Name: In vivo et in vitro Élevage de Nématodes entomopathogènes (Steinernematidae et Heterorhabditidae) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 56 s
Description: Découvrez les techniques d'élevage in vivo et in vitro des nématodes entomopathogènes Steinernematidae et Heterorhabditidae. Ces méthodes utilisent des larves d'hôtes ou des milieux agar riches pour cultiver ces organismes utilisés en lutte biologique.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs tiennent à remercier les anciens membres de la Banque laboratoire: Ming-Min Lee, Kathryn Plichta, Victoria Miranda-Thompson et Sam-Kyu Kim pour leurs contributions à l&#39;amélioration de plusieurs de ces protocoles. Ce travail a été financé en partie par la subvention National Science Foundation IOS-0840932 et 0724978 pour IOS SP Stock

1 in vivo Élevage de Nématodes entomopathogènes avec leurs bactéries Symboitic <ol><li> Inverser une boîte de Petri en plastique de 100 x 15 mm et de placer deux disques de papier filtre (90 mm) dans le couvercle de la boîte. </li><li> Répartir uniformément 1 ml de l&#39;IJ (juvéniles infectieux) la suspension de l&#39;eau (à une concentration de 1000-2000 IJ / ml) sur le papier filtre. REMARQUE: JI n&#39;ont pas besoin d&#39;être stérilisés en surface. </li><li> Ajouter 10 dernier stade larvaire de la plus grande waxmoth Galleria mellonella à plat. L&#39;objectif est de fournir environ 100-200 JI / larve. </li><li> Couvrir le couvercle avec le fond de la boîte de Pétri (figure 1) et l&#39;étiquette de la boîte de Pétri. Mentionner les informations suivantes: nom de l&#39;espèce de nématodes (s&#39;il est connu); isoler code / désignation; infection de la date piège tendu. </li><li> Placer le plat dans un sac plastique scellé de façon lâche (pour conserver l&#39;humidité) et le maintenir dans l&#39;obscurité à la température ambiante soit ou dans un incubateur entre 20-25 ° C. Vérifiez plats tous les jours REMARQUE: Ténèbres facilite l&#39;infection par les nématodes, car il imite les conditions d&#39;infection naturelles dans le sol. </li><li> Après 3-5 jours, enlever les cadavres avec des signes d&#39;infection par les nématodes à un piège blanc modifié 7. NOTE: Si les cadavres odeur putride, ce peut être une indication que la culture n&#39;a pas réussi et / ou il y avait contamination. Définir une nouvelle chambre de l&#39;infection par un nouveau lot de nématodes et les insectes. </li></ol> 2 in vitro Élevage de Nématodes entomopathogènes avec leurs bactéries symbiotiques <ol><li> Foie-rein Agar Méthode 9,19 <ol><li> Hacher le foie et les reins en petits morceaux (2 cm 3 ou moins) et placer dans un mélangeur avec du NaCl, agar et 300 ml d&#39;eau et mélanger jusqu&#39;à ce que la viande devient une pâte liquide, pâte épaisse ou de la purée. Ensuite, transférer le mélange dans un ballon de 1 L Erlenmeyer. </li><li> Ajouter les 200 derniers ml d&#39;eau dans le récipient du mélangeur et décanter tous les morceaux dans laErlenmeyer. Autoclave pendant 15 min à 121 ° C. Après autoclavage permet agar refroidir à toucher avant de couler. REMARQUE: pipetage de milieu n&#39;est pas recommandé car ce milieu a tendance à avoir des morceaux de viande. </li><li> Verser ~ 20 ml de gélose sur 5 (6) ou des boîtes de Pétri cm tout en agitant à la main ou en agitant le flacon Erlenmeyer entre déverse pour un support plus homogène. Laisser la gélose se solidifier et plats de magasins à 4 ° C jusqu&#39;à ce que nécessaire REMARQUE: Utilisez une spatule métallique flambé pour briser les gros morceaux de viande versé dans la boîte de Pétri. </li></ol></li><li> Lipidique Agar Méthode 9,19 <ol><li> Préparer un milieu de gélose de lipides en mélangeant le bouillon nutritif, la gélose et l&#39;extrait de levure et verser le mélange dans un flacon Erlenmeyer de 2 litres. Ajoutez de l&#39;eau distillée 2 O et MgCl 2 • 6H 2 O et autoclave pendant 15 min à 121 ° C. </li><li> Ajouter la préparation stérile d&#39;huile et le sirop de maïs maïs mélange et remuer ou agiter vigoureusement et souvent à disperser les gouttelettes d&#39;huile uniformément. <br/&gt; Remarque: Stériliser l&#39;huile de maïs et le sirop en mettant le volume nécessaire à un agent de reticulation UV. L&#39;huile ne se dissout pas dans le liquide, mais assurez-vous qu&#39;il est en de minuscules gouttelettes. </li><li> Verser ~ 20 ml de gélose sur un 5 (ou 6) cm des boîtes de Pétri et laisser la gélose se solidifier et plats de magasins à 4 ° C jusqu&#39;au moment de servir. </li><li> Streak le souhaite bactéries symbiotiques sur la plaque de gélose de lipides et incuber les plaques à 28 ° C pendant 24-48 h. REMARQUE: Étaler 100-200 pi de nuit (12-16 h) LB sous-culture. </li><li> Le lendemain, ajouter environ 0,4 ml de surface stérilisée suspension de nématodes (œufs ou juvéniles infectieux) et incuber les plaques à température ambiante dans l&#39;obscurité ou dans un incubateur à 22 ± 3 ° C. NOTE: Ne pas ajouter plus de 0,4 ml de suspension de nématodes, car il peut créer un environnement excessivement humide qui est défavorable à la croissance des nématodes. </li><li> Surveiller les cultures tous les jours. Les cultures doivent produire une nouvelle génération de JI dans environ 12 jours (figure 2).</li><li> Transfert plat fond avec de l&#39;agar quand nématodes sont vus ramper les côtés du plat (figure 3A) à un piège blanc modifié (voir Orozco et al. 12) de récolter JI (figure 3B). Effectuez cette étape sous une hotte à flux laminaire pour réduire la contamination des médias. </li><li> Recueillir JI du piège blanc modifié sur l&#39;émergence et rincer IJ suspension pour enlever les débris moyen. Magasin IJ dans de l&#39;eau distillée stérilisée à 10 ° C (dans un incubateur à basse température ou une chambre froide) ou utiliser immédiatement si nécessaire. REMARQUE: En fonction de l&#39;objectif de l&#39;étude, épépiner les plaques avec soit des nématodes symbiotes colonisés ou aposymbiotiques. </li></ol></li></ol> 3. in vitro Élevage de aposymbiotiques (Symbiont-gratuit) Nématodes entomopathogènes <ol><li> Infecter 10-20 G. larves mellonella avec JI des espèces de nématodes souhaités (voir section 1). Après 3 ou 4 jours (en ce moment JI aurait mûripour adultes de la première génération) recueillir des cadavres. REMARQUE: Le temps de la maturité et le nombre de femelles nécessaires pour obtenir un nombre suffisant d&#39;œufs varie selon les espèces. Infecter plus G. mellonella larves si nécessaire et commencer dissections dès le post-infection de 48 h à déterminer si elles sont en phase de développement droite. </li><li> Placer chaque cadavre individuellement dans une boîte de Pétri avec une solution saline (tampon M9 18). Disséquer un cadavre en tirant sa tête avec une pince fine pointe de. </li><li> Prélever au moins 20 gravide (avec des œufs à l&#39;intérieur) les femmes avec une aiguille fine (en forme de L de préférence) et placez-les dans un verre de montre contenant 10 ml de tampon M9 (figure 4A). </li><li> Préparer une solution de axenizing en considérant les ingrédients suivants: 6,75 ml d&#39;eau distillée, NaOH 1,25 ml 5 et 2,25 ml disponible dans le commerce d&#39;eau de Javel diluée à 3% d&#39;hypochlorite. REMARQUE: NaOH est une solution basique gants, des lunettes et autres mesures appropriées de protectionLes vêtements doivent être portés. NOTE: Préparer une solution de axenizing frais à chaque fois, comme l&#39;eau de Javel se dégrade à la lumière. Préparer plusieurs lots de solution de axenizing et effectuer la stérilisation de surface et la récolte des œufs dans plusieurs verres de montre. </li><li> Rincer les femelles au moins trois fois avec du tampon M9 remplissage verre de montre avec la solution tampon et le tampon aspirant avec une pipette. Assurez-vous que les femelles restent dans le verre de montre. Répétez cette étape deux fois. </li><li> Ajouter immédiatement la solution de axenizing et femelles permettent de rester dans cette solution pendant pas plus de 10 à 15 min. Observer les tissus de nématodes commençant à se désintégrer pendant que les oeufs (qui sont résistants à la solution de axenizing) restent intacts. </li><li> Manuellement perturber le corps des femmes pour accélérer le processus, en les coupant avec une aiguille ou un scalpel (figure 4B, C). Retirer les œufs en les pipetage dans 1,5 ml microtubes, en évitant l&#39;ajout de tout tissu non dissous. REMARQUE: Utiliser comme mdes microtubes comme nécessaire pour recueillir les œufs et travailler rapidement, comme la viabilité des oeufs diminue sur une période prolongée d&#39;exposition à la solution de axenizing. </li><li> tubes Vortex pendant 15 secondes en utilisant le réglage &quot;haut débit&quot; à supprimer encore des tissus de nématodes attachés aux œufs. Par ailleurs, si un tourbillon n&#39;est pas disponible, pipette de haut en bas la solution plusieurs fois. </li><li> Œufs granulés par centrifugation à environ 18 000 g pendant 2 min. Augmenter la vitesse si les œufs ne font pas suffisamment culot. Retirer la solution de rinçage et axenizing deux fois en remplissant le microtube avec de l&#39;eau distillée stérile et on centrifuge encore une fois à 900 x g pendant 1 min. </li><li> Après le dernier lavage, remettre en suspension les œufs dans 300-500 ul d&#39;eau distillée stérile et les placer dans une boîte de Pétri 3 cm stérile ou verre de montre stérilisé. Rappelez-vous que les œufs sont maintenant stérilisés en surface, afin d&#39;utiliser des pipettes stériles et / ou des conseils de pippetter et de l&#39;eau pour maintenir la propreté des œufs. </li><li>Examiner œufs sous un microscope à dissection (30-50X de grossissement) pour confirmer qu&#39;ils sont intacts (figure 4D) et de les transférer sur une plaque de 5 cm avec de l&#39;agar foie-rein (voir section 2.1) NOTE: Ne pas ajouter plus de 400 pi de la suspension d&#39;oeuf sur les plaques car il fera l&#39;agar excessivement humide. </li><li> Les étiquettes de marquage des informations appropriées et conservez-les debout dans l&#39;obscurité à 28 ° C. L&#39;éclosion des œufs devrait être évident nuit. NOTE: L&#39;eau peut se condenser sur le couvercle de la boîte, mais il s&#39;évapore après 1 ou 2 jours. A cette époque, placez le plat dans un sac en plastique pour conserver l&#39;humidité de l&#39;agar-agar et éviter son dessèchement. </li><li> Observez plats périodiquement et jetez tous les plats qui présentent des signes de contamination fongique ou bactérienne. Une fois JI sont considérés migration jusqu&#39;à la paroi de la boîte de Pétri, retirez le couvercle et transférer la capsule fond avec de l&#39;agar à un piège blanc modifié 12. Tenir compte des conditions stériles lors du transfert de l&#39;antenne dans la Modified piège blanc pour éviter toute contamination du milieu exposé. </li><li> Continuer à surveiller les pièges blancs et récolte IJ selon les besoins. REMARQUE: les nématodes aposymbiotiques continueront à migrer dans l&#39;eau du piège blanc pendant plusieurs jours, voire des semaines. </li></ol>

<ol><li>Akhurst, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+and+functional+dimorphism+in+Xenorhabdus+spp.%2C+bacteria+symbiotically+associated+with+the+insect+pathogenic+nematodes%2C+Neoaplectana+and+Heterorhabditis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Gen.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Morphological and functional dimorphism in Xenorhabdus spp., bacteria symbiotically associated with the insect pathogenic nematodes, Neoaplectana and Heterorhabditis.</a> J. Gen. Microbiol. 121, 303-309 (1980).</li>
<li>Dunphy, G. B., Webster, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+monoxenic+culture+of+Neoaplectana+carpocapsae+DD+136+and+Heterorhabditis+heliothidis%5BTitle%5D)+AND+%22Revue+Nematol%22%5BJournal%5D)">The monoxenic culture of Neoaplectana carpocapsae DD 136 and Heterorhabditis heliothidis.</a> Revue Nematol. 12, 113-123 (1989).</li>
<li>Boemare, N. Biology, taxonomy and systematics of Photorhabdus and Xenorhabdus. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBoemare%2C+N+%22Entomopathogenic+Nematology%22">Entomopathogenic Nematology</a>. Gaugler, R. , CABI Publishing. Wallingford. (2002).</li>
<li>Boemare, N. E., Akhurst, R. A. The Genera Photorhabdus and Xenorhabdus. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBoemare%2C+NE+%22The+Prokaryotes%22">The Prokaryotes</a>. Dworkin, M., Falkow, S., Rosenberg, E., Schleifer, K. -H., Stackebrandt, E. , Springer. New York, NY. 473-488 (2002).</li>
<li>Ehlers, R. U., Wulff, A., Peters, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogenicity+of+axenic+Steinernema+feltiae.+Xenorhabdus+bovienii.+and+the+bacto-helminthic+complex+to+larvae+of+Tipula+oleracea+%28Diptera%29+and+Galleria+mellonella+%28Lepidoptera%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Invertebrate+Pathology%22%5BJournal%5D)">Pathogenicity of axenic Steinernema feltiae. Xenorhabdus bovienii. and the bacto-helminthic complex to larvae of Tipula oleracea (Diptera) and Galleria mellonella (Lepidoptera).</a> Journal Invertebrate Pathology. 69, 212-217 (1997).</li>
<li>Gaugler, R., Kaya, H. K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGaugler%2C+R+%22Entomopathogenic+Nematodes+in+Biological+Control.+Boca%22">Entomopathogenic Nematodes in Biological Control. Boca</a>. , CRC Press. Raton, FL. (1990).</li>
<li>Heungens, K., Cowles, C. E., Goodrich-Blair, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Xenorhabdus+nematophila+genes+required+for+mutualistic+colonization+of+Steinernema+carpocapsae+nematodes%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Identification of Xenorhabdus nematophila genes required for mutualistic colonization of Steinernema carpocapsae nematodes.</a> Molecular Microbiology. 45, 1337-1353 (2002).</li>
<li>Kaya, H. K., Gaugler, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Entomopathogenic+nematodes%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Entomology%22%5BJournal%5D)">Entomopathogenic nematodes.</a> Annual Review of Entomology. 38, 181-206 (1993).</li>
<li>Kaya, H. K., Stock, S. P. Techniques in insect nematology. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKaya%2C+HK+%22Manual+of+techniques+in+insect+pathology%22">Manual of techniques in insect pathology</a>. Lackey, L. A. , Academic Press. London. 281-324 (1997).</li>
<li>Koppenhöfer, H. Bacterial Symbionts of Steinernema and Heterorhabditis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKoppenh%C3%B6fer%2C+H+%22Entomopathogenic+Nematodes%3A+Systematics%2C+Phylogeny+and+Bacterial+Symbionts%22">Entomopathogenic Nematodes: Systematics, Phylogeny and Bacterial Symbionts</a>. Nguyen, K. B., Hunt, D. J. , Brill. Leiden-Boston. 735-759 (2007).</li>
<li>Lunau, S., Stoessel, S., Schmidt Peisker, A. J., Ehlers, R. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+monoxenic+inocula+for+scaling+up+in+vitro+cultures+of+the+entomopathogenic+nematodes+Steinernema+spp+and+Heterorhabditis+spp%5BTitle%5D)+AND+%22Nematologica%22%5BJournal%5D)">Establishment of monoxenic inocula for scaling up in vitro cultures of the entomopathogenic nematodes Steinernema spp and Heterorhabditis spp.</a> Nematologica. 39, 385-399 (1993).</li>
<li>Orozco, R. A., Lee, M., Stock, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soil+sampling+and+isolation+of+entomopathogenic+nematodes+%28Steinernematidae%2C+Heterorhabditidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Soil sampling and isolation of entomopathogenic nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae).</a> J. Vis. Exp. (89), (2014).</li>
<li>Poinar, G. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+presence+of+Achromobacter+nematophilus+in+the+infective+stage+of+a+Neoaplectana+sp+%28Steinernematidae%3A+Nematoda%29%5BTitle%5D)+AND+%22Nematologica%22%5BJournal%5D)">The presence of Achromobacter nematophilus in the infective stage of a Neoaplectana sp (Steinernematidae: Nematoda).</a> Nematologica. 12, 105-108 (1966).</li>
<li>Poinar, G. O. Jr, Thomas, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Significance+of+Achromobacter+nematophilus+sp.+nov.+%28Achromobacteriaceae%3A+Eubacteriales%29+associated+with+a+nematode%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Bull.+Bacteriol.+Nomencl.+Taxon%22%5BJournal%5D)">Significance of Achromobacter nematophilus sp. nov. (Achromobacteriaceae: Eubacteriales) associated with a nematode.</a> Int. Bull. Bacteriol. Nomencl. Taxon. 15, 249-252 (1966).</li>
<li>Sicard, M., Brugirard-Ricaud, K., Pagès, S., Lanois, A., Boemare, N. E., Brehéli, M., Givaudan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stages+of+infection+during+the+tripartite+interaction+between+Xenorhabdus+nematophila%2C+its+nematode+vector%2C+and+insect+hosts%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Stages of infection during the tripartite interaction between Xenorhabdus nematophila, its nematode vector, and insect hosts.</a> Appl. Environ. Microbiol. 70, 6473-6480 (2004).</li>
<li>Sicard, M., Hinsinger, J., LeBrun, N., Pagès, S., Boemare, N., Moulia, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interspecific+competition+between+entomopathogenic+nematodes+%28Steinernema%29+is+modified+by+their+bacterial+symbionts+%28Xenorhabdus%29%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Evolutionary+Biology%22%5BJournal%5D)">Interspecific competition between entomopathogenic nematodes (Steinernema) is modified by their bacterial symbionts (Xenorhabdus).</a> BMC Evolutionary Biology. 6, 68-78 (2006).</li>
<li>Snyder, H., Stock, S. P., Kim, S. K., Flores-Lara, Y., Forst, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+insights+into+the+colonization+and+release+processes+of+Xenorhabdus+nematophila+and+the+morphology+and+ultrastructure+of+the+bacterial+receptacle+of+its+nematode+host%2C+Steinernema+carpocapsae%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+environmental+microbiology%22%5BJournal%5D)">New insights into the colonization and release processes of Xenorhabdus nematophila and the morphology and ultrastructure of the bacterial receptacle of its nematode host, Steinernema carpocapsae.</a> Applied and environmental microbiology. 73, 5338-5346 (2007).</li>
<li>Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStiernagle%2C+T+%22WormBook%22">WormBook</a>. ed, C. .elegans.W. ormB. ook. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.wormbook.org">http://www.wormbook.org</a> (2006).</li>
<li>Stock, S. P., Goodrich-Blair, H. Nematode parasites, pathogens and associated of insects and invertebrates of economic importance. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStock%2C+SP+%22Manual+of+Techniques+in+Invertebrate+Pathology%22">Manual of Techniques in Invertebrate Pathology</a>. Lacey, L. A. , Elsevier. Yakima, WA. 373-426 (2012).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

L&#39;utilisation d&#39;un hôte convenable est un facteur clé pour la réussite dans l&#39;élevage vivo de l&#39;EPN. Habituellement, les deux steinernematids et heterorhabditids peuvent se reproduire et compléter avec succès leur cycle de vie dans les larves de la teigne de la cire plus, Galleria mellonella (Lepidoptera: Pyralidae). Cependant, d&#39;autres espèces d&#39;insectes de familles différentes et / ou des commandes peuvent être envisagées. Quelques-unes des espèces de nématodes actuel...

Les nématodes entomopathogènes (EPN) Steinernema et Heterorhabditis spp. (Steinernematidae, Heterorhabditidae) et leurs symbiotes bactériens, Xenorhabdus et Photorhabdus spp (entérobactéries) sont considérés comme un modèle émergent de animaux terrestres-microbe relations symbiotiques 2-4,6,10,19. Xenorhabdus et Photorhabdus spp. sont nourri comme symbiotes dans l&#39;intestin de la seule étape sans vie des nématodes, aussi connu comme le mineur infectieux (IJ) ou 3 ème étape infectieux juvénile 8,10,13. La paire bactérie-nématode pathogène pour une large gamme d&#39;insectes et a été appliqué avec succès dans la lutte biologique et les programmes de gestion intégrée des ravageurs dans le monde 6,8. Ici, nous montrons une sélection in vivo et des techniques in vitro qui sont souvent exercées pour l&#39;élevage des EPN dans des conditions de laboratoire. Jen méthodes in vivo reposent sur ​​un insecte hôte pour l&#39;élevage des nématodes. Habituellement, les stades immatures de divers ordres d&#39;insectes (c.-à-lépidoptères, coléoptères, diptères, etc.) Sont considérés comme des hôtes appropriés. Dans méthodes in vivo sont généralement considérés pour l&#39;entretien des cultures de nématodes dans le laboratoire. Cette méthode peut ne pas convenir lorsque l&#39;on considère la production de masse des nématodes. De grandes quantités d&#39;insectes hôtes peuvent être nécessaires à cette fin exiger plus de temps et des coûts supplémentaires liés à l&#39;élevage d&#39;insectes. Les nématodes entomopathogènes peuvent également être cultivées in vitro sur plusieurs supports. Selon l&#39;objectif de l&#39;étude; méthodes in vitro ou peut envisager l&#39;incorporation des bactéries symbiotiques dans les médias. Dans cette présentation, nous décrivons deux méthodes couramment utilisées pour la propagation de l&#39;EPN. Les ingrédients des médias sont une source de nutriments pour la bactérie symbiotique unLes méthodes in vitro trouver une source de stérols pour les nématodes. offrent l&#39;avantage de l&#39;élevage de l&#39;EPN sans passer par un insecte. A l&#39;origine, la plupart des médias in vitro mis au point ont été utilisés pour la multiplication des EPN lorsque les hôtes appropriés d&#39;insectes ne sont pas disponibles. Toutefois, au cours des dernières années, in vitro méthodes d&#39;élevage sont devenus largement utilisés dans la recherche visant à comprendre la relation de mutualisme entre EPN et leurs bactéries symbiotiques 17,19. Les techniques décrites dans cette présentation correspondent à celles décrites par différents auteurs et affinée par la Banque de laboratoire, Université de l&#39;Arizona (Tucson, AZ, USA). Ces techniques se distinguent de l&#39;ensemble de techniques qui sont utilisés dans la production de masse de ces micro-organismes à des fins de lutte antiparasitaire.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Pour In vivo Infections</td></tr><tr><td>100 x 15 Boîtes de Pétri</td><td>VWR</td><td>25384-088</td><td></td></tr><tr><td>Papier filtre, 9 cm grade 1 cellulose</td><td>Whatman/VWR</td><td>28450-081</td><td>Papier filtre grade 1 recommandé</td></tr><tr><td>Insectes hôtes</td><td>Timberline</td><td>http://www.timberlinefisheries.com/ProductDetails.asp?ProductCode=WAXLG</td><td>Galleria mellonella sont recommandé</td></tr><tr><td colspan="4">Pour gélose foie-reins (pour 500 ml)</td></tr><tr><td>60 x 15 mm Boîtes de Pétri</td><td>VWR</td><td>25384-092</td><td></td></tr><tr><td>Foie de bœuf, 50 g</td><td>D’origine locale ; boucherie ou supermarché</td><td></td><td>Le reste peut être conservé congelé et décongelé pour une utilisation future</td></tr><tr><td>Rognon de bœuf, 50 g</td><td>D’origine locale ; boucherie ou supermarché</td><td></td><td>Le reste peut être conservé congelé et décongelé pour une utilisation future</td></tr><tr><td>Chlorure de sodium 2,5 g (concentration finale de 0,5 %)</td><td>Acros/VWR</td><td>200002-434</td> peut <td>être utilisé</td></tr><tr><td>Agar, 7,5 g (1,5 % d’agar, concentration finale)</td><td>HiMedia/VWR</td><td>95026-642</td><td>n’importe quel gélose de qualité intermédiaire peut être utilisé</td></tr><tr><td>500 ml distillé H2O</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Pour gélose lipidique (pour 1 L)</td></tr><tr><td>100 x 15 boîtes de Pétri</td><td>VWR</td><td>25384-088</td><td></td></tr><tr><td>Bouillon nutritif, 8 g</td><td>BD/VWR</td><td>90002-660</td><td></td></tr><tr><td>Extrait de levure, 5 g</td><td>EMD/VWR</td><td>EM1.03753.0500</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de magnésium hexahydraté 10 ml (0,2 g/ml)</td><td>EMD/VWR</td><td>EM-MX0045-1</td><td></td></tr><tr><td>Huile de maïs, 4 ml</td><td>Toute marque</td><td>Source locale ; supermarché</td><td>Toute marque d’huile de maïs peut être utilisée</td></tr><tr><td>Sirop de maïs, 96 ml Combiner 7 ml de sirop de maïs dans 89 ml chauffé H2O et tourbillonner pour assurer l’homogénéité</td><td>Karo</td><td>Gélose de supermarché</td><td></td>d’origine locale</tr><tr><td>, 15 g</td><td>HiMedia/VWR</td><td>95026-642</td><td>Toute gélose de qualité intermédiaire peut être utilisée</td></tr><tr><td>Distillée H2O, 890 ml</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo et in vitro Élevage de nématodes entomopathogènes (steinernematidae et heterorhabditidae)

In vivo and In vitro Rearing of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae and Heterorhabditidae)

Les nématodes entomopathogènes (EPN) (Steinernematidae et Heterorhabditidae) ont conclu un partenariat mutualiste avec Gram négatif Gamma-Proteobacteria dans la famille des entérobactéries bactéries. Xenorhabdus sont associés à steinernematids nématodes tout Photorhabdus symbiote de heterorhabditids. Ensemble, les nématodes et les bactéries forment un complexe insecticide puissant qui tue un grand nombre d&#39;espèces d&#39;insectes dans un partenariat intime et spécifique. Ici, nous montrons in vivo et in vitro, des techniques communément utilisées dans l&#39;élevage de ces nematodes dans des conditions de laboratoire. En outre, ces techniques constituent des étapes clés de la mise en place réussie des cultures de l&#39;EPN et constituent également la base pour d&#39;autres essais biologiques qui utilisent ces organismes de recherche. La production de aposymbiotiques nématodes (gratuit symbiotes-) est souvent critique pour une en profondeur et une approche à multiples facettes pour l&#39;étude de la symbiose. Ceprotocole ne requiert pas l&#39;addition d&#39;antibiotiques et peut être réalisé en un court laps de temps avec un équipement de laboratoire standard. Les nématodes produits de cette manière sont relativement robustes, bien que leur taux de survie en stockage variable en fonction de l&#39;espèce utilisée. Les techniques décrites dans cette présentation correspondent à celles décrites par différents auteurs et affiné par le laboratoire de P. Stock, Université d&#39;Arizona (Tucson, AZ, USA). Ces techniques se distinguent de l&#39;ensemble de techniques qui sont utilisés dans la production de masse de ces micro-organismes à des fins de lutte antiparasitaire.

La méthode d'élevage in vivo utilise des insectes vivants comme hôtes pour la croissance et la reproduction des nématodes. chambres d'infection sont une méthode efficace pour exposer les insectes JI. C'est la seule étape du cycle de vie des nématodes vecteurs les bactéries symbiotiques d'un insecte hôte à un autre. Figure 1 montre la mise en place d'une chambre de l'infection ainsi que les matériaux nécessaires pour construire cette chambre. Méthodes in vitro d'élevage permettent EPN à...

Le but de cette présentation est de démontrer in vivo et in vitro techniques pour l&#39;élevage des nématodes entomopathogènes. Dans les méthodes in vivo considèrent l&#39;élevage de ces nématodes avec un insecte hôte, alors que les méthodes in vitro utilisent rich media agar.

In vivo et in vitro Élevage de Nématodes entomopathogènes (Steinernematidae et Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (EPN) (Steinernematidae and Heterorhabditidae) have a mutualistic partnership with Gram-negative Gamma-Proteobacteria in the ...

L’objectif général de cette procédure est de démontrer des techniques in vivo et in vitro pour l’élevage de nématodes entéropathogènes. La méthode in vivo est réalisée en incubant d’abord des larves de stade de la grande teigne de la cire garia melanoma avec une suspension juvénile infectieuse ou IJ. Ensuite, les cadavres infectés par le nématode sont transférés dans un piège blanc modifié afin qu’ils puissent être collectés.La méthode de culture in vitro est réalisée en réparant d’abord des plaques de gélose hépatique, rénale ou lipidique, et les bactéries symbiotiques souhaitées sont striées. Ensuite, la suspension IJ est ajoutée aux plaques et les nématodes sont laissés se développer. Enfin, la gélose est transférée dans un piège blanc modifié pour la récolte des nématodes.En fin de compte, ces techniques permettent d’établir avec succès des cultures d’EPN et constituent également la base d’autres essais biologiques qui utilisent ces organismes pour la recherche. Les méthodes inbivo et in vitro présentées dans cette présentation peuvent être utilisées non seulement pour la recherche sur les nématodes pathogènes, mais aussi pour un large éventail d’expériences visant à comprendre

in-vivo-vitro-rearing-entomopathogenic-nematodes-steinernematidae

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Visualisation des bactéries dans nématodes en utilisant la microscopie à fluorescence

Les nématodes entomopathogènes sont des vers ronds terricoles qui parasitent une grande variété d'insectes. Nous démontrons méthodes d'échantillonnage utilisées pour l'isolement de ces nématodes dans le sol au moyen de deux techniques: l'appâtage des insectes et le piège blanc modifié, pour la récupération des nématodes à partir d'échantillons de sol et de cadavres d'insectes infectés, respectivement.

L&#39;échantillonnage du sol et isolement de nématodes entomopathogènes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Les nématodes sauvages de Caenorhabditis sont associés à de nombreux microbes, souvent dans la lumière intestinale ou infectant l’intestin. Ce protocole détaille une méthode pour enrichir les microbes inculturables colonisant l’intestin, en tirant parti de la résistance de la cuticule de dauer.

Nettoyage sélectif des nématodes sauvages de Caenorhabditis pour enrichir les bactéries du microbiome intestinal

Les nématodes entomopathogènes vivent en symbiose avec les bactéries et, ensemble, ils infectent avec succès les insectes en sapant leur système immunitaire inné. Pour promouvoir la recherche sur la base génétique de l’infection par les nématodes, des méthodes de maintien et de manipulation génétique des nématodes entomopathogènes sont décrites.

Cultiver et manipuler génétiquement des nématodes entomopathogènes

Cet article démontre l’ingénierie du génome médiée par CRISPR-Cas9 chez Steinernema hermaphroditum, un nématode entomopathogène (EPN : parasite insecte) et un modèle génétique émergent. La technologie décrite est utile pour créer des mutants, permettant d’élucider les fonctions géniques en biologie des nématodes pertinentes pour la symbiose mutualiste et parasitaire.

Mutagenèse basée sur CRISPR-Cas9 dans le nématode entomopathogène Steinernema hermaphroditum et le maintien des lignées mutantes

Nous présentons deux méthodes permettant aux agriculteurs de propager massivement des nématodes entomopathogènes sous forme de bioinsecticides. La première méthode utilise le gel de polyacrylamide comme substrat de culture du nématode, tandis que la seconde utilise du coton recouvert de polymère comme substrat de culture. Les deux méthodes reposent sur la propagation in vivo des nématodes à l’intérieur des cadavres d’insectes.

Propagation in vivo par les producteurs de nématodes entomopathogènes

Décellularisation perfusion est une nouvelle technique pour produire des échafaudages foie entier qui conserve la composition de l'organe de la matrice extracellulaire et la microarchitecture. Ici, la méthode de préparation d'échafaudages organe entier en utilisant décellularisation perfusion et le repeuplement ultérieur avec les hépatocytes est décrite. Greffes de foie fonctionnel et transplantables peuvent être générés en utilisant cette technique.

Décellularisation et Recellularization des foies entiers

Monocouches auto-assemblées (SAM) formé à partir de thiols à long alcane sur l'or de fournir des substrats bien définis pour la formation de motifs protéiques et de l'isolement cellulaire. D'impression par microcontact hexadecanethiol l'aide d'un polydiméthylsiloxane (PDMS) de timbre suivie par remblayage avec un glycol terminée alcane thiols monomère produit un modèle où les protéines et les cellules s'adsorbent seulement pour la région estampillé hexadecanethiol.

Créer deux dimensions Substrats motifs pour le confinement des protéines et de cellules

La construction complète d'une coutume, en temps réel du système d'imagerie confocale à balayage est décrite. Ce système, qui peut être facilement utilisé pour la vidéo-microscopie et taux de microendoscopy, permet une gamme de géométries d'imagerie et les applications ne sont pas accessibles à l'aide de systèmes commerciaux standard confocale, à une fraction du coût.

Microscopie à balayage vidéo confocale et à taux Microendoscopy

Ce document détaille la procédure de dissection, la configuration instrumentale, et des conditions expérimentales lors de la cartographie optique de potentiel transmembranaire (Vm) et de calcium intracellulaire transitoire (CAT) dans Langendorff isolés perfusés intacte cœur de la souris.

Cartographie optique de potentiels d&#39;action et les transitoires de calcium dans le cœur de la souris

Découvrez les techniques d'élevage in vivo et in vitro des nématodes entomopathogènes Steinernematidae et Heterorhabditidae. Ces méthodes utilisent des larves d'hôtes ou des milieux agar riches pour cultiver ces organismes utilisés en lutte biologique.

In vivo et in vitro Élevage de Nématodes entomopathogènes (Steinernematidae et Heterorhabditidae)

Explorer plus de vidéos