Le système swimmeret des écrevisses: Un guide pratique pour la dissection de la corde nerveuse et extracellulaires enregistrements du schéma moteur

L’objectif global de cette procédure est de disséquer le cordon nerveux abdominal de l’écrevisse afin de l’utiliser dans des études électrophysiologiques. Ceci est accompli en anesthésiant d’abord l’écrevisse. Ensuite, une dissection macroscopique est effectuée pour isoler la plaque ventrale de l’écrevisse.

Ensuite, une dissection fine est effectuée pour isoler complètement le système nerveux central des ganglions raïciens aux ganglions abdominaux. Un six. Enfin, la gaine ganglionnaire est retirée de tous les ganglions pour faciliter les expériences électrophysiologiques.

En fin de compte, la chaîne des ganglions abdominaux est utilisée pour les enregistrements extracellulaires ou intracellulaires. Pour étudier la coordination des générateurs de motifs centraux ou pour étudier la morphologie et le contexte synaptique des neurones identifiés. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des neurosciences, telles que fournir une expérience pratique sur le fonctionnement du réseau nerveux pour pouvoir enregistrer l’agitation de la FLA fic dans le système nerveux isolé, ou pour caractériser la morphologie des ganglions abdominaux ou celle de neurones spécifiques.

Bien que cette méthode puisse donner un aperçu du système de taux de nage des écrevisses. Il peut également être appliqué à d’autres systèmes tels qu’un réseau neuronal qui régit le comportement de retournement de la queue chez les écrevisses Travailler avec l’écrevisse du Pacifique Stacia Linea Guus. Après avoir anesthésié un animal selon le protocole textuel, tenez-le ventral vers le haut et utilisez des ciseaux puissants pour couper les deux griffes à leur base près du thorax.

Retirez ensuite les europods gauche et droit. Placez l’animal face ventrale vers le haut dans un plat de dissection tapissé de saindoux noir avant d’utiliser une solution saline froide pour perfuser à travers l’ouverture de la griffe. Ensuite, utilisez des ciseaux puissants pour faire une seule coupe transversale juste derrière les yeux du poisson-cray pour le décapiter.

Retirez ensuite toutes les pattes de marche près des articulations de la base pour isoler l’abdomen ainsi que les derniers segments thoraciques du reste du thorax. Insérez la pointe des ciseaux dans l’ouverture de la deuxième jambe de marche et coupez du côté opposé. Après avoir étendu la coupure des deux côtés à travers le thorax et exposé certains des organes internes comme décrit dans le protocole de texte, retirez la partie antérieure du thorax.

Retirez maintenant les organes internes et rincez l’animal avec une solution saline froide. Poursuivez la dissection par une incision en position latérale maximale entre le lumon et les rats nageurs sur toute la longueur de la plaque sternale. Faites la même coupe de l’autre côté.

Placez l’abdomen de la craie face ventrale vers le haut dans la coupelle de dissection. À l’aide d’épingles à insectes, fixez le spécimen postérieurement au tellson et antérieurement aux restes de la carabase. Remplissez le plat de sérum physiologique pour écrevisses afin qu’il recouvre le spécimen.

À l’aide d’une pince grossière dans la main gauche, saisissez l’ouverture d’une jambe de marche et ouvrez l’échantillon. Identifiez les deux gros brins de muscle fléchisseur dorsal. Fixez-les et coupez leurs bases ventrales ainsi que l’artère sternale.

Exposez les premiers ganglions abdominaux A un et les nerfs associés N un N deux. Passons maintenant au deuxième segment abdominal. Retirez la base des brins musculaires près de la base ventrale.

Le ganglion abdominal A deux est maintenant visible avec les nerfs associés N un, N deux et N trois. Transectez les nerfs N trois à la position la plus éloignée du cordon nerveux. Répétez ces étapes pour les trois segments abdominaux suivants avec les ganglions abdominaux.

Un trois à cinq. En atteignant le ganglion abdominal, un six. Coupez la plaque sternale postérieure aux nerfs d’un six.

Gardez la partie ventrale et fixez-la. Face dorsale vers le haut dans le plat rempli de solution saline au microscope. Utilisez une pince pour enlever les parties les plus antérieures du cephalon thoracique stern.

Ensuite, coupez les muscles entre les structures exosquelettiques restantes. Après avoir soulevé avec précaution l’extrémité antérieure du cordon nerveux ventral, coupez les nerfs thoraciques latéralement. Concentrez-vous sur un et coupez les nerfs N un et N deux d’un d’une longueur maximale d’un centimètre pour les épingler.

Ensuite, passez à A deux et identifiez les nerfs N un, N deux et N trois de ce segment. Les nerfs n un des ganglions abdominaux, un deux à cinq. Résident entre deux cuticules sternales en déplis dans chaque segment et sont recouvertes par la musculature.

Ensuite, en commençant par le bord latéral de l’abdomen, faites une coupe le long du repliement cuticulaire sternal postérieur et dirigez-vous vers la ligne médiane après avoir découvert N un selon le protocole de texte. Si nécessaire, coupez le nerf aussi distalement que possible. Passez du côté controlatéral et commencez à isoler le nerf N un de la ligne médiane près du ganglion, en progressant vers le bord latéral en coupant le long de l’enroulement cuticulaire sternal postérieur.

Maintenant, coupez les nerfs N deux de ce ganglion à une longueur appropriée pour l’épinglage. Répétez ensuite les étapes indiquées pour les ganglions abdominaux. Un deux pour un trois à un cinq aussi distalement que possible.

Coupez les nerfs du ganglion un six. Utilisez des pinces pour saisir plusieurs nerfs d’un six pour soulever le ganglion et commencer à isoler la chaîne de ganglions de la plaque sternale. Après avoir complètement isolé le cordon nerveux, transférez la chaîne de ganglions dans une boîte de Pétri doublée d’un protège-seuil transparent et remplie de solution saline à l’aide de petites broches découpées dans du fil d’acier inoxydable tout en appliquant une légère touche d’étirement.

Épinglez la chaîne des ganglions en ligne droite avec le cordon nerveux disposé côté dorsal vers le haut. Ne gardez que les deux derniers ganglions thoraciques et épinglez les nerfs thoraciques sur le côté. Épinglez les nerfs d’un à un angle de 90 degrés par rapport au cordon nerveux.

Ensuite, passez à a deux et épinglez les nerfs N deux à un angle de 35 à 45 degrés par rapport au cordon nerveux. Une fois que les nerfs N un sont séparés et épinglés selon le protocole de texte, épinglez la branche antérieure du nerf N un à un angle de 90 degrés par rapport au cordon nerveux. Ensuite, épinglez la branche postérieure du nerf N un entre la branche antérieure N un et le nerf N deux.

Comme tous les ganglions abdominaux doivent être dégainés, utilisez des ciseaux à ressort fins pour faire une petite incision latérale à travers la gaine ganglionnaire postérieure au ganglion et entre les nerfs N deux et N trois. Couper transversalement à travers la gaine au-dessus du conjonctif. Continuez ensuite à le couper le long des bords latéraux du ganglion avant de retirer la gaine.

Si nécessaire, à l’aide d’une pince fine, soulever la gaine pour effectuer des enregistrements extracellulaires. Après la configuration des outils et des réactifs répertoriés dans le protocole de texte, placez la chaîne de ganglions sur la table du microscope et éclairez par le bas. Insérez l’électrode d’enregistrement dans le protège-syl près du nerf cible et l’électrode de référence à une position proche mais latérale des ganglions.

Ensuite, pliez le nerf cible autour de l’enregistrement. Après avoir étiré et sécurisé le nerf, utilisez une seringue remplie de vaseline et une aiguille à pointe arrondie de calibre 20 pour isoler le nerf cible de la solution de bain. Répétez cette opération pour tous les nerfs dont l’activité doit être enregistrée.

Enfin, commencez à enregistrer comme indiqué ici, l’activité extracellulaire de la PS ipsilatérale de deux à cinq motoneurones commence par une rafale de PS dans un cinq et l’onde d’excitation se propage dans la direction antérieure. De plus, le temps mesuré entre le début d’une rafale et le début de la rafale suivante dans chaque segment reste constant et est défini comme la période des périodes de rythme et de la rafale. Les durées peuvent varier entre les différentes préparations, mais le décalage de phase entre les segments reste constant à environ un quart du cycle, indépendamment de la fréquence du rythme.

Ces modèles de coordination peuvent être mieux vus dans les histogrammes de phase présentés ici. Ici, à l’aide de micro-électrodes pointues, les enregistrements intracellulaires des dendrites de Ps.Les motoneurones montrent les oscillations d’enphase des neurones individuels avec l’activité extracellulaire enregistrée de tous les motoneurones PS du même ganglion héminaire. Pour identifier les neurones enregistrés intracellulairement, les cellules peuvent être di-remplies à l’aide de micro-électrodes pointues et d’ionophorèse.

Sur cette figure, le soda ventral de deux motoneurones PS remplis de di est situé en arrière de la base du nerf N un. Le neurite primaire se projette vers l’avant et se ramifie à l’intérieur de la pilule neurologique latérale. L’axone fait saillie à travers la branche postérieure du nerf N un jusqu’à la musculature.

Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 45 minutes à une heure si elle est bien exécutée. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler de changer la solution saline à intervalles réguliers pour garder le tissu nerveux en bonne santé. Suite à cette procédure, d’autres méthodes telles que l’enregistrement intracellulaire des motoneurones ou des interneurones peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires telles que l’analyse du mécanisme cellulaire de coordination, la mesure des courants ioniques ou l’étude de l’effet des neuromodulateurs sur l’activité rythmique de cellules spécifiques.