Name: Isoler Potentiated Hsp104 Variantes utilisant de la levure Proteinopathy modèles (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 44 s
Description: Découvrez comment isoler des variantes Hsp104 potentielles pour supprimer la toxicité des protéines mal repliées en utilisant des modèles de levure. Cette méthode permet d'identifier des candidats thérapeutiques prometteurs.

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Nous remercions Sue Lindquist, Aaron Gitler et Martin Duennwald d’avoir aimablement partagé les réactifs. Nos études ont été financées par : une bourse postdoctorale de l’American Heart Association (M.E.J) ; le prix New Innovator du directeur des NIH DP2OD002177, les subventions des NIH R21NS067354, R21HD074510 et R01GM099836, un prix de recherche de l’Association de la dystrophie musculaire (MDA277268), le Packard Center for ALS Research de l’Université Johns Hopkins, Target ALS et un prix New Scholar in Aging de la Fondation Ellison Medical (J.S.).

1. Bibliothèque génération <ol><li> Pour construire des banques de Hsp104 utilisant la PCR sujette à l&#39;erreur spécifique au domaine, d&#39;abord amplifier le domaine d&#39;intérêt avec une erreur de l&#39;ADN polymérase 20 sujets. </li><li> On purifie le produit de PCR par extraction sur gel. </li><li> Effectuez une étape d&#39;extension de méga-utilisant un protocole de mutagenèse dirigée norme: combiner 50 ng modèle plasmide, 250 ng méga-200 uM de dNTP, et haute-fidélité ADN polymérase dans un tampon PCR, et diluer à 50 pi volume total avec PCR eau de qualité 20 . Exécuter un programme PCR standard. REMARQUE: Des amorces spécifiques utilisées varieront en fonction de la région particulière du gène qui doit être amplifié. <ol><li> Suite à la PCR, digérer l&#39;ADN matrice parentale avec 1 ul Dpn I enzyme de restriction pendant 2 heures à 37 ° C. </li></ol></li><li> Transformer la bibliothèque par électroporation ou d&#39;autres moyens de Ultracompetent E. coli et purifier par miniprep. REMARQUE: génération Bibliothèquevarie considérablement sur la base des objectifs d&#39;une expérience donnée. Hsp104 est une très grosse protéine, de sorte qu&#39;il est impossible de rendre aléatoire la totalité du gène, qui est la raison pour laquelle nous utilisons erreur spécifique au domaine PCR sujette. En outre, la structure de Hsp104 reste mal comprise, ce qui rend la conception de bibliothèques destinées difficiles 21. Les bibliothèques peuvent être construites en utilisant des approches dirigées ou aléatoires dans une mutagenèse, avec la seule restriction étant que le modèle de squelette plasmidique doit contenir le gène URA3 pour permettre la 5-FOA sélection de compteur sur un support dextrose. </li></ol> 2. Transformation de la Bibliothèque Hsp104 <ol><li> Intégrer le substrat en W303aΔ Hsp104 levure associée à la maladie en utilisant un acétate de lithium norme / PEG protocole de transformation 22. Sélectionnez des colonies isolées et leur écran de toxicité pour isoler une souche avec une toxicité élevée de la maladie substrat 23 associés. REMARQUE: Utilisez une souche et isola intégréTe une seule colonie d&#39;assurer l&#39;égalité d&#39;expression dans toutes les cellules. Cloner le substrat de la maladie dans un plasmide permettant l&#39;intégration du gène marqueur en vertu d&#39;une autre que l&#39;uracile (nous utilisons histidine) et la bibliothèque Hsp104 dans le plasmide pAG416GAL (marqueur de l&#39;uracile) 24. Pour permettre 5-FOA contre sélection, assurez-vous que la bibliothèque est exprimé à partir d&#39;un plasmide avec le marqueur de l&#39;uracile. D&#39;autres souches de levure peuvent également être employés. Nous avons noté un phénotype de suppression de toxicité similaire en utilisant W303a et BY4741 souches de levures dans les deux milieux de Hsp104 WT et Δ (MEJ et JS, observations non publiées). </li><li> Transformer la bibliothèque Hsp104 dans cette souche en utilisant la même acétate de lithium / PEG protocole de transformation 22. À grande échelle la transformation de façon appropriée pour maintenir l&#39;espace de séquence de la bibliothèque et à préserver la taille de la bibliothèque prédite. </li><li> Plaque du mélange de transformation sur noninducing, plaques sélectives (par exemple, SD-His-Ura) en utilisant assez d&#39;assiettes àassurer la croissance d&#39;un grand nombre de colonies. Utilisation de grandes boîtes de Petri (150 mm) afin de minimiser le nombre de plaques nécessaires. Récupération transformants en utilisant des plaques permet l&#39;efficacité de transformation pour être évalué. </li><li> Transformez Hsp104 WT et vecteur contrôles négatifs en parallèle. </li></ol> 3. Dépistage de la répression des protéotoxicité <ol><li> Laver les colonies au large des plaques en utilisant raffinose complété médias d&#39;abandon (par exemple sraff-His-Ura). Utiliser une pipette sérologique et applicateurs stériles en bois pour desserrer les colonies des plaques. Transférer les liquides de lavage dans un tube conique de 50 ml à fond et vortex pour séparer des amas de cellules. Diluer à une culture légèrement nuageux, DO 600 ~ 0,025. NOTE: Voici sert raffinose pour soulager les cellules de la répression du glucose médiée par l&#39;induction, l&#39;amorçage ainsi les cellules pour l&#39;induction de galactose médiation. </li><li> Cultiver la culture dilué nuit dans un milieu d&#39;abandon raffinose sous agitation à 30 ºC. Cultivez la Hsp104 WT et contrôles de vecteurs en parallèle. </li><li> Le lendemain matin, la plaque une gamme de concentrations SUR DES galactose individu (par exemple SGal-His-Ura) plaques (1 pi à 2 ml concentrés culture dans 400 pi de volume total). Placage une large gamme de concentrations veillera à ce que la plaque aura des colonies isolées. La concentration effective requise dépend de la toxicité du substrat d&#39;intérêt de la maladie. </li><li> Normaliser le vecteur et cultures Hsp104 poids à la DO 600 de la bibliothèque et de la plaque volumes égaux de comparer la croissance de la bibliothèque par rapport aux témoins. </li><li> Pour évaluer sélection rigueur, l&#39;assiette de la bibliothèque sur le glucose (la répression) médias. Incuber les plaques pendant 2-3 jours à 30 ° C, jusqu&#39;à ce que les colonies apparaissent (Figure 2). Évaluer les colonies résultantes et comparer les contrôles. REMARQUE: Souvent, les petites et grandes colonies sont obtenus, mais aucune corrélation entre la taille de la colonie et acteivité est observée. Ecran ces tubes potentiels en utilisant une technique de sélection de compteur 5-FOA (étape 4) afin de minimiser les faux positifs reportés au séquençage. </li></ol> 4. 5-FOA contre sélection et Spotting à éliminer les faux positifs <ol><li> Streak des colonies isolées en double sur support double et simple abandon (par exemple, SD-His-Ura et SD-Ses plaques) et développer une nuit à 30 ° C. Répéter l&#39;opération avec les vecteurs et Hsp104 WT contrôles. Placage sur SD-His avant 5-FOA augmente l&#39;efficacité de l&#39;étape 5-FOA en augmentant la probabilité que les cellules auront perdu le plasmide Hsp104 quand elles sont étalées sur 5-FOA. </li><li> Pour éviter les plaques de sécher, envelopper le SD-ses-Ura plaques de parafilm et conserver à 4 ° C tout en effectuant l&#39;écran 5-FOA. Ces plaques seront éventuellement utilisés pour le séquençage. </li><li> Streak les colonies de la SD-Ses plaques à des colonies isolées sur des plaques 5-FOA (YPD médias + 1g / L 5-FOA) et incuber pendant 1-2 jours à 30 ans &amp;# 186; C jusqu&#39;à ce que des colonies isolées apparaissent. Ici, le 5-FOA est converti en un produit toxique (5-fluorodésoxyuridine) dans les cellules qui contiennent le gène URA3. Ainsi, toutes les cellules encore abritant le plasmide Hsp104 mourront. </li><li> Streak les colonies simples de plaques 5-FOA en double sur une carte SD et SD-Ura-His plaques. Test 3 colonies pour chaque touche pour augmenter la probabilité que au moins une colonie pour chaque coup aura perdu le plasmide Hsp104. Incuber pendant 1-2 jours à 30 ° C. Les colonies qui ont perdu le plasmide Hsp104 va croître sur SD-Ses plaques mais pas les plaques SD-Ura. </li><li> Cultiver les souches qui ont perdu les plasmides Hsp104 pour repérer les essais. Cultiver les souches de la saturation en raffinose médias d&#39;abandon (par exemple sraff-Sa) dans 96 ml DeepWell 2 plaques pendant une nuit à 30 ° C avec agitation. Assurez-vous d&#39;inclure les souches de contrôle 5-FOA traités. </li><li> Préparer les boîtes pour repérer essai. En utilisant une pipette multicanaux, aliquote de 200 pi raffinose médias d&#39;abandon (par exemple sraff-Sa) paret d&#39;une plaque de 96 puits, en réservant les colonnes 1 et 7 pour les cultures soignées. Aliquoter 250 ul de chacune des 16 cultures saturées dans les colonnes 1 et 7 de la plaque. </li><li> Diluer en série les cultures cinq fois dans chaque colonne de la plaque, en mélangeant soigneusement avec une pipette multicanaux. Retirer 50 pi de la culture diluée de colonnes 6 et 12 pour assurer le volume final de chaque puits est de 200 ul. Cela est essentiel pour assurer une spotting. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un outil de réplicateur 96 boulon (Frogger), repérer les cultures en double sur SD-His et SGal-Ses plaques. Incuber les plaques à 30 ° C pendant 2-3 jours. </li><li> Choisir pour le séquençage des souches qui présentent une toxicité sur les SGal-His plaques semblables à celle des témoins. Jeter les souches comme faux positifs qui ne sont pas aussi toxiques que les contrôles. 5-FOA est toxique aussi souvent sur lui-même, de sorte jeter les souches qui présentent un défaut de croissance sur plaques de SD-His ou qui présentent une toxicité nettement supérieure à celle du substrat de la maladie (seuls <strong&gt; Figure 3). </li></ol> 5. Le séquençage du Hsp104 variantes par PCR sur colonie <ol><li> Racler ~ 10 ul de levure à partir des plaques de SD-His-Ura à 3 ul de NaOH 20 mM dans des tubes de PCR en forme de bande et lyser les cellules par congélation-décongélation. Placez les bandes de tubes dans un congélateur -80 ° C pendant 10 minutes ou dans l&#39;azote liquide, puis incuber à 99 ° C dans un thermocycleur pendant 10 min. Diluer les souches à 100 pi avec de l&#39;eau de qualité PCR. </li><li> Préparer les réactions de PCR: 5 pi modèle PCR, 0,5 pi 100 uM de chaque amorce, 0,5 pi 10 mM dNTP, 0,25 ul ADN polymérase dans un tampon PCR, et faire jusqu&#39;à 25 pi volume total de l&#39;eau de qualité PCR. Conception des amorces pour amplifier la région randomisée plus environ 100 pb à chaque extrémité. Réduire la taille de la région amplifiée pour augmenter la probabilité de réussite de l&#39;amplification. Exécuter un programme PCR standard. </li><li> Analyser les échantillons par électrophorèse sur gel d&#39;agarose pour confirmer l&#39;amplification d&#39;un produit de PCR de la siz appropriée. Répétez PCR si aucun produit est présent. REMARQUE: une panne PCR est généralement dû à trop de levure utilisée dans l&#39;étape 5.1. </li><li> Préparation des échantillons pour le séquençage de l&#39;ADN. Retirer des amorces de PCR, soit par purification par PCR ou en utilisant un réactif de nettoyage du produit de PCR telle que l&#39;exonucléase I et l&#39;enzyme phosphatase alcaline de crevette (ExoSAP-IT) pour dégrader l&#39;ADN simple brin. Ce réactif enzymatique dégrade les amorces et les dNTP non constituées en société, permettant un débit plus élevé. </li><li> La séquence des produits de PCR. Assurez-vous de bien analyser chromatogrammes de séquençage des mutations. Des mutations peuvent être observés comme un mélange de deux nucleotides à un site donné (Figure 4), en tant que levure abriter souvent plusieurs plasmides. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ici, nous présentons notre approche pour isoler variantes Hsp104 potentialisés qui suppriment la toxicité des substrats associés à la maladie en utilisant des modèles de levure proteinopathy. En utilisant cette approche, les grandes banques de variants peuvent être criblés en haut débit, avec la seule limitation étant le nombre de variantes qui passent l&#39;écran secondaire 5-FOA. En effectuant ces mesures au format 96 puits, nous contrôlons régulièrement jusqu&#39;à 200 coups à la fois dans l&#39;étape 5-FOA au cours ...

Levure de modèles proteinopathy ont été développés pour les troubles du repliement des protéines, y compris la sclérose latérale amyotrophique (SLA) et la maladie (PD) 3/1 de Parkinson. L&#39;expression des protéines TDP-43 et FUS, qui misfold chez les patients SLA, sont toxiques et mislocalize à former des agrégats cytoplasmiques dans la levure 1,2. De même, l&#39;expression d&#39;α-synucléine (α-syn), qui est impliquée dans la MP, est toxique et mislocalizes à former des agrégats cytoplasmiques de levure 3. Ces caractéristiques récapitulent phénotypes chez les patients atteints de ces troubles 4,5. Ainsi, les modèles de levure fournissent une plate-forme utile pour le criblage de protéines ou de petites molécules qui empêchent ou inverser ces phénotypes 2,6-13. Nous sommes intéressés par le développement de protéines qui sont capables de renverser l&#39;agrégation et la toxicité due à TDP-43, FUS, et α-syn. Nous nous concentrons sur Hsp104, un AAA + protéines de la levure qui est uniquement capable de désagréger la fois des protéines fragrégats amorphes l&#39;OM et l&#39;amyloïde dans la levure, mais il n&#39;a pas homologue humain 14,15. Hsp104 est finement réglé pour désagréger les prions de levure endogènes et ne dispose que d&#39;une capacité limitée à ventiler substrats impliqués dans les maladies neurodégénératives humaines, qu&#39;il rencontre jamais normalement 16,17. Ainsi, nous avons pour objectif de concevoir des versions améliorées de Hsp104 qui sont en mesure de ventiler efficacement ces substrats humains. Pour ce faire, nous construisons les grandes bibliothèques de variantes Hsp104 par PCR sujette à l&#39;erreur; Ces bibliothèques peuvent être contrôlés au moyen des modèles de levure proteinopathy 17. Nous avons adopté une approche de domaine ciblé pour la construction et le criblage de banques, comme Hsp104 est très grand 17. Nous avons d&#39;abord mis l&#39;accent sur ​​le domaine du milieu (MD) de Hsp104 17, même si les approches similaires peuvent être utilisés pour dépister d&#39;autres domaines. Ces modèles permettent de cribler l&#39;activité de disaggregase directement, par opposition à d&#39;autres techniques telles que l&#39;affichage de la surface, qui est le reposricted à utiliser pour la surveillance de la liaison 18. Notre protocole est basé sur deux étapes de criblage (Figure 1). Tout d&#39;abord, Hsp104 variantes qui suppriment la toxicité du substrat de la maladie chez la levure sont sélectionnées. Pour ce faire, le Hsp104 variantes et associée à la maladie substrat sont cotransformé dans Δ Hsp104 levure. Nous employons Δ Hsp104 levure à explorer Hsp104 espace de séquence en l&#39;absence de type sauvage (WT) Hsp104 17. Fait important, la deletion de Hsp104 n&#39;a pas d&#39;incidence α-syn, FUS, ou TDP-43 toxicité dans la levure, et l&#39;expression de Hsp104 WT prévoit un minimum de sauvetage 1,13,17. La levure est ensuite étalé sur des milieux induisant pour induire l&#39;expression des deux protéines. Levure hébergeant Hsp104 variantes qui suppriment la toxicité de la croissance de la colonie confèrent substrat associé à une maladie. Ces variantes sont sélectionnées pour une analyse plus approfondie, tandis que le maintien de colonies variantes qui ne suppriment pas la toxicité dé. Cependant,les faux positifs sont un problème important dans cet écran. L&#39;expression de TDP-43, FUS, et α-syn sont hautement toxiques, ce qui crée une forte pression de sélection pour l&#39;apparition de suppresseurs génétiques spontanées de toxicité sans rapport avec la variante Hsp104 être exprimé. Ainsi, nous avons utilisé un écran secondaire qui est aussi relativement haut débit pour éliminer ces suppresseurs de toxicité non spécifiques 17. Dans cet écran secondaire, levures sélectionnées sont traités avec 5 Fluorootic acide (5-FOA) pour contrer sélection pour le plasmide Hsp104 19. Les souches sont ensuite évaluées pour substrat (TDP-43, FUS, ou α-syn) toxicité par analyse des taches de sorte que la toxicité du substrat est rétablie après la perte du plasmide Hsp104. Ainsi, la levure, dans lequel la toxicité est restaurée dans l&#39;écran secondaire affiche initialement doute suppression de la toxicité due à la présence du variant Hsp104. Ces levures sont désignés comme «hits» et le plasmide Hsp104 devrait alors êtrerécupérée et séquences pour identifier les mutations dans le gène Hsp104 17 (figure 1). Les résultats doivent ensuite être confirmées par la construction de la mutation indépendamment en utilisant la mutagenèse dirigée et retester pour la suppression de toxicité alors. Les applications potentielles de ce protocole sont larges. En utilisant ces procédés, des banques de tout type de protéine peuvent être criblés pour des variantes qui suppriment la toxicité d&#39;une protéine substrat qui est toxique à la levure.

<table><tbody><tr><td>GeneMorphII EZClone Domain Mutagenesis Kit</td><td>Agilent</td><td>200552</td><td></td></tr><tr><td>150 mm Boîtes de Pétri</td><td>Falcon</td><td>351058</td><td></td></tr><tr><td>5-Fluorootic Acid</td><td>Research Products International</td><td>f10501-5.0</td><td></td></tr><tr><td>96-DeepWell 2 ml Plaques</td><td>Eppendorf</td><td>0030 502.302</td><td></td></tr><tr><td>96 bold replicator tool</td><td>V& P Scientific</td><td>vp-404</td><td></td></tr><tr><td>ExoSAP-IT</td><td>Affymetrix</td><td>78200</td><td></td></tr></tbody></table>

isoler potentiated hsp104 variantes utilisant de la levure proteinopathy modèles

Isolating Potentiated Hsp104 Variants Using Yeast Proteinopathy Models

De nombreux troubles de mauvais repliement des protéines peuvent être modélisés chez la levure bourgeonnante Saccharomyces cerevisiae. Des protéines telles que TDP-43 et FUS, impliquées dans la sclérose latérale amyotrophique, et la α-synucléine, impliquée dans la maladie de Parkinson, sont toxiques et forment des agrégats cytoplasmiques chez la levure. Ces caractéristiques récapitulent les pathologies protéiques observées chez les patients atteints de ces troubles. Ainsi, les levures constituent une plate-forme idéale pour isoler les suppresseurs de toxicité à partir de banques de variantes de protéines. Nous nous intéressons à l’application de désagrégations de protéines pour éliminer les conformateurs de protéines toxiques mal repliés. Plus précisément, nous concevons Hsp104, une protéine hexamère AAA+ de levure qui est capable de solubiliser à la fois les agrégats désordonnés et l’amyloïde et de ramener les protéines à leurs conformations natives. Bien que Hsp104 soit hautement conservé chez les eucaryotes et les eubactéries, il n’a pas d’homologue métazoaire connu. Hsp104 n’a qu’une capacité limitée à éliminer les agrégats désordonnés et les fibres amyloïdes impliqués dans les maladies humaines. Ainsi, nous visons à concevoir des variantes de Hsp104 pour inverser le mauvais repliement des protéines impliqué dans les troubles neurodégénératifs. Nous avons développé des méthodes pour cribler de grandes banques de variants de Hsp104 pour la suppression de la protéotoxicité chez la levure. Comme les levures sont sujettes à une suppression spontanée non spécifique de la toxicité, un processus de dépistage en deux étapes a été mis au point pour éliminer les faux positifs. À l’aide de ces méthodes, nous avons identifié une série de variants potentialisés de Hsp104 qui suppriment puissamment la toxicité et l’agrégation de TDP-43, FUS et α-synucléine. Ici, nous décrivons ce protocole optimisé, qui pourrait être adapté pour cribler des banques construites à l’aide de n’importe quel squelette protéique pour la suppression de la toxicité de toute protéine toxique dans la levure.

Nous avons construit une banque de variants Hsp104 randomisés dans le domaine intermédiaire et criblés pour la suppression de TDP-43 toxicité. La bibliothèque a été transformée et plaqué sur du glucose et du galactose plaques (figure 2) pour évaluer la rigueur de l'écran. Des colonies isolées ont été sélectionnés et les souches ont été sélectionnées à l'aide contre 5-FOA pour éliminer le plasmide Hsp104. Ces souches ont ensuite été évalués pour confirmer que la toxicité est due à TDP-43 seul, sans les v...

Les modèles de protéinopathie de levure sont des outils précieux pour évaluer la toxicité et l’agrégation des protéines impliquées dans la maladie. Nous présentons ici des méthodes de criblage des banques de variants de Hsp104 pour les suppresseurs de toxicité. Ce protocole pourrait être adapté pour dépister n’importe quelle bibliothèque de protéines à la recherche de suppresseurs de toxicité de toute protéine toxique chez la levure.

Isoler Potentiated Hsp104 Variantes utilisant de la levure Proteinopathy modèles

Many protein-misfolding disorders can be modeled in the budding yeast Saccharomyces cerevisiae. Proteins such as TDP-43 and FUS, implicated in amyotrophic ...

Le but de l’expérience suivante est de cribler les banques HS P 1 0 4 pour la sélection de variantes qui suppriment la toxicité des protéines associées aux troubles de mauvais repliement des protéines. Ceci est réalisé en cotransformant des banques de variants HSP 1 0 4 avec un substrat associé à une maladie dans la levure et en exprimant les deux protéines dans un second temps. Les levures sélectionnées sont traitées avec cinq acides fluorutiques ou cinq FOA pour contrer la sélection du plasmide HSP 1 0 4.Ensuite, les hits sont séquencés en amplifiant la région mutagène par PCR de colonie ou en identifiant les mutations du gène HSP 1 0 4. En fin de compte, la suppression de la toxicité du substrat associé à la maladie peut être évaluée pour identifier les variants HS P 1 0 4 qui sont les plus prometteurs pour une caractérisation plus approfondie. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que les sélections basées sur la liaison, est qu’elle permet de sélectionner des variantes qui suppriment la toxicité du substrat associé à la maladie.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du repliement des protéines en identifiant les protéines qui peuvent inverser le mauvais repliement des protéines. Bien que cette méthode puisse donner un aperçu de la potentialisation de HS P 1 0 4, elle peut également être appliquée au criblage de bibliothèques de n’importe quelle protéine pour la suppression de la toxicité de tout substrat toxique chez la levure. En général, les personnes qui ne connaissent pas cette méthode auront du mal à le faire, car de nombreuses colonies devront peut-être être dépistées pour trouver des résultats valides. Pour dépister la suppression de la toxicité de la protéa, commencez par laver les colonies HSP 1 0 4 des plaques avec un milieu de chute enrichi en raffinose, une pipette sérologique et du bois stérile et les applicateurs transfèrent les lavages liquides dans un tube conique de 50 millilitres et agitez soigneusement les colonies pour séparer les amas cellulaires.Ensuite, diluez la suspension cellulaire en une culture légèrement trouble et cultivez les cellules pendant la nuit dans un milieu de décrochage Raffinose en secouant à 30 degrés Celsius. Cultivez les HSP 1, 0, 4 de type sauvage et les contrôles vectoriels en parallèle à ce moment-là également. Le matin suivant, une gamme de concentrations cellulaires sur des plaques individuelles de galactose pour générer au moins une plaque par groupe avec des colonies uniques.Normaliser les cultures de vecteur et de type mondial HSP 1 0 4 à la DO 600 de la bibliothèque et de la plaque. Volumes égaux de ces cellules aux concentrations de souches expérimentales pour comparer la croissance de la bibliothèque par rapport aux témoins afin d’évaluer la sélection. La rigueur consiste également à placer la bibliothèque sur un milieu de répression du glucose, puis à incuber toutes les plaques pendant deux à trois jours à 30 degrés Celsius jusqu’à ce que les colonies semblent utiliser cinq FOA pour la sélection des cellules, qui ne maintiennent plus les plasmides exprimant HSP 1 0 4 et qui s’étendent ensuite sur les colonies simples de chaque souche en double sur des plaques de milieu de chute doubles et simples par incubation nocturne à 30 degrés Celsius.Ces plaques seront utilisées pour le séquençage ultérieur afin d’éviter que les plaques ne se dessèchent. Enveloppez les plaques SD Hiss Euro dans un film para et installez-les à quatre degrés Celsius tout en effectuant l’écran à cinq FOA. Ensuite, striez les colonies des plaques de sifflement SD aux colonies simples sur cinq plaques FOA pour une incubation d’un à deux jours à 30 degrés Celsius jusqu’à ce que des colonies uniques apparaissent. Prochain.À partir de chaque cinq plaques FOA, sélectionnez et soyez. Trois colonies survivantes sur un SD Euro et un SD sa plaque par colonie survivante après un à deux jours d’incubation à 30 degrés Celsius. Les colonies qui ont perdu le plasmide HSP 1 0 4 se développeront sur des plaques SD sifflantes, mais pas sur des plaques SD Euro.Cultivez ces souches jusqu’à saturation dans un substrat de décrochage raffinose en 96. Puits profond de deux plaques de millilitres pendant la nuit à 30 degrés Celsius avec agitation. Ensuite, pour éliminer les faux positifs, effectuez un test de repérage.Vers la fin de l’incubation, une pipette multicanaux permet d’aliquoter 200 microlitres de milieu de chute de raffinose par puits vers une nouvelle plaque à 96 puits réservant les colonnes un et sept pour les cultures nettes. Ensuite, aliquote 250 microlitres de chacune des 16 cultures saturées dans les colonnes un et sept de la plaque et diluer en série les cultures cinq fois dans chaque colonne de la plaque, en mélangeant soigneusement avec la pipette multicanaux. Ensuite, pour assurer un repérage uniforme, retirez 50 microlitres de la culture diluée des colonnes six et 12 pour vous assurer que le volume final de chaque puits est de 200 microlitres.Ensuite, utilisez un outil réplicateur de 96 volts pour repérer les cultures en double sur les plaques de sifflement SD et de sifflement escal. Après une incubation de deux à trois jours à 30 degrés Celsius, sélectionner pour le séquençage les souches qui présentent une toxicité sur les plaques de sifflement de l’escalan. Semblable à celui des témoins, les souches faussement positives, qui ne sont pas aussi toxiques que les témoins, peuvent être jetées.Jetez également les souches qui présentent un défaut de croissance sur le sd. Ses plaques ou qui présentent une toxicité nettement plus élevée que le substrat de la maladie seul. Pour séquencer les variantes HSP 1, 0, 4 par PCR de colonie, grattez d’abord environ 10 microlitres de levure des plaques SD Hiss Euro en trois microlitres de 20 millilitres d’hydroxyde de sodium dans des tubes dénudés par PCR pour allonger les cellules par congélation et décongélation.Placez d’abord les bandes dans un congélateur à moins 80 degrés Celsius. Après 10 minutes au congélateur, incubez les tubes à 99 degrés Celsius dans le thermocycleur pendant 10 minutes, puis diluez les souches à 100 microlitres avec de l’eau de qualité PCR en utilisant une concentration d’amorce élevée. Ensuite, exécutez un programme PCR standard sur les échantillons, puis analysez les échantillons par électrophorèse agel pour confirmer l’amplification d’un produit PCR de taille appropriée.Enfin, séquencez les produits de PCR en prenant soin de bien analyser les chromatogrammes de séquençage pour détecter les mutations. Les mutations peuvent être observées sous la forme d’un mélange de deux nucléotides à un site donné, car les levures hébergent souvent plusieurs plasmides. Dans cette expérience représentative, après la construction d’une bibliothèque de variants HSP 1 0 4 randomisés dans le domaine intermédiaire, la banque a été transformée en levure hébergeant un plasmide pour l’expression de TDP 43 inductible par le galactose.Les transformants ont ensuite été récupérés et placés sur des plaques de glucose et de galactose afin d’évaluer la rigueur de l’écran. Après cinq tests de repérage de traitement FOA d’un sous-ensemble des variants sélectionnés lors du dépistage initial. Indique que sur les quatre colonies sélectionnées, deux présentaient une suppression de la toxicité de la TDP 43 par HSP 1 0 4.L’un d’eux était faussement positif et l’autre présentait une toxicité accrue. Après cinq traitements FOA, les deux vrais résultats ont ensuite été séquencés par PCR de colonie pour identifier les mutations du domaine intermédiaire. Ces mutations HS P 1 0 4 peuvent ensuite être produites dans le plasmide parental HSP 1 0 4 par mutagenèse dirigée pour confirmer leur suppression de la toxicité Une fois maîtrisée, cette technique peut être utilisée pour dépister jusqu’à 200 résultats à la fois dans les cinq FO, une étape sur une à deux semaines si elle est effectuée correctement.Lors de la tentative de cette procédure, il est important d’analyser soigneusement les résultats du séquençage car des mélanges de plasmides sont souvent obtenus à la suite de cette procédure. D’autres méthodes, comme la microscopie à fluorescence, peuvent être effectuées pour aider à répondre à des questions supplémentaires telles que : comment les variantes HSP 1, 0, 4 affectent-elles l’agrégation du substrat associé à la maladie ? Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de cribler les bibliothèques de variantes HSP 1 0 4 pour la sélection de suppresseurs de toxicité.

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