Name: Technique mini-invasive pour injection dans Rat Optic Nerve (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Apprenez une technique mini-invasive pour injecter des médicaments ou cellules souches dans le nerf optique du rat. Cette méthode réduit les complications chirurgicales et accélère la récupération.

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Cette étude a été soutenue par NeuralStem, Inc., et Johns Hopkins Project RESTORE.

NOTE: Toutes les procédures d&#39;animaux ont été approuvés par le Comité des soins et de l&#39;utilisation des animaux Johns Hopkins. machines d&#39;anesthésie nécessitent une inspection annuelle et l&#39;étalonnage nécessaire. 1. Anesthésie et de positionnement <ol><li> Anesthésie. <ol><li> Effectuer toutes les interventions chirurgicales sous anesthésie avec 2-3% isofluorane. Confirmez niveau approprié de l&#39;anesthésie par pincement de l&#39;orteil et le taux de respiration. Vérifiez que le rat ne bronche pas en réponse à un pincement de l&#39;orteil. NOTE: Un tressaillement indique anesthésie qui est trop tard et peut nécessiter une anesthésie plus avant de commencer ou une concentration isofluorane supérieur. Un taux inférieur à 1 souffle toutes les 2 sec est trop lent indiquant l&#39;anesthésie de respiration est trop élevé et peut exiger un éclaircissement de la concentration isofluorane. </li><li> Fixez l&#39;animal comme nécessaire pour éviter les mouvements de la tête lors de la procédure. Déposer une goutte de la lidocaïne sur l&#39;œil chirurgicale. Utilisez des larmes artificielles toutes les 10 min pour prévenir la sécheresse tandis que sous anesthésie. Donnerune injection de buprénorphine de 0,01 mg / kg SC pré-opératoire, puis tous les 6-8 heures au besoin. </li></ol></li><li> Positionnement. <ol><li> Placez rats dans un cadre stéréotaxique et garder au chaud avec un coussin chauffant. Mouiller la fourrure du cuir chevelu avec de l&#39;alcool en prenant soin d&#39;éviter l&#39;exposition sur les yeux. Utiliser des outils stériles et technique stérile pour minimiser les risques d&#39;infections post-opératoires. </li></ol></li></ol> 2. Contrôle des yeux <ol><li> Placez une suture 4-0 dans la conjonctive latérale et attacher avec assez de suture pour permettre une légère traction. </li></ol> 3. Dissection <ol><li> Dissection initiale. <ol><li> Faire une incision pouces ~ 1 dans la peau recouvrant la crête orbitale en utilisant une taille 10 scalpel comme le montre la figure 1. Rentrer la peau et le fascia sous-jacent et soigneusement disséquer le fascia. Pour prévenir les saignements excessifs dans la chirurgie, éviter de couper les vaisseaux sanguins tout en disséquant le fascia. Utilisez stratégiquement plconseils de coton ACED pour fournir l&#39;hémostase. </li></ol></li><li> Dissection profonde. NOTE: Avec une légère traction sur la conjonctive de l&#39;œil en tirant vers le bas et de la prise, le muscle orbitaire supérieure entrera en vue. Afin d&#39;exposer le nerf optique, ce muscle doit être coupé et la graisse rétro-orbitaire retiré. La graisse peut être jeté et ne doit pas être remplacé après l&#39;injection. De ce point, le nerf optique fascia doit être visible comme un faisceau de nerf optique lui-même, avec les vaisseaux sanguins enveloppés dans la dure-mère (Figure 1). <ol><li> Faire une petite incision dans la dure-mère utilisant le scalpel ou une aiguille biseautée de calibre 31 pour faire percer moins traumatisante. </li></ol></li></ol> 4. Pipette Injector <ol><li> Tirer une micropipette de verre à un diamètre de 50 à 100 um. Pour assurer la stabilité, la micropipette monter sur un micromanipulateur et le fixer à une seringue Hamilton reliée à une pompe à perfusion. </li><li> Tirez les billes (ou cellules souches)reconstituée dans un volume de 0,5 à 1,0 ul dans la micropipette rétrograde avec 0,5 ul de volume de solution de bleu de méthyle avant et après. NOTE: Un débit de perfusion réglé à 0,5-2 pi par min empêche traumatisme du nerf optique. </li></ol> 5. Injection <ol><li> Abaissez la pointe de la micropipette sur le nerf optique juste au-dessus de la dure entaillé. REMARQUE: Un petit mouvement, mais rapide de la pointe de verre dans les résultats du nerf optique dans le moins de dommages. Comme la pompe à perfusion commence, le colorant bleu de méthyle devrait mettre en évidence la zone du nerf optique injecté. Le colorant doit rester localisée dans le nerf optique sans fuite dans l&#39;espace sous-arachnoïdien. </li><li> Suivez la deuxième bande de bleu de méthylène pour déterminer quand l&#39;injection de cellules souches est complète et tourner la pompe à perfusion off que la deuxième dose de bleu de méthylène est injectée. Gardez la micropipette toujours dans le nerf optique pendant 2 minutes pour chaque volume de 1 pl injecté dans de prévenir l&#39;hypertensionéjection pression lors du retrait de la micropipette. NOTE: Une approche alternative est de relier la pointe de la pipette à une seringue remplie d&#39;air qui peut être manipulé manuellement. De toute façon, éviter une force excessive pour minimiser les dommages aux nerfs optiques. Nous vous recommandons d&#39;injecter plus de 2 pi de volume dans chaque nerf optique. </li></ol> 6. Suivi <ol><li> Immédiate. <ol><li> Lorsque l&#39;injection est terminée, retirez la micropipette avec des conseils de coton utilisés pour fournir l&#39;hémostase. Suturer la peau avec soie 3-0 et enlever la suture conjonctivale. </li><li> Gardez rats chaud sur un coussin chauffant jusqu&#39;à ce qu&#39;ils sortent de l&#39;anesthésie. Ne pas laisser un animal sans surveillance tant qu&#39;il a repris conscience suffisante pour maintenir décubitus sternal. Ne retournez pas un animal qui a subi une intervention chirurgicale à la compagnie d&#39;autres animaux jusqu&#39;à guérison complète. </li><li> Si l&#39;animal présente des signes de douleur excessive, y compris la léthargie, ataxie, ou breathin travaillég, administrer une analgésie appropriée avec la buprénorphine par voie intramusculaire (0,05 mg / kg) jusqu&#39;à trois fois par jour. </li></ol></li><li> Long terme. <ol><li> Pour le 24-48 heures suivantes, observer le rat pour des complications de la chirurgie, y compris gonflement ou la décharge de la plaie ou d&#39;autres signes de douleur tels que la vocalisation, l&#39;apparence voûtée, non-toilettage, ou ne pas manger. Envisager une consultation avec un vétérinaire ou l&#39;euthanasie éthique que nécessaire. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Dahlmann-Noor, A., Vijay, S., Jayaram, H., Limb, A., Khaw, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+approaches+and+future+prospects+for+stem+cell+rescue+and+regeneration+of+the+retina+and+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+journal+of+ophthalmology+Journal+canadien+d%27ophtalmologie%22%5BJournal%5D)">Current approaches and future prospects for stem cell rescue and regeneration of the retina and optic nerve.</a> Canadian journal of ophthalmology Journal canadien d'ophtalmologie. 45 (4), 333-341 (2010).</li>
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</ol>

Les auteurs n’ont aucune divulgation significative à signaler.

L’injection directe dans le nerf optique de cellules souches ou d’autres produits destinés à faciliter la régénération constitue un modèle pratique par rapport à d’autres moyens d’injection dans le SNC. Cette technique prend moins de temps, nécessite moins d’anesthésie totale, évite le forage ou l’ablation du crâne ou du tissu osseux, réduit les taux de complications et permet une récupération plus rapide après la chirurgie. 
Les étapes les plus critiques de ce protocole comprennent : 1. Une h...

Le nerf optique offre un emplacement idéal pour le système nerveux central (SNC), y compris la recherche régénérative conditions ophtalmologiques tels que la névrite optique, le glaucome et les traumatismes. Les injections de diverses cellules souches ont démontré une efficacité ou soit montré prometteur pour remplacer la perte de myéline, ce qui augmente le nombre axonale et / ou prévenir les maladies dégénératives. 1,2 Le nerf optique humain contient environ 1,2 million d&#39;axones parallèles voyageant de la rétine au chiasme avec un diamètre d&#39;environ 3,0-3,5 mm. 3 Pour modéliser les maladies humaines en laboratoire, le rat a été utilisé fréquemment. Le nerf optique de rat adulte contient environ 100.000 axones au sein d&#39;un diamètre d&#39;environ 0,5 mm. 4 Une des limitations majeures dans la recherche régénérative CNS est l&#39;accès désossé directe. Les complications et les risques chirurgicaux à l&#39;animal sont plus élevés lorsque le crâne ou des vertèbres sont enlevés. Comme pour les avantages deapproches mini-invasives de la colonne vertébrale, 5 injections du nerf optique directs sans ouvrir le crâne offre réduite complications et une récupération plus rapide. Cette technique a été utilisée dans les études précédentes. 6 Dans ce manuscrit et la vidéo qui l&#39;accompagne, nous démontrons une procédure mini-invasive d&#39;injecter des cellules souches dans le rat nerf optique.

<table><tbody><tr><td>Rat Lewis</td><td>Charles River</td><td>4</td><td>N’importe quelle souche de rat fonctionnera.</td></tr><tr><td>Appareil d’anesthésie</td><td>Surgivet</td><td>CDS9000</td><td>CDS 9000 Appareil d’anesthésie pour petits animaux - Pompe</td></tr> à <tr><td>perfusion</td><td>Stoelting</td><td>53129</td><td></td></tr><tr><td>Microscope de dissection</td><td>National Optical</td><td>409-411-1105</td><td></td></tr><tr><td>Source lumineuse à fibre optique</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-21</td><td></td></tr><tr><td>Dissection et instrument stéréotaxique</td><td>Stoelting</td><td>51400</td><td></td></tr><tr><td>Extracteur de pipettes</td><td>Kopf</td><td>750</td><td></td></tr><tr><td>Pipettes</td><td>World Precision Instruments</td><td>18150-6</td><td></td></tr><tr><td>Lames de scalpel jetables</td><td>Harvard Apparatus</td><td>810-15-021</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux d’iridectomie</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>Uniband LA-4XF</td><td></td></tr></tbody></table>

technique mini-invasive pour injection dans rat optic nerve

Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve

Le nerf optique du rat est un modèle utile pour la recherche sur la régénération des cellules souches. L’injection directe dans le nerf optique du rat permet l’administration dans le système nerveux central lors d’une chirurgie mini-invasive sans ablation osseuse. Cette technique décrit une approche de visualisation et d’injection directe du nerf optique après une dissection fasciale mineure de la crête orbitaire, à l’aide d’une suture de traction conjonctivale pour tirer doucement l’œil vers le bas et vers l’extérieur. Des exemples représentatifs d’un nerf optique injecté montrent une injection réussie de billes teintées.

A la fin de l&#39;expérience, les rats ont été sacrifiés et perfusés avec 4% de paraformaldehyde. Les nerfs optiques ont été soigneusement disséqués et montés pour cryostat sectionnement. La figure 2 montre un exemple d&#39;un rat ensemble nerf optique à faible puissance dans lequel colorant bleu Evans a été injecté afin de visualiser le site. La flèche indique l&#39;emplacement précis de l&#39;injection. Cette dissection a été fait en quelques minutes de l&#39;injection, comme indiqué par la diffusion ...

L’injection directe dans le nerf optique du rat est utile pour la recherche régénérative. Nous démontrons une technique mini-invasive d’injection directe dans un nerf optique de rat qui n’implique pas d’ouverture du crâne. Grâce à cette méthode, les complications chirurgicales sont minimisées et la récupération est plus rapide.

Technique mini-invasive pour injection dans Rat Optic Nerve

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central ...

L'objectif général de cette procédure est de proposer une approche peu invasive pour injecter des médicaments ou des cellules souches dans le nerf optique d'un rat vivant. Cette opération s'effectue tout d'abord en anesthésiant le rat, en le positionnant sur le support de dissection, puis en insérant un fil de suture dans la conjonctive afin de manipuler l'œil. Ensuite, la deuxième étape consiste à disséquer la crête orbitaire située derrière l'œil afin d'exposer le nerf optique.Ensuite, la pipette en verre est insérée dans le nerf optique, puis le médicament ou les cellules souches sont injectés avant la fermeture du site chirurgical et le réveil du rat après l'anesthésie. Finalement, après une période déterminée, le rat est sacrifié, le nerf optique est disséqué et les effets de l'injection chirurgicale ou de la greffe peuvent être visualisés par microscopie. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes réside dans son caractère faiblement invasif, ce qui permet au rat de survivre aussi longtemps que nécessaire.Étudier les effets d'une injection chirurgicale ou d'une greffe. La procédure sera démontrée par Kate Schwartz, technicienne étudiante de mon laboratoire. Réaliser toutes les interventions chirurgicales sous anesthésie avec 2 à 3 % d'isoflurane.Vérifiez le niveau approprié d'anesthésie par une pincée du orteil et par la fréquence respiratoire. Assurez-vous que le rat ne tressaille pas en réponse à une pincée de l'orteil. Immobilisez l'animal selon les besoins afin d'éviter tout mouvement de la tête pendant la procédure.Ensuite, appliquez une goutte de lidocaïne sur l’œil opéré. Utilisez des larmes artificielles toutes les 10 minutes pour prévenir la sécheresse oculaire pendant l’anesthésie. Administrez une injection préopératoire de buprénorphine à raison de 0,01 milligramme par kilogramme par voie sous-cutanée, puis toutes les six à huit heures selon les besoins.Gardez l’animal au chaud à l’aide d’un tapis chauffant. Mouillez le pelage du cuir chevelu avec de l’alcool. Prenez soin d’éviter tout contact avec les yeux.Veillez à utiliser des outils stériles et une technique stérile afin de minimiser le risque d'infections postopératoires. Ensuite, placez un point de suture 4-0 dans la conjonctive latérale et nouez-le avec suffisamment de suture pour permettre une traction douce. Effectuez une incision d'environ 2,5 cm dans la peau recouvrant la crête orbitaire.À l’aide d’un scalpel de taille 10, rétracter la peau et la fascia sous-jacente, puis disséquer soigneusement la fascia. Placer un point de suture dans la peau rétractée afin d’exposer la poche orbitaire supérieure et prévenir ainsi un saignement excessif au site chirurgical.Évitez de sectionner les vaisseaux sanguins lors de la dissection du fascia. En exerçant une traction douce sur la conjonctive, en tirant l'œil vers le bas et hors de son orbite, le muscle orbital supérieur apparaîtra. Afin d'exposer le nerf optique, il faut retirer la graisse rétro-orbitaire et sectionner ce muscle.La graisse peut être jetée et ne doit pas être remplacée après l'injection. À partir de ce stade, la fascia du nerf optique doit être visible sous la forme d'un faisceau du nerf optique lui-même, accompagné des vaisseaux sanguins entourés de dure-mère. Pour effectuer la dissection plus profonde, pratiquez une petite incision dans la DRA à l’aide d’un scalpel ou d’une aiguille biseautée de calibre 31 afin que la perforation soit moins traumatique, et tenez prête une micro-pipette en verre étirée dont le diamètre se situe entre 50 et 100 microns pour assurer la stabilité.Monter la micropipette sur un micromanipulateur et la relier à une seringue en plastique de 20 cc. Aspirer rétrogradement les billes ou les cellules souches reconstituées dans 0,5 à un microlitre dans la micropipette, ainsi que 0,5 microlitre de solution de bleu de méthylène avant et après le chargement de la pipette en verre avec le colorant. À l’aide d’une seringue de 1 cc et d’une aiguille de calibre 30, abaisser l’extrémité de la micropipette sur le nerf optique juste au-dessus de la dure-mère entaillée.Un mouvement minime mais net de la pointe en verre vers le nerf optique entraîne le moins de dommages possible tout en exerçant une pression lente et constante sur le piston. Le colorant bleu d'Evans doit mettre en évidence la zone du nerf optique injectée. Le colorant doit rester localisé dans le nerf optique sans s'écouler dans l'espace sous-arachnoïdien.Suivez la deuxième bande du colorant bleu d’Evan pour déterminer quand l’injection de cellules souches est terminée. Lorsque le volume nécessaire a été injecté dans le nerf optique, relâchez le piston. Maintenez la micropipette immobile dans le nerf optique pendant cinq minutes afin d’éviter une éjection sous haute pression lors du retrait de la micropipette une fois l’injection terminée.Retirer la micropipette ainsi que tout embout en coton utilisé pour assurer l’hémostase. Suturer la peau avec du fil de soie 3.0 et retirer le point de suture conjonctival. Maintenir les rats au chaud sur un tapis chauffant jusqu’à leur réveil de l’anesthésie.Ne laissez jamais un animal sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait retrouvé une conscience suffisante pour maintenir une position sterno-abdominale. Si l'animal présente des signes de douleur, notamment une léthargie excessive, une ataxie ou une respiration laborieuse, administrez un analgésique approprié par voie intramusculaire, comme la buprénorphine, jusqu'à trois fois par jour. À la fin de l'expérience, les rats ont été sacrifiés et perfusés avec du paraldéhyde.Les nerfs optiques ont été soigneusement disséqués et montés pour la sectionnement en cryostat ; l'image montre ici un exemple de nerf optique entier de rat à faible grossissement, dans lequel du colorant bleu d'Evans a été injecté. Afin de visualiser l'emplacement, une flèche indique la position exacte de l'injection. Cette dissection a été réalisée quelques jours seulement après l'injection, comme en témoigne la diffusion limitée du colorant le long du nerf après son développement.Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la neurologie régénérative pour explorer de nouvelles méthodes de régénération du nerf optique et, potentiellement, de restauration de la vision perdue dans ce modèle rat de maladie démyélinisante.

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Injection intravitréenne pour l&#39;établissement oculaire Modèle maladies

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Cette vidéo montre la procédure d’accès chirurgical au nerf optique chez un animal anesthésié et d’administration précise de lysolécithine pour induire une démyélinisation focale, créant ainsi des conditions neuropathologiques pour une étude plus approfondie.

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