DOPC (1,2-dioléoyl-sn-glycéro-3-phosphocholine) bicouche supportée sur verre et le mica sont indiqués sur la figure ci-jointe animée. La surface de mica a été préparé selo...

Nous présentons une méthode de préparation de mica soutenu bicouches lipidiques pour microscopie à haute résolution. Mica est transparent et plat à l&#39;échelle atomique, mais rarement utilisé dans l&#39;imagerie en raison des difficultés de manipulation; notre préparation résulte en un dépôt régulier de la feuille de mica, et de réduire la matière utilisée dans la préparation de bicouche.

Préparation de Mica charge bicouches lipidiques pour haute résolution microscopie optique d&#39;imagerie

Supported lipid bilayers (SLBs) are widely used as a model for studying membrane properties (phase separation, clustering, dynamics) and its interaction ...

La procédure présentée ici montre une méthode simple de préparation des lipides soutenus par MICA par des couches adaptées à l’imagerie à haute résolution, telles que les études de suivi de molécules uniques. La surface MICA est préparée en divisant un sandwich d’une seule feuille de MICA collée entre la lame de microscope en verre et la lamelle de recouvrement à l’aide d’un adhésif optique qui a exposé une surface de mica frais plate et extrêmement mince. En montant une petite chambre en plastique fabriquée à partir d’un flacon d’un millilitre et demi, le volume de vésicules lipidiques nécessaire à la formation de deux couches peut être aussi bas que 30 microlitres.Dans un premier temps, prenez la feuille multicouche de MICA telle qu’elle provient du fournisseur et coupez-la avec des ciseaux en petits morceaux. Al foliole en deux ou trois folioles plus fines à l’aide d’une lame de couteau fraîche. Maintenant, nettoyez soigneusement la housse dort.Cela implique de placer une couverture de 0,17 millimètre. Dormit dans un bocal d’entraînement en verre chaque couvercle. Dormez dans une fente séparée et injectez du détergent pendant 30 minutes à 60 degrés Celsius.Lavez la housse. Dort

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