Name: Souris Pneumonectomie modèle de croissance compensatoire Lung (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 22 s
Description: Découvrez la pneumonectomie gauche chez la souris pour étudier la croissance compensatoire du poumon droit. Cette méthode chirurgicale permet d'explorer les mécanismes de régénération alvéolaire et de croissance pulmonaire.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs tiennent à remercier la Division des services vétérinaires de l’Hôpital pour enfants de Cincinnati pour son aide. Ce manuscrit a été soutenu par les National Institutes of Health K12 HD028827. Anna Perl, PhD, a enseigné aux auteurs cette procédure chirurgicale.

utilisation déclaration animale:: NOTE Toutes les procédures dans cette étude ont été menées avec l&#39;approbation et en suivant les lignes directrices du Comité des soins (IACUC) Institutionnel utilisation des animaux et à l&#39;Hôpital pour enfants de Cincinnati. Huit semaines C57BL / 6J mâles ont été obtenus auprès de Jackson Laboratories (Bar Harbor, ME) et on les laisse se acclimater pendant une semaine avant utilisation. Jusqu&#39;à la chirurgie, les animaux ont été logés dans un établissement de barrière exempts d&#39;agents pathogènes et à condition chow autoclave et filtré de l&#39;eau ad libdium. Chaque cage de la souris a été fournie avec un air dédié et de l&#39;eau, et les chambres ont été maintenus sur un cycle jour-nuit de 12 heures. Après récupération de la chirurgie, les souris ont été maintenues dans des cages avec des sommets filtrées, à condition autoclave chow ad libitum, et à condition que l&#39;eau filtrée à partir d&#39;une bouteille d&#39;eau. 1. Préparation des Instruments <ol><li> Faire six rétracteurs de peau en utilisant trombones et des broches. Twist redressa trombones sur les tiges des broches de papier, ll&#39;avant-toit d&#39;un fil d&#39;acier droite 5 cm à une extrémité et faire un seul 0,5 cm &quot;U&quot; en forme de crochet à l&#39;extrémité du fil. </li><li> Faire quelques 15 x 15 cm draps chirurgicaux carrés en utilisant une pellicule de plastique. Préparer une vinaigrette par souris. Mettez un tour de papier entre chaque wrap. </li><li> Stériliser tous les instruments chirurgicaux avec une pile de tuiles 12 x 12 pouces de liège, de la gaze et tampons de coton-tige. </li></ol> 2. Préparation de la souris <ol><li> Induire une anesthésie avec 2% d&#39;isoflurane. Peser animal. </li><li> Dans une zone de préparation chirurgicale dédiée raser thorax gauche et le cou avec le rasoir électrique. </li><li> Appliquez une goutte de la déchirure pommade artificielle aux yeux de la souris. </li><li> Décontaminer cou et du thorax gauche avec de la chlorhexidine et d&#39;alcool isopropylique. Répéter deux fois plus. </li></ol> 3. Souris Oro-intubation trachéale et la ventilation mécanique <ol><li> Avoir une place de technicien chirurgicale non stérile décubitus dorsal de la souris dans la zone chirurgicale préchauffé.</li><li> Confirmez profondeur de l&#39;anesthésie en documentant l&#39;absence d&#39;une réponse à la patte pincée. </li><li> Après le lavage des mains et enfiler vêtements chirurgicaux, masque et chapeau, enfiler des gants chirurgicaux stériles. </li><li> Après le drapage et utilisant une technique aseptique, faire une incision verticale de 1 cm sur la mi-partie antérieure du cou pour exposer le larynx. Rétracter légèrement les muscles de la sangle avec courbes dentelée, 10 cm pince et exposer le larynx et la trachée en écartant les muscles de la sangle avec la pointe d&#39;une paire de ciseaux droites. </li><li> Insérez oralement un 22 G émoussée pointe angiocathéter dans la mi-trachée (figure 1A) et de confirmer visuellement placement (figure 1B). Maintenir l&#39;anesthésie et ventiler en utilisant 1-3% d&#39;isoflurane travers rongeurs ventilateur (225 pi par course; 200 Stokes par min). Employer une limite de pression de 15 cm H 2 O. </li></ol> 4. Souris Pneumonectomie <ol><li> Placez la souris dans la position latérale droite de décubitus avec le dos de la souris facel&#39;opérateur (à gauche vers le haut). Utilisez un emballage de plastique auto-obturant comme un champ stérile. Coupe à travers le drap, utiliser contondants ciseaux courbes pressenti pour faire un 2 cm de long coupe parallèle aux côtes lors de la 4 ème et 5 ème espace intercostal. Insérez l&#39;extrémité incurvée ciseaux émoussés et disséquer la peau loin des côtes sous-jacents et muscles intercostaux. </li><li> Rentrer la peau avec quatre écarteurs pour exposer un carré 1,5 x 1,5 cm de la fenêtre chirurgicale (figure 2A). Fixez les écarteurs au conseil de liège. </li><li> Disséquer vers les côtes en utilisant des pinces courbes, et d&#39;utiliser une pointe de la pince courbes d&#39;entrer dans la cavité thoracique. </li><li> Avec la pointe émoussée micro-ciseaux, utiliser la lame inférieure pour entrer dans la cavité thoracique. Faire une incision de 0,5 cm entre les côtes et la répétition dans la direction opposée. </li><li> En utilisant les deux écarteurs restants, ouvrir le thorax dans l&#39;axe antéro-postérieur et sécurisé les rétracteurs à le panneau de liège (figure 2B). </li> &lt;li&gt; En utilisant des pinces atraumatiques de courbes dans la main gauche, saisir le poumon gauche et de déplacer la partie supérieure du poumon gauche et en bas latéralement à travers la thoracotomie jusqu&#39;à l&#39;artère pulmonaire gauche et des bronches sont exposés (figure 3A, B). </li><li> Tenir le titane vasculaire microclip applicateur chargé dans la main droite avec le corps de l&#39;applicateur dans la paume et pointe recourbée pointant loin de la paume (figure 3C), faites glisser le bout de l&#39;applicateur dans le thorax le long de la courbure de la face postérieure de la gauche poumon et clip la bronche gauche et l&#39;artère pulmonaire (Figure 3D). </li><li> Retirez l&#39;applicateur mais garder le poumon gauche rétractée. Saisir la pointe micro-ciseaux émoussés avec la main droite et couper la bronche et distale de l&#39;artère pulmonaire au clip et retirer poumon gauche (figure 3E). </li><li> Retirez les rétracteurs de côtes. </li><li> Utilisez la pince contondants courbes pour pincer la peau de 1 cm inférieurs au incisisur mais au-dessus du niveau de la membrane et insérer un angiocathéter G 24 à travers la peau et dans la cavité thoracique gauche (figure 4A, B). </li><li> Utilisez 5-0 prolène suture de placer deux points séparés dans le 4 ème et 5 ème nervures pour fermer la cavité thoracique. </li><li> Retirez les rétracteurs de la peau. Utiliser deux ensembles de pince pour rapprocher la peau le long de la longueur de l&#39;incision et de la colle la peau fermée. </li><li> Connectez un 3 ml luer-lock seringue à la angiocathéter et retirer l&#39;air résiduel en appliquant une aspiration douce et le retrait de la angiocathéter. </li><li> Coller l&#39;incision du cou fermée à l&#39;aide de deux ensembles de pinces comme avant. </li></ol> 5. Souris Sham Pneumonectomie <ol><li> Exposer le poumon gauche comme indiqué dans le protocole &quot;Souris Pneumonectomie&quot;. Soulevez la cage thoracique avec le forceps émoussé courbes pour permettre à l&#39;air dans la cavité de la poitrine gauche (figure 5A, B). </li><li> Placez un G angiocathéter 24 dans le tho gauchecavité Racic comme ci-dessus en faisant attention de ne pas blesser le poumon gauche. </li><li> Utilisation 5-0 prolène suture et en faisant attention à ne pas percer le poumon (Figure 5C), placez deux longueurs de matériau de suture dans le 3 e / 4 e et 5 e / 6 e interstices de nervure (Figure 5D). Placer les deux longueurs de matériau de suture avant de l&#39;attacher à réduire les risques de hernie du poumon gauche. Attachez le matériel de suture pour faire deux points de suture interrompue (figure 5E). </li><li> Collez la peau sur l&#39;incision thoracique, retirer l&#39;air résiduel avec le angiocathéter, et collez l&#39;incision du cou comme ci-dessus. </li></ol> 6. réanimation, analgésie, et récupération <ol><li> Éteignez l&#39;isoflurane, et administrer 0,1 mg / kg de buprénorphine et 0,5 ml de solution saline normale voie sous-cutanée. </li><li> Lorsque la respiration spontanée reprendre, retirer la sonde d&#39;intubation. </li><li> Observez la souris jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit à nouveau ambulatoire. Marcher RESUM généralementes plusieurs minutes après le retrait de la sonde endotrachéale. </li><li> Placez la souris dans un 27 ° C incubateur (humidifié, 25% d&#39;oxygène) pour récupérer O / N. NOTE: Nous mettons plusieurs pastilles de chow mouillée avec de l&#39;eau sur le sol de la cage pour les 24 premières heures après la chirurgie. </li><li> Administrer 0,1 mg / kg de buprénorphine par injection intraperitoneale deux fois par jour pendant trois jours après la chirurgie. Prenez soin de ne pas ouvrir le site chirurgical lors de la manipulation des animaux. </li></ol> 7. Suivi de la souris <ol><li> Peser les souris à 1, 3, 5, et 7 jours après la chirurgie. </li></ol>

<ol><li>Strueby, L., Thebaud, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+bronchopulmonary+dysplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+review+of+respiratory+medicine%22%5BJournal%5D)">Advances in bronchopulmonary dysplasia.</a> Expert review of respiratory medicine. , (2014).</li>
<li>Donn, S. M., Sinha, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+the+understanding+and+management+of+bronchopulmonary+dysplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+fetal+%26+neonatal+medicine%22%5BJournal%5D)">Recent advances in the understanding and management of bronchopulmonary dysplasia.</a> Seminars in fetal & neonatal medicine. 14, 332(2009).</li>
<li>Molen, T., Miravitlles, M., Kocks, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((COPD+management%3A+role+of+symptom+assessment+in+routine+clinical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22International+journal+of+chronic+obstructive+pulmonary+disease%22%5BJournal%5D)">COPD management: role of symptom assessment in routine clinical practice.</a> International journal of chronic obstructive pulmonary disease. 8, 461-471 (2013).</li>
<li>Seifert, A. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skin+shedding+and+tissue+regeneration+in+African+spiny+mice+%28Acomys%29%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Skin shedding and tissue regeneration in African spiny mice (Acomys).</a> Nature. 489, 561-565 (2012).</li>
<li>Vidal, P., Dickson, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+the+distal+phalanx.+A+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+hand+surgery%22%5BJournal%5D)">Regeneration of the distal phalanx. A case report.</a> Journal of hand surgery. 18, 230-233 (1993).</li>
<li>Potter, P. C., Levine, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+Regeneration+Following+Chronic+Suppurative+Osteitis+of+the+Distal+Phalanx%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+surgery%22%5BJournal%5D)">Bone Regeneration Following Chronic Suppurative Osteitis of the Distal Phalanx.</a> Annals of surgery. 80, 728-729 (1924).</li>
<li>McKim, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+the+Distal+Phalanx%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Medical+Association+journal%22%5BJournal%5D)">Regeneration of the Distal Phalanx.</a> Canadian Medical Association journal. 26, 549-550 (1932).</li>
<li>Brown, L. M., Rannels, S. R., Rannels, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implications+of+post-pneumonectomy+compensatory+lung+growth+in+pulmonary+physiology+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Res%22%5BJournal%5D)">Implications of post-pneumonectomy compensatory lung growth in pulmonary physiology and disease.</a> Respir Res. 2, 340-347 (2001).</li>
<li>Holder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+and+compensatory+growth%5BTitle%5D)+AND+%22British+medical+bulletin%22%5BJournal%5D)">Regeneration and compensatory growth.</a> British medical bulletin. 37, 227-232 (1981).</li>
<li>Hsia, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lessons+from+a+canine+model+of+compensatory+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Top+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Lessons from a canine model of compensatory lung growth.</a> Curr Top Dev Biol. 64, 17-32 (2004).</li>
<li>Butler, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+adult+lung+growth+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Evidence for adult lung growth in humans.</a> N Engl J Med. 367, 244-247 (2012).</li>
<li>Konerding, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+dependence+of+alveolar+angiogenesis+in+post-pneumonectomy+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Angiogenesis%22%5BJournal%5D)">Spatial dependence of alveolar angiogenesis in post-pneumonectomy lung growth.</a> Angiogenesis. 15, 23-32 (2012).</li>
<li>Kho, A. T., Liu, K., Visner, G., Martin, T., Boudreault, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+dedifferentiation+and+redevelopment+phases+during+postpneumonectomy+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Identification of dedifferentiation and redevelopment phases during postpneumonectomy lung growth.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, 542-554 (2013).</li>
<li>Wang, W., Nguyen, N. M., Guo, J., Longitudinal Woods, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+Monitoring+of+Compensatory+Lung+Growth+in+Mice+after+Pneumonectomy+via+%283%29He+and+%281%29H+Magnetic+Resonance+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Cell+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Noninvasive Monitoring of Compensatory Lung Growth in Mice after Pneumonectomy via (3)He and (1)H Magnetic Resonance Imaging.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 49, 697-703 (2013).</li>
<li>Gibney, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+murine+post-pneumonectomy+lung+regeneration+by+18FDG+PET+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22EJNMMI+research%22%5BJournal%5D)">Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging.</a> EJNMMI research. 2, 48(2012).</li>
<li>Rawlins, E. L., Perl, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+a%27MAZE%27ing+world+of+lung-specific+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Cell+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">The a'MAZE'ing world of lung-specific transgenic mice.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 46, 269-282 (2012).</li>
<li>Ochs, M., Muhlfeld, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+microscopy+of+the+lung%3A+a+problem-based+approach.+Part+1%3A+basic+principles+of+lung+stereology%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Quantitative microscopy of the lung: a problem-based approach. Part 1: basic principles of lung stereology.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L15-22 (2013).</li>
<li>Ysasi, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+unilateral+diaphragmatic+paralysis+on+postpneumonectomy+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effect of unilateral diaphragmatic paralysis on postpneumonectomy lung growth.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L439-445 (2013).</li>
<li>Dane, D. M., Yilmaz, C., Estrera, A. S., Hsia, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separating+in+vivo+mechanical+stimuli+for+postpneumonectomy+compensation%3A+physiological+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+applied+physiology%22%5BJournal%5D)">Separating in vivo mechanical stimuli for postpneumonectomy compensation: physiological assessment.</a> Journal of applied physiology. 114, 99-106 (2013).</li>
<li>Mortola, J. P., Magnante, D., Saetta, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expiratory+pattern+of+newborn+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+applied+physiology%22%5BJournal%5D)">Expiratory pattern of newborn mammals.</a> Journal of applied physiology. 58, 528-533 (1985).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+applied+physiology%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of applied physiology. 106, 984-987 (2009).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Nous avons fourni la description la plus détaillée des procédures de PNX de PNX de la souris et de la souris faux rapportés à ce jour. Nous avons fait le lecteur au courant de plusieurs des écueils les plus courants que les enquêteurs de la procédure d&#39;apprentissage rencontrent couramment, et nous avons présenté plusieurs techniques développées par notre laboratoire pour atténuer ces écueils. D&#39;autres laboratoires qui utilisent ce modèle peuvent avoir développé d&#39;autres modifications de technique ou d&#39;ut...

La fonction principale du poumon est de fournir de l&#39;oxygène et du dioxyde de carbone échange entre un organisme et l&#39;atmosphère. Chez l&#39;homme, une multitude de conditions congénitales et acquises entraîner une diminution de la surface des poumons qui résulte de la fonction pulmonaire réduite. Bien que de nombreuses thérapies tels que les corticostéroïdes inhalés, les bronchodilatateurs, l&#39;oxygène supplémentaire, et la ventilation mécanique chronique sont utilisés pour atténuer les conséquences de la fonction pulmonaire 1-3, la thérapie idéale pour ces conditions serait favoriser la repousse du tissu pulmonaire fonctionnelle - ce est à dire, du poumon régénération. La régénération de tissu de mammifère a été bien documentée. La tortue-souris africaine peut se régénérer de vastes zones de la peau sans la formation de cicatrices 4. La phalange distale chez l&#39;homme peut se régénérer après une lésion ou une amputation 5-7. Suite pneumonectomies (PNX), la croissance du poumon compensatoire se produit chez des souris 8, 9 rats, doGS 10, 11 et les humains. Par définition, la croissance du poumon compensatoire implique non seulement l&#39;expansion des espaces aériens existants, mais re-cloisonnement de ces espaces aériens élargis avec l&#39;expansion de la microcirculation associée 12. analyse de l&#39;expression génique a montré que ce modèle récapitule plusieurs des événements de signalisation du développement pulmonaire 13. Quatre semaines après PNX souris, la surface alvéolaire est équivalente à celle des animaux opérés factices 14. Dans ce manuscrit, nous décrivons la PNX de la souris et les procédures PNX faux.

<table><tbody><tr><td>Applicateur à clip vasculaire de 6 pouces</td><td>Teleflex Medical (WECK)</td><td>137062</td><td></td></tr><tr><td>Horizon petit clip rouge titane</td><td>Teleflex Medical (WECK)</td><td>1201</td><td></td></tr><tr><td>Pince incurvée à motif étroit 12 cm</td><td>Outils de science fine</td><td>11003-12</td><td></td></tr><tr><td>Pince Graefe dentelée incurvée 10 cm</td><td>Outils de science fine</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td> <td>CastroviejoFine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux droits 9 cm Strabisme (pointe émoussée)</td><td>Fine Science Tools</td><td>14075-09</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins trempés droits 8,5 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>Pointe droite et émoussée Ciseaux à ressort Cohan-Vannas</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-12</td><td></td></tr><tr><td>Colle pour peau</td><td>Gluture</td><td>32046</td><td></td></tr><tr><td>22 G Angiocathéter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>24 G Angiocathéter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3 ml Seringue</td><td></td><td></td><td></td>Luer lock</tr><tr><td>4 Écarteurs</td><td></td><td></td><td></td>courts</tr><tr><td>2 Écarteurs</td><td></td><td></td><td></td>longs</tr><tr><td>5-0 Prolene sur aiguille coupante incurvée</td><td>Ethicon</td><td>8698G</td><td></td></tr><tr><td>0,5 ml Seringue sur aiguille</td><td></td><td></td><td></td> 27 G</tr><tr><td>Saline</td><td></td><td></td><td></td>normale</tr><tr><td>Buprénorphine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Press-n-Seal wrap</td><td>Glad Products Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>12 x 12 pouces Pile de panneaux de liège</td><td>Office Depot</td><td></td><td></td></tr><tr><td>70 % Ethanol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bétadine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ventilateur de souris</td><td>Hugo Sachs Elektronnik</td><td>Minivent Type 845</td><td></td></tr><tr><td>Vaporisateur d’isoflurane</td><td>OHMEDA</td><td>Excel 210 SE</td><td></td></tr><tr><td>Pommade pour larmes artificielles</td><td>Puralube</td><td>NDC : 17033-211-38</td><td></td></tr></tbody></table>

souris pneumonectomie modèle de croissance compensatoire lung

Mouse Pneumonectomy Model of Compensatory Lung Growth

Chez l’homme, la réparation et le remodelage perturbés des poumons lésés contribuent à une foule de troubles pulmonaires aigus et chroniques qui peuvent finalement conduire à l’invalidité ou à la mort. Les modèles animaux de réparation et de régénération pulmonaires basés sur les lésions sont limités par des réponses spécifiques aux blessures, ce qui rend difficile de différencier les changements liés à la réponse et à la résolution des lésions des changements liés à la réparation et à la régénération pulmonaires. Cependant, l’utilisation de modèles animaux pour identifier ces voies de signalisation de réparation et de régénération est essentielle au développement de nouvelles thérapies visant à améliorer la fonction pulmonaire après une lésion pulmonaire. Le modèle de pneumonectomie chez la souris utilise la croissance pulmonaire compensatoire pour isoler ces signaux de réparation et de régénération afin de définir plus clairement les mécanismes de re-septation alvéolaire. Ici, nous décrivons notre technique pour réaliser une pneumonectomie de souris et une pneumonectomie simulée. Cette technique peut être utilisée en conjonction avec le traçage de la lignée ou d’autres modèles de souris transgéniques pour définir le mécanisme moléculaire et cellulaire de la réparation et de la régénération pulmonaires.

. Une parcelle de PNX et le poids de souris subi une opération fictive est fourni à la figure 6 Dans nos mains, la survie est toujours de 95 à 100% pour les deux PNX et imposture pneumonectomie. Pour une description de la façon dont le poumon droit re-pousse dans ce modèle et l&#39;évolution dans le temps prévu, nous renvoyons le lecteur aux manuscrits de Gibney et al. 15 et Wang et al. 14 Plusieurs écueils les plus courants doivent êt...

La pneumonectomie chez la souris est un modèle couramment utilisé de croissance pulmonaire compensatoire. Cette procédure peut être utilisée en conjonction avec le traçage de la lignée ou des modèles de souris transgéniques pour élucider les mécanismes sous-jacents.

Souris Pneumonectomie modèle de croissance compensatoire Lung

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to ...

L'objectif de cette procédure est de réaliser une pneumonectomie gauche afin d'induire une croissance compensatoire du poumon droit. Cela est accompli en réalisant d'abord une thoracotomie gauche et en exposant le hile gauche. La deuxième étape de la procédure consiste à ligaturer le hile gauche et l'artère pulmonaire gauche.La troisième étape consiste à retirer le poumon gauche. La dernière étape est de fermer la thoracotomie. Le modèle de pneumonectomie chez la souris pour l'étude de la croissance pulmonaire compensatoire peut être utilisé en association avec d'autres techniques biométriques ou biochimiques afin d'élucider les mécanismes de croissance et de régénération alvéolaire.Cette méthode peut répondre à certaines questions clés dans le domaine du développement et de la régénération pulmonaires, comme quelles sont les principales étapes cellulaires impliquées dans la septation et quels sont les processus moléculaires cellulaires essentiels nécessaires pour réinitier la septation ? En général, les chercheurs novices dans cette technique éprouvent des difficultés lors de l'une ou plusieurs étapes clés. Ils peuvent avoir du mal à réaliser la canulation trachéale.Ils peuvent éprouver des difficultés à créer une fenêtre chirurgicale adéquate. Ils peuvent avoir du mal à identifier le hile et à le clipser, et ils peuvent également avoir des difficultés à éviter de blesser le poumon gauche lors d'une thoracotomie factice. Cette procédure sera démontrée par Shang Lu, assistante de laboratoire principale de mon laboratoire. Pour commencer, après avoir induit l'anesthésie chez la souris avec 2 % d'isoflurane, rasez la région thoracique gauche et la nuque à l'aide d'un rasoir électrique, appliquez une pommade ophtalmique artificielle sur les yeux de la souris, puis décontaminez la zone en passant une compresse imbibée de chlorhexidine trois fois, suivie d'alcool isopropylique trois fois, puis de chlorhexidine.Trois fois. Confirmer la profondeur de l'anesthésie en documentant l'absence de réponse à une pincée douloureuse après avoir pratiqué une incision verticale d'un centimètre au niveau du milieu antérieur du cou afin d'exposer le larynx, utiliser une pince dentelée de 10 centimètres pour rétracter légèrement les muscles sterno-cléido-mastoïdiens. Ensuite, utiliser les pointes d'une paire de ciseaux droits pour écarter les muscles sterno-cléido-mastoïdiens.Ensuite, insérez par voie orale un cathéter angio à embout contondant de calibre 22 dans la trachée moyenne et confirmez visuellement sa position à travers l'incision. Placez la souris sur un ventilateur pour rongeur et maintenez l'anesthésie avec 2 % d'isoflurane, et une limite de pression de 15 centimètres d'eau. Positionnez la souris encore anesthésiée en décubitus latéral droit, le côté dorsal gauche tourné vers l'opérateur.Placer un film plastique auto-adhésif sur le corps de la souris comme champ opératoire stérile. Utiliser des ciseaux courbes à extrémités émoussées pour effectuer une incision de deux centimètres de long, parallèle aux côtes, au niveau de l'espace intercostal quatrième et cinquième. Ensuite, insérer les pointes des ciseaux et disséquer la peau en la séparant des côtes sous-jacentes et des muscles intercostaux.Placer quatre rétracteurs sur la peau afin de former une fenêtre chirurgicale de 1,5 centimètre sur 1,5 centimètre. Fixer chaque rétracteur sur le tableau en liège. Utiliser des pinces courbes pour disséquer jusqu'aux côtes, puis disséquer de manière émoussée l'espace intercostal.Pour exposer les quatrième et cinquième côtes, utilisez une pointe d'une pince courbe pour créer un trou permettant d'accéder à la cavité thoracique. Utilisez ensuite la lame inférieure d'une paire de micro-ciseaux à extrémité émoussée pour appuyer le long de l'incision jusqu'à ce que la lame inférieure pénètre dans la cavité thoracique. Réalisez une incision de 0,5 centimètre entre les côtes, puis répétez dans la direction opposée.Ensuite, ouvrez le thorax selon l'axe antéropostérieur en insérant deux rétracteurs et en les fixant au bouchon. Chargez maintenant l'appliquateur de micro-clips. Puis, à l'aide de pinces courbes à extrémité émoussée tenues dans la main non dominante, saisissez le poumon gauche et déplacez la partie supérieure latéralement et inférieurement à travers la thoracotomie jusqu'à l'exposition de l'artère pulmonaire gauche et de la bronche.Ensuite, tenir le réplicateur de micro-clips vasculaires en titane chargé dans la main dominante, avec le corps de l'appliquateur dans la paume et la pointe incurvée orientée vers l'extérieur de la paume. Faire glisser la pointe de l'appliquateur dans le thorax en suivant la courbure de l'aspect postérieur du poumon gauche, puis clipser la bronche gauche et l'artère pulmonaire. Retirer l'appliquateur tout en maintenant le poumon gauche rétracté.Saisissez les ciseaux microscopiques à extrémité émoussée avec la main droite, puis sectionnez la bronche et l'artère pulmonaire en aval du clip et retirez le poumon gauche. Après avoir retiré le poumon, enlevez les écarteurs costaux. Ensuite, utilisez la pince courbe émoussée pour pincer un centimètre de peau en dessous de l'incision mais au-dessus du niveau du diaphragme, puis insérez un cathéter angio de calibre 24 à travers la peau et dans la cavité thoracique gauche.Ensuite, placez deux sutures en proline 5-0 interrompues autour des quatrième et cinquième côtes. Pour fermer la cavité thoracique, retirez les rétracteurs cutanés et utilisez deux paires de forceps afin de rapprocher la peau sur toute la longueur de l'incision, puis appliquez un adhésif tissulaire pour coller la peau fermée. Enfin, reliez une seringue de 3 ml à emboîtement luer au cathéter angio et retirez l'air résiduel en exerçant une aspiration douce tout en retirant le cathéter angio.Terminer en collant le cou, l'incision étant fermée à l’aide de deux paires de forceps, comme pour la fermeture de l’incision thoracique. Après avoir exposé le poumon gauche de la souris anesthésiée comme indiqué précédemment, utiliser des forceps courbes effilés pour soulever la cage thoracique et laisser entrer de l’air dans la cavité thoracique gauche ; insérer un cathéter angio laser de calibre 24 dans la cavité thoracique gauche comme montré précédemment, en prenant soin de ne pas endommager le poumon gauche. Utiliser une suture en proline 5-0 en veillant à ne pas percer le poumon.Placer deux morceaux de matériau de suture entre les troisième et quatrième, puis cinquième et sixième côtes. Mettre en place les deux morceaux de matériau de suture avant de les nouer afin de réduire les risques d'herniation du poumon gauche. Noyer le matériau de suture pour former deux points séparés.Collez la peau au-dessus de l'incision thoracique. Éliminez l'air résiduel à l'aide du cathéter angio et collez l'incision cervicale comme indiqué précédemment. Éteignez l'isoflurane et administrez 0,1 milligramme par kilogramme de buprénorphine et 0,5 millilitre de sérum physiologique par voie sous-cutanée.Lorsque la respiration spontanée reprend, retirez le tube endotrachéal. Surveillez la souris jusqu'à ce qu'elle puisse marcher. La marche reprend généralement plusieurs minutes après le retrait du tube endotrachéal.Administrer 0,1 milligramme par kilogramme de buprénorphine par injection intrapéritonéale deux fois par jour pendant trois jours après la chirurgie. Surveiller attentivement l'animal pendant ces trois jours et prendre soin de ne pas ouvrir le site chirurgical lors de la manipulation des animaux. Cette image montre la perte de poids après la chirurgie.24 heures après la chirurgie, les souris ayant subi une pneumonectomie perdent en moyenne 1,5 gramme, tandis que les souris du groupe témoin perdent en moyenne 1,1 gramme. Les deux groupes retrouvent leur poids préopératoire d'ici le troisième jour postopératoire. Cette image fluorescente montre la coloration par immunofluorescence de la tropoélastine dans le lobe accessoire dans des conditions contrôles.Ici, l'immunofluorescence de la tropoélastine du lobe accessoire est montrée 72 heures après la pneumotomie ; les espaces aériens existants sont augmentés. Cette dernière image d'immunofluorescence de la TRO-élastine montre le lobe accessoire quatre semaines après la pneumotomie. Remarquez la croissance lobaire et la réaction.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment réaliser le modèle de pneumonectomie chez la souris pour étudier la croissance pulmonaire compensatoire, ainsi que comment effectuer la thoracotomie factice, utilisée comme contrôle pour cette procédure.

mouse-pneumonectomy-model-of-compensatory-lung-growth

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Bronchiolite oblitérante est le principal obstacle à la survie à long terme des greffés du poumon et de l'absence d'un modèle robuste préclinique empêche l'examen immunopathogenèse bronchiolite oblitérante. Contrairement à d'autres transplantations d'organes solides, vascularisée de la souris la transplantation pulmonaire n'a été que récemment mis au point. Ici, nous montrons notre modèle développé indépendamment bronchiolite oblitérante après murin orthotopique simple transplantation...

Développement de la bronchiolite oblitérante dans un modèle murin de transplantation pulmonaire orthotopique

Nous présentons ici un protocole permettant de mesurer simplement et de manière fiable la courbe pression-volume pulmonaire chez la souris, montrant qu’elle est suffisamment sensible pour détecter des modifications phénotypiques du parenchyme dans deux pathologies pulmonaires courantes, la fibrose pulmonaire et l’emphysème. Cette mesure permet de quantifier les changements structurels du poumon avec l’évolution d’une pathologie.

La mesure de la courbe pression-volume dans les poumons de souris

Cette étude décrit la génération réussie d’un nouveau modèle animal de maladie pulmonaire obstructive chronique (MPOC) par une exposition répétée souris à des concentrations élevées d’ozone.

Génération d’un modèle de maladie pulmonaire Obstructive chronique chez les souris par exposition à l’Ozone répétées

La zone de surface pulmonaire interne (ISA) est un critère critique pour évaluer la morphologie pulmonaire et la physiologie dans les maladies pulmonaires et la régénération alvéolaire induite par les blessures. Nous décrivons ici une méthode standardisée qui peut minimiser le biais de mesure pour ISA dans les modèles de la pneumonectomie pulmonaire et de la souris implantation de la prothèse.

Une méthode standardisée pour mesurer la surface interne du poumon par la pneumonie et la prothèse

La pneumonectomie gauche rongeur est une technique utile dans la recherche d’une hypertension artérielle pulmonaire. Nous présentons ici un protocole visant à décrire la procédure de pneumonectomie rat et les soins post-opératoires afin d’assurer la mortalité et la morbidité minime.

La pneumonectomie gauche combiné avec Monocrotaline ou Sugen comme un modèle d’Hypertension pulmonaire chez le rat

Ici, nous présentons des optimisations à un modèle de transplantation pulmonaire de rat qui servent à améliorer les résultats. Nous fournissons un guide des tailles pour les brassards basé sur le poids corporel, une stratégie de mesure pour déterminer le 4èmeespace intercostal , et des méthodes de fermeture de la plaie et de collecte de liquide et de tissu BAL (lavage broncho-alvéolaire).

Un modèle de transplantation pulmonaire chez le rat de lésions d’ischémie chaude / reperfusion : optimisations pour améliorer les résultats

Nous présentons un modèle ex vivo de poumon de porc pour la démonstration de la mécanique pulmonaire et des manœuvres de recrutement alvéolaire à des fins pédagogiques. Les poumons peuvent être utilisés pendant plus d’une journée (jusqu’à cinq jours) avec des changements minimes dans les variables de la mécanique pulmonaire.

Ex Vivo Modèle expérimental porcin pour l’étude et l’enseignement de la mécanique pulmonaire

Ce protocole décrit le développement d’un modèle néonatal de porcelet de lésion pulmonaire aiguë qui modélise les événements pathogènes précoces survenant dans le poumon prématuré, y compris la quantité insuffisante de tensioactifs, l’hyperoxie, la ventilation à haute pression et l’inflammation, afin de faciliter la compréhension des déclencheurs moléculaires de la dysplasie bronchopulmonaire et d’améliorer l’application thérapeutique.

Développement d’un modèle de lésion pulmonaire aiguë chez le porcelet néonatal pour recréer l’environnement précoce des poumons des nourrissons prématurés

Le présent document décrit une méthode striaghforward et efficace de l'intubation des souris pour les mesures de la fonction pulmonaire ou l'instillation pulmonaire, qui permet aux souris de récupérer et être étudié à temps postérieurs. La procédure implique une source de lumière à fibre optique peu coûteux qui éclaire directement la trachée.

Une méthode simple d&#39;intubation poumon de souris

L'imagerie par ultrasons de diagnostic s'est avéré être efficace dans le diagnostic de diverses maladies respiratoires chez les sujets humains et animaux. Nous démontrons un protocole d'échographie complet utilisé par le laboratoire du Dr Zuo pour analyser la cinétique de diaphragme spécifiquement dans les modèles de souris. C'est aussi une technique de recherche non-invasive qui peut fournir des informations quantitatives sur la fonction des muscles respiratoires de la souris.

L&#39;échographie diagnostique de souris membrane Fonction

Découvrez la pneumonectomie gauche chez la souris pour étudier la croissance compensatoire du poumon droit. Cette méthode chirurgicale permet d'explorer les mécanismes de régénération alvéolaire et de croissance pulmonaire.

Souris Pneumonectomie modèle de croissance compensatoire Lung

Explorer plus de vidéos