Localisation, identification, et l'excision des dépôts adipeux murin

L’objectif général de cette procédure est de démontrer l’identification et l’excision du dépôt adipeux pour l’analyse de différents effets factoriels sur et par le dépôt adipeux. Ceci est accompli en exposant d’abord les organes internes et les dépôts adipeux d’une souris adulte. Dans la deuxième étape, les organes et les tissus superflus sont retirés pour mieux exposer les dépôts, ce qui permet d’identifier les dépôts dans leurs emplacements correspondants.

Dans la dernière étape, le tissu adipeux est ensuite extrait avec un soin particulier pour éviter toute contamination. En fin de compte, l’isolement et l’excision de ces dépôts fournissent des tissus pour l’analyse histologique, l’expression des protéines, l’activité enzymatique et l’analyse de l’expression des gènes, ainsi que pour les études in vitro. Le principal avantage de ce protocole particulier par rapport aux méthodologies existantes est qu’il permet l’isolement de plusieurs dépôts avec une dissection minimale, ainsi qu’une contamination minimale.

Cette procédure peut donc aider à répondre aux questions sur le domaine de l’obésité. Par exemple, les effets néfastes, voire bénéfiques, du tissu adipeux sur les maladies humaines. Pour isoler le tissu adipeux brun, commencez par placer une souris adulte euthanasiée à l’éthanol en position couchée, le dos contre la table.

Ensuite, utilisez une pince pour soulever la peau juste en dessous du diaphragme et incisez la peau avec des ciseaux. Coupez transversalement autour de la circonférence de la souris pour exposer le péritoine. Ensuite, en tenant les appendices inférieurs et l’abdomen d’une main, tirez la peau vers la tête avec l’autre main pour déganter la moitié supérieure de la souris révélant le dépôt adipeux brun en forme de papillon ou chauve-souris.

Ensuite, localisez le scape et le dépôt de chauves-souris correspondant. Ensuite, utilisez un microscope de dissection pour retirer soigneusement tout adipeux blanc superficiel sur le papillon et disséquer la graisse brune interscapulaire, en prenant soin d’éviter tout muscle associé. Pour isoler le tissu adipeux sous-cutané ou subq, tenez les appendices supérieurs et le thorax d’une main et tirez la peau vers les pieds avec l’autre main pour déganter la moitié inférieure de la souris et révéler les dépôts inguinaux triangulaires subq.

Remettez ensuite la souris en position couchée et disséquez soigneusement les triangles de graisse subq pour isoler la graisse gonadique de la cavité abdominale. À l’aide de ciseaux, coupez le péritoine transversalement directement sous le diaphragme. Ensuite, coupez le péritoine du diaphragme au rectum, au milieu de la coronaire pour exposer les organes abdominaux et disséquez soigneusement les deux dépôts de graisse épidermique des testicules epi et vasa deia.

Pour isoler le tissu adipeux périvasculaire, maintenez l’animal en position couchée et étendez les appendices supérieur et inférieur vers l’extérieur. Ensuite, soulevez le processus xiphoïde avec une pince pour créer une tension sur le haut du corps et coupez horizontalement à travers le diaphragme, exposant la partie inférieure de la cavité thoracique. Coupez la cage thoracique vers le haut vers la tête juste sur le côté du sternum, puis ramassez la cage thoracique juste en dessous de la clavicule.

Couper le long de la longueur inférieure de la clavicule vers l’aisselle dans les deux sens. La cavité thoracique et son contenu devraient maintenant être clairement visibles. Une fois que la zone est débarrassée de liquide, coupez les bronches et les vaisseaux qui les attachent pour retirer les poumons et exposer le cœur.

Après avoir identifié l’estomac et l’œsophage, coupez l’œsophage à la jonction gastro-œsophagienne pour libérer l’estomac. Ensuite, identifiez les intestins et le mésentère environnant. Coupez superficiellement à travers le mésentère, puis coupez le côlon aussi près que possible du rectum pour libérer l’estomac, l’intestin, le côlon, le pancréas et la rate.

Lorsque les organes ont été enlevés, coupez à travers les veines hépatiques et le mésentère de liaison et retirez tous les lobes du foie. Coupez la couche viscérale et la graisse entourant les reins, laissant les reins attachés à l’aorte in vivo pour servir de marqueurs géographiques pour les différents segments de l’aorte. Ensuite, lorsque la zone autour des reins est dégagée, utilisez des micro-ciseaux et des micro-pinces pour séparer l’aorte de son attache dorsale à la colonne vertébrale et de son attache ventrale à l’œsophage.

Dans le thorax, suivez et détachez l’aorte de son origine dans le cœur jusqu’à la bifurcation dans la région iliaque. Pour isoler le tissu adipeux aortique, à ce stade, les vaisseaux sous-claviers peuvent être identifiés. Isolez ces vaisseaux du cou à la racine aortique pour mieux exposer la jonction aortique et la racine dans le cœur.

Ensuite, retirez le thymus et coupez les artères brachiocéphalique, carotidienne commune gauche et sous-clavière gauche pour permettre le mouvement du cœur. Enfin, utilisez un microscope à dissection pour visualiser le tissu adipeux périvasculaire ou la couche P VVA T entourant l’aorte. Ensuite, utilisez une micro-pince pour retirer doucement le tissu de l’aorte et des micro-ciseaux pour couper doucement l’attache du PVAT à l’aorte en commençant par la région thoracique, juste au-dessus de l’endroit où se trouve le diaphragme.

Ensuite, utilisez une micro-pince pour retirer doucement le tissu de l’aorte et des micro-ciseaux pour couper doucement l’attache du PVAT à l’aorte en commençant par la région thoracique juste au-dessus de l’endroit où se trouve le diaphragme. Répétez ce processus sur toute la longueur de l’aorte en terminant à la région aortique infrarénale, située juste au-dessus de la bifurcation iliaque du vaisseau aortique et en dessous des branches rénales de la chauve-souris. Et les échantillons wat peuvent être différenciés par analyse histologique avec coloration h et e des lignées cellulaires primaires d’adipocytes sous-cutanés et périvasculaires.

Les adipocytes peuvent ensuite être cultivés et différenciés de préadipocytes à adipocytes pour l’analyse sur microréseaux. Dans ces images représentatives, par exemple, la conversion des préadipocytes cultivés en adipocytes a été confirmée avec des adipocytes colorés au rouge d’huile, isolés, cultivés et différenciés par cette méthode peuvent être utilisés pour d’autres analyses in vitro. Dans cette expérience représentative, on a observé une diminution de l’activité enzymatique de MM P two dans les adipocytes périvasculaires isolés en réponse à un traitement expérimental par rapport aux témoins non traités.

Lors de cette procédure, il est important de ne pas oublier de changer de gants et de nettoyer fréquemment vos instruments pour minimiser la contamination. Ainsi, une fois ces tissus collectés, une variété de procédures peuvent être effectuées sur eux. Par exemple, la culture cellulaire, l’analyse histologique, la mesure des protéines et même l’expression des gènes.

Ensuite, ces résultats peuvent être utilisés pour aider à comprendre la relation, les similitudes et les différences entre les différents dépôts.