Name: Technique chirurgicale pour limplantation de lingénierie tissulaire vasculaires greffes et suivantes In Vivo Surveillance (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 17 s
Description: Apprenez l'implantation chirurgicale de greffes vasculaires tissulaires dans l'artère carotide de mouton avec surveillance hémodynamique en temps réel. Cette méthode optimise les protocoles de chirurgie vasculaire expérimentale.

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Ce travail a été soutenu par des subventions de l&#39;Institut National Heart and Lung (R01 HL086582) et le Fonds pour la science des cellules souches de New York (NYSTEM, contrat # &#160; C024316) à STA et DDS illustrations utilisées dans JoVE vidéo ont été réalisées par John Nyquist; Illustrateur médical de l&#39;Université d&#39;État de New York à Buffalo.

NOTE: Ce protocole a été approuvé par le Comité des soins et de l&#39;utilisation des animaux à l&#39;Université d&#39;État de New York à Buffalo. Préparation 1. Pré-chirurgicale <ol><li> Utilisez moutons (Dorset croisé, femelle, âgé d&#39;environ 1-3 ans avec un poids de 40-60 kg) pour l&#39;étude suivante. Administrer la cyclosporine A (200 mg / jour), l&#39;aspirine (975 mg / jour), et coumadin (20-30 mg / jour) par voie orale, en commençant 3 jours avant la chirurgie et se poursuivre pendant la durée de toutes les études. </li><li> Assurer le mouton a jeûné 12 heures avant la chirurgie (alimentation normale = 1,8 kg de foin et de grain 0,4 kg). </li><li> Stériliser tous les fournitures chirurgicales utilisant un autoclave à vapeur à 121 ° C et 15 psi pendant 30 min. </li><li> Placez les éléments suivants dans un dessiccateur 48 h paraformaldehyde avant la chirurgie: 4 mm sondes de flux Doppler, 1 mm de cristaux ultrasoniques, cathéters à demeure artérielles, des tubes d&#39;extension, et 42 &quot;Tygon. REMARQUE: Un tableau de matériel médical pertinentes nécessaires pour lala chirurgie et pour la stérilisation est répertorié dans le tableau 1. Pré-placement de l&#39;instrumentation dans le tuyau Tygon à cette étape permettra de gagner du temps pendant la chirurgie. <ol><li> Étiqueter chaque extrémité des sondes, cathéters et les cristaux comme gauche et à droite, le cas échéant. </li></ol></li></ol> 2. Opération chirurgicale <ol><li> Provoquer des moutons pour l&#39;anesthésie avec le diazépam (0,5 mg / kg) et la kétamine (4 mg / kg) par voie intraveineuse (IV). Vous pouvez également utiliser Telazol (4 mg / kg) IV. <ol><li> Effectuer intubation orotrachéale avec une sonde endotrachéale de 8,5 à 10,0 mm de diamètre interne menottées 7. </li><li> Administrer une anesthésie d&#39;inhalation à travers un circuit de régénération d&#39;air avec un ventilateur de marée de volume (7-10 ml / kg) ou un ventilateur à régulation de pression (15 à 20 cm H 2 O). Utilisez un vaporisateur de précision pour administrer l&#39;isoflurane ou le sévoflurane à un montant approprié (3% -4% initialement) pour atteindre un milieu à l&#39;étape de l&#39;anesthésie chirurgicale profonde. La concentration alvéolaire minimale pourmoutons est de 1,4% ou 1,9%, respectivement 8. </li><li> Évaluer profondeur de l&#39;anesthésie en observant la réponse motrice à un stimulus, réflexe palpébral, position de l&#39;œil, et le rythme cardiaque. Surveiller la saturation en oxygène du sang (95% -100%) en utilisant l&#39;oxymétrie de pouls, la concentration de CO 2 (45-55 mm de Hg) dans les gaz expiratoires utilisant capnographie et maintenir la température du corps au cours de la procédure (38,5 à 39,5 ° C) à l&#39;aide d&#39;une couverture chauffante à réglage automatique. </li></ol></li><li> Rasez la laine de l&#39;ensemble du cou du mouton, et plus d&#39;un veine céphalique, en utilisant une lame # 40 sur tondeuses standard. Préparer la peau de deux sites pour la chirurgie en utilisant 70% d&#39;alcool isopropylique et 7,5% de la bétadine gommage gaze saturé. Commencer avec de la gaze à l&#39;alcool pour faciliter l&#39;élimination des huiles de la peau. Alternez entre la gaze de la bétadine et de l&#39;alcool gaze trois fois. </li><li> Passer mouton sur la table d&#39;opération en décubitus dorsal sur une couverture chauffante. Passez un tube orogastrique de taille moyenne pour permettre l&#39;expulsion passive de contenu de l&#39;estomac. Étendre ladu cou et de brebis utiliser rembourrage de soutien au besoin pour maintenir le placement. <ol><li> Effectuez un gommage aseptique final en utilisant 7,5% de la bétadine gaze imbibée et laisser reposer pendant 5 minutes avant la chirurgie. </li></ol></li><li> Administrer des liquides IV (la de solution de Ringer lactate ou saline à 0,9%) à 10 ml / kg / h à travers un angiocath placé dans la veine céphalique. Administrer des antibiotiques peropératoires et l&#39;analgésie: pénicilline G procaïne 6600 U / kg par voie intramusculaire (IM), la gentamicine 1,6 mg / kg IM, et de 0,005 à 0,01 mg buprénorphine IV ou IM. </li><li> Faire une incision cm ~ 12 longueur sur le col de la ligne médiane ventrale aide d&#39;une coagulation électro. Isoler gauche et droite artères carotides (~ 6 cm) en enlevant du tissu conjonctif en utilisant une technique de dissection émoussé. Attacher et cautériser micro-vaisseaux de ramification des artères carotides de minimiser le saignement. </li><li> Maintenir la stérilité en utilisant (un non-stérile) infirmière en chirurgie pour aider à terriers tout le câblage et les tubes (sonde de débit, fils de cristal ultrasonset un tube de cathéter) dans la couche sous-cutanée de la peau. Utilisez un trocart émoussée, qui sort par l&#39;incision chirurgicale préparée au niveau du cou dorsolatéral. <ol><li> Atteindre sous le champ stérile et tourner la tête de la brebis de sorte que le côté du cou peut être visualisé sous le drap. </li><li> Utiliser une pince hémostatique courbe de 8 cm de tunnel à travers l&#39;espace sous-cutané entre l&#39;incision du col de la ligne médiane ventrale et du côté du cou. Ouvrez et fermez la pince hémostatique à disséquer carrément un espace pour le tube ~ 1,5 cm de large. Les conseils de la pince hémostatique doivent résider mi-chemin entre la tête et les épaules, environ 10 cm caudale à l&#39;oreille gauche ou droite. Tournez la pince hémostatique sorte que les pointes sont dirigées vers la peau superficielle. </li><li> Atteindre sous le champ stérile et faire une incision de 1,5 cm à travers la peau, sur les conseils de la pince hémostatique stérile avec un n ° 11 lame. Visualisez les conseils de la pince hémostatique pour confirmer une sortie claire à travers la peau. </li><li> Passez le tube Tygon contenant unll câblage et les tubes à travers le tunnel sous-cutanée. Maintenez les fils et les tubes au-dessus du champ stérile. </li><li> Atteindre sous le drap pour retirer le tube Tygon externe du goulot, ce qui expose le câblage implanté à la sortie du col du mouton. Tirez des lignes individuelles de manière à minimiser tout mou dans l&#39;espace sous-cutanée. Laissez suffisamment de distance pour fixer correctement l&#39;instrumentation à l&#39;artère. </li></ol></li><li> Placez les sondes de flux Doppler 4 mm sur les deux artères carotides et d&#39;atteindre une première lecture (Figure 1). Administrer 100 U / kg d&#39;héparine IV 30 min avant le clampage de l&#39;artère. </li><li> Continuer l&#39;administration d&#39;héparine à 100 U / kg / h jusqu&#39;à la fin de la chirurgie. Fixer l&#39;artère carotide en utilisant non-broyage clamps vasculaires et exciser une partie (environ 4 cm de longueur). Le débit de la carotide controlatérale augmentera 50% à 100% pour maintenir le flux sanguin vers le cerveau. NOTE: Il est possible de limiter étirage longitudinal par recul du vaisseau natif en supprimantsegments plus courts que d&#39;être remplacés et / ou étirement de l&#39;artère native avec vasculaire pinces de raccourcir écart jusqu&#39;à ce que la procédure anastomotique complet est terminé. Cela aidera à limiter la tension sur les sutures de maintien individuels et le greffon implanté. </li><li> Suturer la TEV en place en utilisant des points de suture interrompues simples avec 7-0 proline ethalloy à double suture monofilament armé. Si nécessaire, appliquer des relaxants musculaires vasculaires lisses comme les papavérine (15 mg / ml) ou la nicardipine (1,25 mg / ml) par voie topique sur le système vasculaire natif afin de prévenir la vasoconstriction qui gênerait suture anastomotique. REMARQUE: commencer à placer des sutures avec un espacement d&#39;environ 1 mm. Cela peut considérablement varier d&#39;un cas à l&#39;autre. La composition et l&#39;épaisseur TEV affecteront la distance effective entre les sutures. Comme l&#39;épaisseur du tissu natif ou TEV diminue, il peut être nécessaire de placer les fils de suture à se rapprocher. <ol><li> Première ancre quatre points de la TEV à l&#39;artère native en plaçant deux s opposéestitches sur les deux extrémités proximale et distale (figure 2 -di). Maintenez chaque ancrage enseigné en utilisant des pinces hémostatiques. REMARQUE: descriptions proximale et distale sont en référence à la direction du flux sanguin à travers le papier. </li><li> 6.5 Ajouter plusieurs sutures sur le côté superficiel des deux extrémités proximale et distale pour commencer l&#39;anastomose. (Figure 2-Pr). Simultanément tourner vasculaire pinces 180 degrés. </li><li> Rétablir la tension sur les sutures d&#39;ancrage. Ajouter additionnel (5-6) interrompue sutures à extrémités proximale et distale sur le côté tourné du TEV. </li></ol></li><li> Une fois que la TEV est solidement suturée en place, tournez de nouveau à la position initiale et retirez la vasculaire pinces un à la fois, pince distale en premier. Un léger saignement au niveau des sites d&#39;anastomose est commun. Cela peut naturellement résoudre après plusieurs minutes de serrage de presse et resserrage ou exiger le placement des sutures supplémentaires. Placer la sonde de débit Doppler (Figure 3-Fl) De retour sur proximale de l&#39;artère native à l&#39;écoulement de sang entrant dans la VET et le débit du moniteur. REMARQUE: Attendez les taux de la carotide gauche et à droite flux se équilibrer après environ 15 min. Si le débit de l&#39;artère carotide avec TEV implanté diminue régulièrement, il est possible de la TEV est de coagulation. Autres anomalies possibles concernant flux peuvent être attribués à la constriction des artères proximales de maternelle ou en aval de la TEV. Si cela se produit, l&#39;utilisation de plus lisse vasculaire relaxant musculaire peut être appliquée, et le navire natif devrait revenir à un ton de base après 30 à 60 minutes après la fermeture de tissu sur le site de la greffe. <ol><li> Si vous le souhaitez, exciser l&#39;artère carotide controlatérale et suturer le remettre en place comme un contrôle «Sham». Ce est plus cliniquement pertinente de laisser l&#39;artère carotide droite et la seule fixation de la sonde seulement d&#39;écoulement, des cristaux à ultrasons, et le cathéter. Si un contrôle factice est voulu, effectuer cette avant de continuer à l&#39;étape 2.11. </li></ol></li><li> Suturer une mm cristaux à ultrasons (Figure 3 -cr1 CR2) à des côtés opposés de la TEV en utilisant 7-0 Proline. Enfilez suture à travers la tête de cristal ultrasons et coudre uniquement à la couche superficielle de la TEV. </li><li> Cathétériser l&#39;artère en utilisant un cathéter G 18 modifié avec une patte de Téflon tissé (Figure 3- Ca et figure 4A). Placez l&#39;extrémité distale du cathéter à la TEV sur le tissu artériel natif. <ol><li> Suturer la patte à la paroi artérielle avec 5/0 Ethibond à contrôler les saignements. Utilisation cyclohexanone pour faire adhérer le tube microbore au cathéter qui a été rincé avec une solution saline. Utilisez la tubulure comme une ligne d&#39;extension. </li><li> Utilisez un G Luer Stub adaptateur 20 avec un bouchon d&#39;injection Surflo pour sceller la fin extériorisé de tubes (figure 4B). Pour maintenir la perméabilité du cathéter, obtenir le volume d&#39;amorçage de la ligne et le rincer avec 10 ml de solution saline et ensuite 5,000 U / ml d&#39;héparine sodique injection tous les 2-3 jours. </li></ol></li><li> Enregistrer la distance entre la sonde d&#39;écoulement et les cristaux à ultrasons, ainsi que la distance entre la sonde d&#39;écoulement et le cathéter. Cette vitesse permettra d&#39;onde de pouls à être calculée en conjonction avec le logiciel. Si ces calculs ne sont pas nécessaires, ne pas implanter un cathéter. </li><li> Obtenir une lecture peropératoire si désiré pour assurer tout le matériel implanté est fonctionnel (voir section 3). </li><li> Fixez lignes et fils implantés à proximité musculature utilisant 2/0 soie et une aiguille conique (Figure 3). <ol><li> Positionner la sonde de flux vasculaire fil parallèle au navire, à l&#39;caudale de la sonde et le fil se étendant crânienne, et ensuite faire un «U-Turn» vers la musculature latérale. Fixez le fil à la musculature adjacente, en utilisant 2-0 soie sur une aiguille conique à deux endroits, de sorte que la sonde de fil ou flux ne est pas en mesure de placer ne importe quelle souche sur le navire. Soyez sûr sutures sont bien ajustées, mais ne pas trop serrer et étrangler musculature (figure 3). </li><li> Suture de la ligne des fils de cristal et cathéter artériel à la musculature latérale, ce qui permet de ~ 1,5 cm de mou, analogue aux étapes précédentes pour fixer la sonde de débit (Figure 3). </li><li> Groupe tous les fils et les lignes ensemble et de les ancrer à la musculature juste avant de sortir à travers le tunnel sous-cutanée, similaires aux étapes précédentes. </li></ol></li><li> Fermez le site chirurgical avec une suture Vicryl 2-0 en couches utilisant un dessin de surjet sur planche de bord et sous-cutané, la course matelas le point sur la peau (planche de bord, l&#39;aiguille non-coupe, la peau, l&#39;aiguille de coupe). Fermez le 1,5 cm incision au niveau du cou dorsale autour des fils extériorisées et lignes en utilisant 2/0 Vicryl et une aiguille de coupe. </li><li> La place des fils de sonde d&#39;écoulement, les lignes de cathéters et de fils de cristal ultrasonore dans une poche (10 cm x 10 cm) qui est solidement suturées sur la peau du mouton (Figure 5 - après récupération). </li><li> Se sevrer progressivement les brebis hors anesthésieet le ventilateur de volume courant puis extubation les moutons lorsque la respiration spontanée est reprise. Retirez le angiocath inséré dans la veine céphalique et un bandage si nécessaire. </li><li> Bander le cou à l&#39;aide triple onguent antibiotique sur les incisions, un pad Telfa, gaze de rouleau étirement et elasticon. </li><li> Administrer l&#39;analgésie post-opératoire: méglumine de flunixine 2,2 mg / kg IM une fois lors de la récupération, puis 1,1 mg / kg IM une fois par jour pendant deux jours, la buprénorphine 0,005-0,01 mg IV ou IM deux fois par jour pendant une journée. </li></ol> 3. In Vivo surveillance <ol><li> Placez moutons dans chariot mobile pour assurer la retenue appropriée. Cela permet aux moutons de rester calme et consciente sans compromettre le matériel. Peut-être besoin de se acclimater moutons au panier 2 ou 3 fois pendant 30 minutes avant d&#39;obtenir des enregistrements d&#39;instrumentation. </li><li> Retirez tous les fils et les lignes de la poche et se connecter à des dispositifs de surveillance. Connectez sonde de débit à un débitmètre, cristaux 1 mm à ultrasons relié à TRB-USB Boîte, et des lignes à cathéter transducteurs de pression. Un organigramme de cette configuration est fourni (Figure 6). </li><li> Calibrer sondes de flux et des transducteurs de pression avant l&#39;acquisition de données. NOTE: En raison de la variabilité potentielle entre les versions de logiciels et les différences dans les équipements utilisés, les étalonnages et les réglages varient d&#39;un cas à l&#39;autre. </li><li> Utiliser un oscilloscope pour affiner la mesure de cristal Sonometrics, selon le protocole du fabricant. </li><li> Enregistrer les données en utilisant un logiciel informatique (figure 7). Traces dans la moitié supérieure de la figure 7 dans la couleur blanche correspond à la TEV implanté, tandis que des traces dans la moitié inférieure de couleur rouge correspond à la Sham / autochtone. Dans les deux cas la TEV et Sham le débit (ml / min), la pression artérielle (mm Hg) et le diamètre (mm) sont enregistrées en temps réel. </li><li> Dossier pendant au moins 1 min sans perturbations. Exporter ces données pour une analyse plus détaillée. Après l&#39;enregistrement, DISCONNect tous les fils et le lieu de retour dans la poche suturé sur le cou du mouton. </li></ol>

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<li>Swartz, D. D., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+vascular+tissue-engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Animal models for vascular tissue-engineering.</a> Current Opinion in Biotechnology. 24, 916-925 (2013).</li>
<li>Liang, M. -S., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+fibrin-binding+TGF-%CE%B21+for+sustained+signaling+and+contractile+function+of+MSC+based+vascular+constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Engineering fibrin-binding TGF-β1 for sustained signaling and contractile function of MSC based vascular constructs.</a> Biomaterials. 32, 8684-8693 (2011).</li>
<li>Han, J., Liu, J. Y., Swartz, D. D., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+functional+effects+of+organismal+ageing+on+smooth+muscle+cells+derived+from+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Molecular and functional effects of organismal ageing on smooth muscle cells derived from bone marrow mesenchymal stem cells.</a> Cardiovascular Research. 87, 147-155 (2010).</li>
</ol>

Il n’y a aucune divulgation à signaler.

Le but de ce rapport est de fournir une procédure fiable et reproductible pour TeV implants d&#39;intérêt dans l&#39;artère carotide ovine. Les artères carotides indigènes des animaux utilisés dans ce modèle étaient 0,5 à 0,75 mm d&#39;épaisseur et de 4,5 à 5 mm de diamètre extérieur. La technique chirurgicale décrite ici a été un succès pour l&#39;implantation de différentes géométries TeV mesure de 0,25 à 1 mm d&#39;épaisseur, 4-5 mm de diamètre extérieur et 4 cm de longueur avec un grand succès prouvant efficace jusq...

L&#39;objectif principal pour le développement de TeV a été de fournir un substitut pour le remplacement de greffe autologue lorsque les navires autologues ne sont pas disponibles et de limiter les donateurs de vue de la morbidité. Par exemple, le nombre de pontages coronariens de l&#39;artère par année a dépassé 350 000 aux Etats-Unis, et la source idéale de greffons appropriés reste la gauche artère mammaire interne, descendante antérieure gauche artère coronaire et une veine saphène. Depuis de nombreuses personnes qui souffrent de maladies vasculaires peuvent ne pas avoir les artères et les veines convenables pour le remplacement de greffe autologue, le développement de TeV est ainsi devenue un champ intense de la recherche depuis des décennies 1-6. Alors que l&#39;ingénierie et l&#39;optimisation de nouveaux TeV ont subi de nombreux progrès, les rapports sur les techniques chirurgicales employées pour implanter les TeV eux n&#39;a pas été un sujet d&#39;une telle discussion intense. Plutôt, les protocoles concernant l&#39;implantation de TeV dans des modèles animaux sont largement laisséesjusqu&#39;à enquêteurs recherche. Le manuscrit suivant montre comment implanter TeV en utilisant une approche de bout-en-bout anastomose. Cette procédure a été optimisé par l&#39;utilisation d&#39;un modèle spécifique de suture anastomotique, stabilisant technique de suture, l&#39;optimisation de la tension longitudinale et l&#39;addition d&#39;instrumentation suivi in vivo. Cette méthode est en contraste avec certaines des nombreuses variantes qui ont été utilisés précédemment. En outre, cette procédure décrit comment acquérir des paramètres tels que la pression artérielle, TEV diamètre / la conformité et le débit à travers la TEV après la chirurgie jusqu&#39;à l&#39;explantation. Cette collection de données comprend une analyse de la TEV indispensable alors qu&#39;il est dans le processus de remodelage.

<table><tbody><tr><td>Transducteur de pression</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Quantité : 1+ (1 pour chaque artère). Utilisé avec des dômes de diaphragme remplis d’eau.</td></tr><tr><td>Boîtier d’amplification et de transducteur</td><td>Gould</td><td>5900 Signal Conditioner Cage</td><td>Quantité : 1. Deux transducteurs et amplificateurs doivent être inclus dans la cage. Bien que cette unité spécifique puisse être abandonnée, d’autres transducteurs de pression disponibles dans le commerce avec une sortie BNC/analogique communiqueront avec l’équipement de sonométrie.</td></tr><tr><td>Console T403 avec module de débitmètre périvasculaire TS420 (x2)</td>Module <td>Transonic Systems</td><td>T403 et TS420 (x2)</td><td>Quantité : 1. Les sondes de débit mesurant le débit dans chacune des artères carotides se connecteront à chacune des unités TS420.</td></tr><tr><td>Unité de mesure par ultrasons numérique</td><td>Sonométrie</td><td>TR-USB</td><td>Quantité : 1</td></tr><tr><td>Sonde de débit Precision S-Series 4&nbsp ; mm</td><td>Transonic Systems Inc.</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td>Quantité : 2</td></tr><tr><td>1&nbsp ; mm Sonométrie Cristaux</td><td>Systèmes de sonométrie</td><td>1R-38S-20-NC-SH</td><td>Quantité : 2-4 (2 pour chaque artère)</td></tr><tr><td>Cathéter pour implantation</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>&nbsp ; 381447</td><td>Quantité : 1+ (1 pour chaque artère). Le cathéter est coupé et fixé à un tube de microbore, une stylette est utilisée pour l’insertion.</td></tr><tr><td>Tygon Microbore Tubing</td><td>Norton Performance Plastics</td><td>(AAQ04127) Formulation S-54-HL</td><td>Coupé à longueur pour un kit d’extension</td></tr><tr><td>Luer Stub Adapter</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>427564 (calibre 20)</td><td>Quantité : 1+ (1 pour chaque cathéter artériel)</td></tr><tr><td>Surflo Injection Plug</td><td>Terumo</td><td>SR-IP2</td><td>Quantité : 1+ (1 pour chaque cathéter artériel)</td></tr><tr><td>Meadox</td><td>PTFE (Téflon) Feutre</td><td>19306</td><td>Cut to size. Le feutre PTFE utilisé dans nos études a été abandonné. Cependant, des entreprises comparables telles que « Maille chirurgicale" proposer des produits équivalents.</td></tr></tbody></table>

technique chirurgicale pour l&#39;implantation de l&#39;ingénierie tissulaire vasculaires greffes et suivantes<em&gt; in vivo</em&gt; surveillance

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

Le développement des navires de l&#39;ingénierie tissulaire (TeV) de est avancé par la capacité de TeV routinière et efficacement implant (4-5 mm de diamètre) dans un grand modèle animal. Un protocole étape par étape pour le placement inter-position de l&#39;évaluation numérique TEV et en temps réel de la TEV et les artères carotides indigènes est décrite ici. Surveillance in vivo est rendue possible par l&#39;implantation de sondes de flux, cathéters et des cristaux à ultrasons (capable d&#39;enregistrement des variations de dynamiques de diamètre TeV implantés et les artères carotides natifs) au moment de la chirurgie. Une fois implantées, les chercheurs peuvent calculer modèles artères de la circulation sanguine, pression artérielle invasive et diamètre de l&#39;artère rendement paramètres tels que la vitesse de l&#39;onde de pouls, l&#39;indice d&#39;augmentation, les pressions d&#39;impulsions et de conformité. L&#39;acquisition des données est réalisée en utilisant un programme informatique pour l&#39;analyse unique pendant toute la durée de l&#39;expérience. Ces données inestimable donne un aperçu de TEV remodelage de la matrice, sa resemblanCE pour les contrôles natifs / faux et la performance globale de TEV in vivo.

Plus de 30 moutons ont subi la technique chirurgicale décrite dans le présent rapport pour l&#39;implantation de TeV (sous presse) 9. Un tableau résumant les plus récentes opérations de moutons après optimisation des protocoles sont présentés dans le tableau 2. Tous les moutons récupérés après TEV implantation sans complications potentiellement mortelles. Chez certains animaux, la fibrose a été observée dans l&#39;artère native près de la pointe de la sonde à demeure artérielle. Une augmentat...

Un protocole étape par étape pour le placement inter-position des navires de l&#39;ingénierie tissulaire (de TeV) dans l&#39;artère carotide d&#39;un mouton en utilisant une anastomose de bout en bout et l&#39;évaluation numérique en temps réel in vivo jusqu&#39;au sacrifice des animaux.

Technique chirurgicale pour l&#39;implantation de l&#39;ingénierie tissulaire vasculaires greffes et suivantes<em&gt; In Vivo</em&gt; Surveillance

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large ...

L’objectif global de cette procédure est de fournir un protocole reproductible pour l’implantation chirurgicale de greffes vasculaires et de nouveaux instruments dans l’artère carotide. Ceci est accompli en excisant d’abord une section de l’artère carotide native chez un mouton. La deuxième étape consiste à suturer dans le greffon vasculaire, appelé ici vaisseau issu de l’ingénierie tissulaire ou TEV, à l’aide de simples points de suture interrompus, et à établir une anastomose.Ensuite, un cathéter à sonde d’écoulement. Ainsi, des cristaux métriques sont fixés sur l’artère carotide et la greffe vasculaire. En fin de compte, après l’implantation, cette procédure permet d’enregistrer in vivo les changements de diamètre, le flux sanguin et les pressions artérielles pendant toute la durée de l’expérience.À partir de ces mesures, la compliance dynamique, la vitesse des ondes d’impulsion et d’autres paramètres hémodynamiques peuvent être surveillés pour suivre le remodelage in vivo. Le principal avantage de cette technique est qu’elle fournit un protocole d’implantation de greffe vasculaire optimisé et détaillé qui peut devenir une pratique courante, minimisant ainsi la variabilité chirurgicale et offrant un moyen d’étudier le remodelage in vivo. En général, les personnes qui ne connaissent pas cette méthode peuvent avoir des difficultés parce qu’elles ne sont peut-être pas familières avec les détails de la procédure d’implantation optimisée et l’importance de la surveillance de la greffe vasculaire, de l’adaptation et du remodelage in vivo.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du développement et de la biologie des greffes vasculaires, telles que les conditions optimales d’ingénierie tissulaire vasculaire et le remodelage et la maladie des greffes vasculaires. Les implications de cette technique s’étendent à la thérapie de remplacement vasculaire car elle fournit une procédure pour mieux étudier le développement de greffes vasculaires pour des applications cliniques. Grâce à cette méthode, nous pouvons fournir des informations sur l’étude de l’ingénierie tissulaire de l’organe entier et du remodelage vasculaire et des maladies telles que l’hypertension ou même la transplantation d’organe entier.Nous avons eu cette idée pour la première fois lorsque nous avons utilisé un modèle de dérivation artérioveineuse ex vivo pour évaluer les conditions optimales pour le développement d’une greffe vasculaire issue de l’ingénierie tissulaire. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car la mise en place des sutures et des instruments est essentielle à la perméabilité et à l’acquisition réussie des données. Pour commencer cette procédure, induisez les moutons pour l’anesthésie et préparez les moutons pour la chirurgie.Comme décrit dans le protocole textuel, faites une incision d’environ 12 centimètres dans le sens de la longueur sur la ligne médiane ventrale du cou à l’aide de l’électrocautérisation. Ensuite, isolez les artères carotides gauche et droite en retirant le tissu conjonctif. À l’aide d’une technique de dissection émoussée, passez la main sous le champ stérile et tournez la tête du mouton de manière à ce que le côté du cou puisse être visualisé sous le drapé.Utilisez un hémostat incurvé de huit centimètres pour creuser un tunnel à travers l’espace sous-cutané entre l’incision médiane ventrale du cou et le côté du cou. Ouvrez et fermez l’hémostat pour disséquer brutalement un espace pour le tube d’environ 1,5 centimètre de large. Passez la main sous le champ stérile et faites une incision de 1,5 centimètre à travers la peau sur les pointes de l’hémostat avec une lame stérile numéro 11.Passez le tube tigon contenant tout le câblage et la tubulure à travers le tunnel sous-cutané. Tenez les fils et les tubes au-dessus du champ stérile. Ensuite, passez la main sous le drap pour retirer le tube de tigon externe du cou, exposant le câblage implanté lorsqu’il quitte le cou du mouton.Tirez sur les lignes individuelles pour minimiser tout relâchement dans l’espace sous-cutané. Laissez suffisamment de distance pour fixer correctement l’instrumentation à l’artère. Après avoir placé les sondes de flux Doppler et administré de l’héparine comme décrit dans le protocole de texte, clampez l’artère carotide à l’aide de pinces vasculaires non écrasantes et excisez une partie d’environ quatre centimètres de longueur.Suturez le vaisseau issu de l’ingénierie tissulaire ou TEV en place à l’aide de simples points de suture interrompus avec un alliage 7.0 proline F. Suture monofilament à double bras. Ancrez d’abord quatre points de la TEV à l’artère native en plaçant deux points de suture opposés aux extrémités proximale et distale.Ajoutez ensuite cinq à six autres sutures du côté superficiel des extrémités proximale et distale. Pour commencer l’anastomose simultanément, faites pivoter les pinces vasculaires de 180 degrés, rétablissez la tension sur les sutures d’ancrage et ajoutez cinq à six sutures interrompues supplémentaires aux extrémités proximales et distales du côté tourné du TEV. Une fois que le TEV est solidement suturé en place, tournez-le vers sa position d’origine et retirez les pinces vasculaires une par une, en commençant par la pince distale.Ensuite, suturez des cristaux ultrasonores d’un millimètre sur les côtés opposés du TEV. À l’aide de 7.0, cathétériser l’artère à l’aide d’un cathéter modifié de calibre 18 avec une plaque tissée en téflon. Suturez la plaque à la paroi artérielle avec 5.0 au niveau du bouton pour contrôler tout saignement.Utilisez un cyclone pour faire adhérer le tube du micro-alésage au cathéter qui a été rincé avec une solution saline. Ensuite, fixez les lignes et les fils implantés à la musculature voisine à l’aide de soie 2.0 et d’une aiguille conique. Pour ce faire, positionnez le fil de la sonde de flux vasculaire parallèlement au vaisseau avec le dorlotement de la sonde et le cran d’extension du fil, puis faites demi-tour vers la musculature latérale.Fixez le fil à la musculature adjacente à l’aide de soie 2.0 sur une aiguille conique à deux endroits afin que le fil ou la sonde de flux ne puisse exercer aucune tension sur le vaisseau. Ensuite, suturez les fils de cristal et la ligne du cathéter artériel à la musculature latérale, permettant environ 1,5 centimètre de mou similaire aux étapes précédentes pour fixer la sonde de flux, regroupez tous les fils et lignes ensemble et ancrez-les à la musculature juste avant de sortir par le tunnel sous-cutané. Comme pour le S précédent, fermez le site chirurgical avec une suture Vicryl 2.0 en couches à l’aide d’un motif de suture courant sur le fascia et le sous-cutané et d’un point de matelas courant sur la peau.Fermez l’incision de 1,5 centimètre au niveau du cou dorsal autour des fils et des lignes extériorisés à l’aide de Vicryl 2.0 et d’une aiguille coupante. Enfin, placez les fils de sonde de flux, les lignes de cathéter et les fils de cristal à ultrasons dans une poche qui est solidement suturée à la peau du mouton. Voir le protocole textuel pour les soins postopératoires des moutons Placez les moutons dans une charrette mobile pour assurer une bonne contention.Cela permet aux moutons de rester calmes et conscients sans compromettre le matériel. Retirez tous les fils et lignes de la pochette et connectez-les aux appareils de surveillance. Connectez le flux.Sonde à un débitmètre, les cristaux ultrasonores d’un millimètre à la boîte A-T-R-B-U-S-B et les lignes de cathéter aux transducteurs de pression. Calibrer les sondes de débit et les transducteurs de pression. Avant l’acquisition des données.Utilisez un oscilloscope pour affiner la mesure du cristal SOE. Selon le protocole du fabricant, enregistrez les données à l’aide d’un logiciel informatique ici. La moitié supérieure de couleur blanche correspond au TEV implanté tandis que la moitié inférieure de couleur rouge correspond à l’artère fictive ou native pour le TEV et le simulacre.Le diamètre, le débit, et la pression artérielle sont enregistrés. En direct après l’enregistrement pendant au moins une minute sans perturbations. Exportez ces données pour une analyse plus détaillée.Débranchez ensuite tous les fils et remettez-les dans la poche suturée sur le cou du mouton. Montré. Voici l’enregistrement in vivo en direct du diamètre du débit et de la pression artérielle du TEV, qui peuvent être enregistrés pendant la durée de l’expérience. Optimisation de l’implantation des greffons vasculaires.L’utilisation de cette technique chirurgicale permet aux chercheurs d’exclure l’erreur chirurgicale comme cause d’échec de la greffe Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en aussi peu que deux heures et demie à trois heures. Si un TEV est implanté ou jusqu’à six heures et demie. Si un simulacre autologue TEV et des instruments doivent également être implantés lors de cette procédure, il est important de se rappeler de maintenir un niveau approprié d’anticoagulation.Utiliser des agents vasodilatateurs une précision optimisée dans le placement de la suture anastomotique Suite à cette procédure. D’autres méthodes telles que l’immunocoloration peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires telles que la migration cellulaire et la différenciation cellulaire. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’implanter des vaisseaux issus de tissus modifiés dans l’artère carotide d’un mouton, ainsi que de la façon de surveiller le flux sanguin artériel, la pression artérielle et les changements de greffe vasculaire, de diamètre in vivo.N’oubliez pas que travailler avec des moutons et d’autres grands animaux pour une utilisation dans un cadre expérimental doit suivre des précautions spécifiques à l’espèce. Si vous prévoyez de travailler avec ces grands animaux pour vos propres études, assurez-vous d’être correctement formé pour manipuler ces animaux de manière sûre et éthique. Merci d’avoir regardé notre vidéo.

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Notre groupe a développé un système de culture bioréacteur qui imite les contraintes pulsatiles physiologiques du système cardiovasculaire pour régénérer implantables petit diamètre des greffons vasculaires.

Greffes d&#39;ingénierie biologique vasculaire basé sur l&#39;aide d&#39;un bioréacteur pulsatile

Une méthode pour le titane ensemencement du sang en contact avec des biomatériaux et la biocompatibilité des cellules autologues tests sont décrits. Cette méthode utilise des cellules progénitrices endothéliales et tubes en titane, tête de série dans les minutes de l'implantation chirurgicale dans porcine veines caves. Cette technique est adaptable à de nombreux autres dispositifs implantables biomédicale.

Autologue de cellules progénitrices endothéliales-ensemencement de la technologie et les tests de biocompatibilité pour les appareils de cardio-vasculaires dans le modèle des grands animaux

Pour améliorer notre connaissance de la formation néo-tissu cellulaire et moléculaire, un modèle murin de la TEVG a été récemment mis au point. Les greffons ont été implantés en sous-rénaux des greffes de la veine cave d'interposition de souris C57BL / 6. Ce modèle permet d'obtenir des résultats similaires à ceux obtenus dans notre étude clinique, mais sur un temps bien sûr beaucoup plus courte.

Implantation de veine cave inférieure interposition de greffe en modèle de souris

Ici, nous présentons un protocole pour générer de l'ingénierie tissulaire greffes de vaisseaux qui sont fonctionnels pour le greffage dans des souris en double ensemencement partiellement induite sur les cellules souches pluripotentes (IPFPC) - dérivé des cellules musculaires lisses et l'IPFPC - cellules endothéliales dérivées sur une décellularisée navire échafaudage bioréacteur.

Génération et greffage des navires par ingénierie tissulaire dans un modèle de souris

À ce jour, les défauts des tissus épais sont généralement reconstruits par l’application de lambeaux de tissus autologues ou de tissus modifiés. Dans ce protocole, nous présentons une nouvelle méthode d’ingénierie d’un lambeau de tissu vascularisé portant un pédicule autologue, pour servir de substitut aux lambeaux autologues.

Conçu vascularisé Muscle Flap

Il s’agit d’une ligne directrice pour la construction de tissus vascularisés in vivo à l’aide d’une boucle artérioveineuse microchirurgicale ou d’une configuration pédiculaire à écoulement continu à l’intérieur d’une chambre d’ingénierie tissulaire. Les tissus vascularisés générés peuvent être utilisés pour la régénération des organes et le remplacement des défauts tissulaires, ainsi que pour les tests de médicaments et la modélisation des maladies.

Génie tissulaire par Intrinsic vascularisation dans un<em&gt; In Vivo</em&gt; Tissue Chambre Ingénierie

Nous décrivons une méthode microchirurgie pour la génération d'une boucle artérioveineuse (AV) en tant que modèle pour l' analyse de la vascularisation in vivo dans un environnement isolé et bien caractérisés. Ce modèle est non seulement utile pour l'étude de l'angiogenèse, mais est également parfaitement adaptée pour l'ingénierie axialement vascularisé et les tissus transplantables.

La boucle artério (AV) dans un modèle Small Animal pour étudier l&#39;angiogenèse et du génie tissulaire vascularisé

les vaisseaux sanguins d'ingénierie évolutive permettrait d'améliorer l'applicabilité clinique. Utilisation des guides 3D imprimés facilement considérables, anneaux de muscle lisse vasculaire ont été créés et empilés en une forme tubulaire, formant un greffon vasculaire. Greffes peuvent être dimensionnés pour répondre à la gamme de dimensions des artères coronaires humaines en changeant simplement la taille de la 3D-imprimé guide.

Mise à l&#39;échelle de l&#39;ingénierie vasculaire Greffes Utilisation 3D Printed Guides et Méthode d&#39;empilage Anneau

Nous présentons ici une méthode électrofilage modifiés pour fabriquer des prothèses vasculaires PCL avec fibres épaisses et des pores dilatés et décrire un protocole d’évaluation du rendement en vivo dans un modèle de rat de remplacement de l’aorte abdominale.

Implantation des greffons vasculaires électrofilées avec Structure optimisée dans un modèle de Rat

Ici, un protocole est présenté pour l’implantation d’un greffon vasculaire issu de l’ingénierie tissulaire dans l’artère carotide de souris à l’aide de la technique du ballonnet, fournissant un modèle animal approprié pour l’étude des mécanismes de régénération du tissu vasculaire.

Implantation d’une greffe vasculaire issue de l’ingénierie tissulaire dans l’artère carotide de souris via la technique du brassard

Cette étude présente un modèle porcin pour l’évaluation des greffons de petit diamètre dans les artères fémorales. Le modèle imite la dynamique vasculaire humaine et évalue de manière exhaustive la perméabilité du greffon, l’hémodynamique et le remodelage vasculaire. Il offre une plate-forme précieuse pour tester les greffes vasculaires et les surveiller avec l’échographie Doppler et l’angiographie.

Implantation d’une greffe vasculaire fémorale dans un modèle porcin pour tester des greffes vasculaires de petit diamètre

Apprenez l'implantation chirurgicale de greffes vasculaires tissulaires dans l'artère carotide de mouton avec surveillance hémodynamique en temps réel. Cette méthode optimise les protocoles de chirurgie vasculaire expérimentale.

Technique chirurgicale pour l'implantation de l'ingénierie tissulaire vasculaires greffes et suivantes

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