Une nouvelle technique pour l'analyse quantitative de la perte de cheveux chez la souris Utilisation de l'analyse des niveaux de gris

L’alopécie est une forme courante de perte de cheveux qui peut survenir dans de nombreuses conditions différentes, y compris comme effet secondaire de la chimiothérapie. Nous avons développé une méthode pour quantifier la perte de cheveux chez la souris, en utilisant un imageur de gel standard pour effectuer une analyse en niveaux de gris, afin de faciliter l’étude de nouvelles thérapies prometteuses contre l’alopécie.

L’objectif global de cette procédure est de fournir une quantification de la densité des cheveux à l’aide de l’absorption de la lumière. Pour ce faire, il suffit de photographier d’abord des animaux sur un imageur à gel. Les étapes suivantes consistent à définir une région d’intérêt sur la photo et à déterminer l’absorption de la lumière dans la région d’intérêt.

Ensuite, l’absorption de la lumière est comparée à une norme photographique. En fin de compte, l’absorption de la lumière peut être moyennée entre des animaux traités de la même manière pour montrer les effets d’une intervention sur la croissance des poils. Les principaux avantages de cette technique sont qu’elle est impartiale, quantifiable et reproductible.

Ceci est extrêmement important car cela vous permet d’utiliser des normes, des techniques statistiques comme Inova pour déterminer la signification statistique des résultats. Pour ce protocole, utilisez un imageur à gel avec une source lumineuse intégrée pour la photographie réfléchissante. Cela garantit une bonne uniformité de la lumière, tandis que l’éclairage trans crée un silhouettage impropre à l’analyse.

Commencez par préparer l’imageur gel, réglez la mise au point et le champ de vision. En utilisant du texte imprimé, la souris peut être légèrement floue car cela fonctionne réellement. Pour réduire les erreurs quantiques dans les petites régions d’intérêt, vérifiez l’uniformité de la source lumineuse dans la région photographiée dans le but d’obtenir une excellente moyenne optique dans la région d’intérêt.

Ensuite, préparez l’animal. Choisissez un anesthésique à action rapide et de courte durée et administrez-en juste assez pour garder les animaux immobiles pour la photographie. Placez maintenant les animaux sur l’imageur verticalement et aussi près que possible de la position parallèle.

Pour les photographies dorsales, placez les animaux en position couchée avec les membres étendus. Pour les photographies ventrales, placez les animaux en position couchée. Assurez-vous qu’ils ne sont pas tournés latéralement.

Les valeurs d’absorption peuvent être extraites entre les images, mais ce n’est pas ce pour quoi la machine a été conçue. Ainsi, l’ajout d’une norme d’échelle de gris nous permet de normaliser les valeurs d’absorption lors de la compilation des données. Placez maintenant l’étalon d’échelle de gris dans la région photographiée.

Fermez ensuite la chambre et réduisez l’éclairage ambiant qui pourrait pénétrer dans la chambre de l’appareil photo. Réglez la butée F sur une exposition qui fait que la zone d’intérêt n’est pas sursaturée ou sous-exposée. Ensuite, prenez une photo.

Si le diaphragme F est choisi de telle sorte que l’image soit saturée, la valeur de l’échelle de gris sera fixée à la valeur et B n’aura aucune utilité. Changez ensuite le F.Stop d’un, en gardant la zone d’intérêt et la norme dans une plage d’exposition linéaire, et prenez une deuxième photo une fois la photographie terminée. Placez les animaux sur une table chauffante et surveillez-les jusqu’à ce qu’ils se rétablissent.

Sternal couché. Ensuite, retournez les animaux dans leurs cages et enfin au vivarium pour une récupération complète. Pour quantifier l’absorption de la lumière à l’aide du logiciel d’imagerie sur gel, marquez les régions d’intérêt sur les images des animaux pour une vue dorsale de l’animal entier.

Utilisez une image rectangulaire, une image ovale ou un outil à main libre pour délimiter un espace entre les membres supérieurs et les membres inférieurs, en s’étendant latéralement autant que possible. Restez dans les marges du dos de l’animal pour une vue ventrale de l’animal entier. Utilisez deux rectangles.

L’un pour couvrir la région pelvienne, qui est toilettée, et l’autre pour couvrir la zone de la poitrine, qui n’est pas toilettée. Les petites régions d’intérêt, telles que l’endroit où un médicament a été administré, peuvent également être marquées au besoin. Deuxièmement, marquez la région d’intérêt sur l’étalon d’absorption en niveaux de gris.

Enregistrez ensuite l’absorption de chaque région d’intérêt marquée pour comparaison entre les photographies. Normaliser les niveaux d’absorption par rapport à l’étalon de fond à l’aide d’une relation logarithmique entre l’exposition et l’absorption. Pour ce faire, tracez une courbe du logarithme d’exposition en fonction du logarithme d’absorption.

À l’aide des valeurs obtenues à partir de l’étalon d’absorption en niveaux de gris, ajustez ensuite les variations de la norme de chaque photographie comme suit. Tout d’abord, sélectionnez le diaphragme pour la lecture du retour sur investissement et le diaphragme pour la référence et calculez l’absorption moyenne de l’étalon dans toutes les photographies au niveau du diaphragme de lecture. Cette moyenne est la valeur standard de référence ou RSV.

Ensuite, calculez la différence d’absorption entre les paramètres de lecture et de référence F-Stop sur chaque photo et effectuez les mêmes calculs pour la norme et pour chaque retour sur investissement défini. À l’aide des données d’un diaphragme, calculez l’absorption corrigée pour chaque retour sur investissement à l’aide de la formule illustrée. Ensuite, appliquez des méthodes statistiques standard pour analyser les données des souris greffées C3 HHEJ, dont le modèle d’alopécie ADA a été analysé à l’aide de la méthode décrite à différentes expositions.

Comme prévu, les variations du retour sur investissement non chevauchant étaient étroitement corrélées. Des comparaisons similaires ont produit la même corrélation étroite sur une période de trois semaines. Les souris ont été imagées pour quantifier leur perte de cheveux attendue.

80 % des souris imagées ont montré une perte de cheveux dans cette période. En comparaison, les souris normales C 57 black six n’ont montré aucune perte de cheveux dans le même laps de temps. Dans une deuxième étude, l’alopécie induite par la chimiothérapie a été quantifiée à l’aide de la technique décrite.

Les souris ont été traitées avec du cyclophosphamide pendant trois semaines et après deux mois, elles ont montré une perte de cheveux significative par rapport aux témoins. Une fois masterisée, chaque image peut être analysée en moins de cinq minutes. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de quantifier la quantité de croissance des poils chez les rongeurs à l’aide d’un système d’imagerie sur gel standard.