Name: Détection de bactéries pathogènes dorigine alimentaire de mouches individuelle Filth (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 54 s
Description: Apprenez une méthode PCR rapide pour détecter Cronobacter spp., Salmonella enterica et Listeria monocytogenes à partir de mouches sauvages individuelles. Cette technique améliore l'échantillonnage environnemental lors des enquêtes sur les éclosions de toxi-infections alimentaires.

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Merci à Ben D. Tall, Yi Chen et Thomas Hammak de la Food and Drug Administration (FDA) des États-Unis, Center for Food Safety and Applied Nutrition (CFSAN) pour l’examen critique du manuscrit. Les auteurs remercient également Hannah Lee (programme de stages de recherche, Joint Institute for Food Safety and Applied Nutrition (JIFSAN), Université du Maryland) pour son aide en laboratoire et David Weingaertner (FDA, CFSAN) pour la préparation de la figure de l’aperçu schématique montré dans la vidéo.

1. Collection de mouches <ol><li> Recueillir mouches individuels en utilisant des filets de balayage entomologiques stériles. Mettre les filets dans une glacière et de les transférer au laboratoire. </li></ol> 2. Dissection of Flies <ol><li> Immobiliser mouches aseptique recueillies en les plaçant à -20 ° C pendant 5 à 7 min. </li><li> En utilisant des pinces stériles lieu une mouche dans un tube de 2 ml stérile contenant 1 ml de pré-chauffé (37 ° C) de l&#39;eau peptonée tamponnée (EPT). Mélanger doucement le tube par inversion pendant 2 min. Il est essentiel que l&#39;ensemble du corps de la mouche être en contact avec le support de sorte que la microflore présente sur la surface du corps (S) de la mouche sera transférée à l&#39;eau peptonée tamponnée (BPW-S). Etiqueter le tube avec un nombre et une partie du corps de la mouche (c.-à-1S). NOTE: Se il vous plaît voir le tableau des réactifs spécifiques / équipement pour une description détaillée des matériaux et des réactifs mentionnés dans le présent protocole. </li><li> En utilisant des pinces stériles supprimer la volée par les médias et le transfert BPW-Sà un 2 ml tube vide et propre à la surface désinfecter la volée. Incuber le tube contenant le milieu BPW-S à 37 ° C tout en effectuant le protocole de désinfection et dissection. <ol><li> Surface-désinfecter la volée par immersion dans 1 ml d&#39;éthanol à 70% pendant 1 min, suivie d&#39;un rinçage avec de l&#39;eau distillée stérile avant son immersion dans 1 ml fraîchement préparée de 0,05% (v / v) de solution de blanchiment. Rincez trois fois à l&#39;eau distillée stérile. Transférer l&#39;eau du dernier rinçage à un tube autoclave de 2 ml. REMARQUE: Jeter le liquide à chaque fois à l&#39;aide d&#39;une micropipette 1000 pi ou en inversant le tube, en veillant à la volée reste à l&#39;intérieur du tube. Mélanger doucement par inversion à chaque étape du processus de surface désinfection. </li><li> Pour évaluer l&#39;efficacité du processus de désinfection, transférer 100 pi de l&#39;eau du dernier rinçage à une plaque de gélose trypticase soja (TSA) et répandre avec une spatule jetable en forme de L-stérile. Incuber la plaque à 37 ° C pendant 24 heures. Après encubation, inscrivez-vous la présence de colonies bactériennes. NOTE: La présence de colonies bactériennes sur les plaques de TSA indique un processus surface désinfection inefficace. Si cela se produit, la présence d&#39;agents pathogènes d&#39;origine alimentaire ne doit être rapporté à la surface du corps de la mouche parce contamination croisée entre la surface du corps et le tube digestif ne peut pas être exclue. </li></ol></li><li> Après surface de désinfection à la volée, le transférer à un morceau de autoclave serviette en papier pour enlever l&#39;excès d&#39;eau et ensuite à un 60 mm boîte de Petri stérile à usage unique. </li><li> Placez la boîte de Pétri sous un microscope à dissection et d&#39;identifier la volée au niveau des espèces en utilisant clés dichotomiques pour les familles de diptères 20,21. </li><li> En utilisant des pinces de pointe fine autoclave tirez doucement l&#39;anus et l&#39;ensemble tube digestif (A) sur la volée et de manière aseptique le transférer à un autre tube de 2 ml stérile contenant 1 ml de pré-chauffé (37 ° C) BPW avec 0,5 mm zircone / silice perles (BPW-A). e d&#39;étiquetagee tube ayant le même nombre choisi pour la volée individu et la partie du corps de la volée (par exemple, 1A). </li><li> Mélanger le tube contenant le BPW-A complètement pendant 5-10 min en utilisant un disrupteur de cellules. Incuber à 36 ± 1 ° C tout en effectuant le reste du protocole. </li><li> Pour bon et / ou stocker l&#39;échantillon pour le long terme, placer le reste de la mouche dans un tube de 2 ml propre et ajouter 1-2 ml d&#39;éthanol à 95%. </li></ol> 3. Enrichissement primaire et secondaire <ol><li> Étiqueter tous les tubes d&#39;enrichissement primaire et secondaire contenant un milieu en fonction du nombre d&#39;échantillon et la partie du corps de la mouche. </li><li> Sous une hotte stérile, transférer 300 pi de BPW-S (surface) pour stériles 2 ml tubes contenant les supports suivants: <ol><li> Pour Salmonella, utiliser 1 ml de pré-chauffé (42 ° C) BPW. Incuber dans un bain d&#39;eau de recirculation à 42,5 ° C pendant 22-24 h. Pour l&#39;enrichissement secondaire, transférer 100 pi de BPW enrichi à 400 &amp; #181; l d&#39;préchauffé (37 ° C) infusion de cerveau-coeur (BHI), précédemment mis dans des tubes stériles de cluster. Incuber à 37 ° C pendant 3 heures. </li><li> Pour Cronobacter, utiliser 1 ml de pré-chauffé (37 ° C) BPW avec novobiocine (10 mg / L; Wallace, M., communication personnelle). Vous pouvez également utiliser 1 ml de la R &amp; F bouillon d&#39;enrichissement sakazakii Enterobacter avec supplément (vancomycine et cefsulodine) que l&#39;enrichissement primaire. Incuber à 37 ° C pendant 22 à 26 h. Pour l&#39;enrichissement secondaire, transférer 100 pi de BPW enrichi avec novobiocine à 400 pi de préchauffé (37 ° C) de bouillon BHI précédemment placés dans des tubes stériles de cluster. Incuber à 37 ° C pendant 3 heures. </li><li> Pour L. monocytogenes, utilisent 1 ml de fraîchement préparé RT 24 Listeria bouillon d&#39;enrichissement (24 LEB) avec supplément sélectif. Incuber à 37 ° C pendant 44 ± 5 ​​heures. Aucun enrichissement secondaire est nécessaire pour la détection de L. monocytogenes. </li&gt; <li> Répétez les étapes 3.2.1 - 3.2.3 ci-dessus en utilisant le tube étiqueté comme BPW-A. </li></ol></li></ol> 4. Préparation du système de PCR-Based pour l&#39;amplification et la détection de la cible pathogènes d&#39;origine alimentaire Les étapes 4-8 utilisent un système commercial PCR cycleur / détecteur, un poste de travail informatique, et des kits prêts à l&#39;emploi pour le dépistage de Salmonella (salmonelle 2 kit de dosage standard), espèce Cronobacter (E. kit de dosage standard sakazakii), et Listeria monocytogenes (L. monocytogenes kit de dosage 24E). Dosages standard utilisent PCR détection du point final. Chaque kit contient comprimés PCR-prêts avec un colorant intercalant qui émet un signal de fluorescence lors de la liaison à l&#39;ADN double brin. Le signal est capté pendant la phase de détection du système de programme PCR, la génération d&#39;une courbe de fusion qui est interprété par le logiciel comme positif ou négatif. <ol><li> Préparer les réactifs et le matériel comme spécifié par le fabrile protocole de RER pour chaque agent pathogène cible d&#39;origine alimentaire. REMARQUE: Les protocoles de détection de Salmonella et Cronobacter nécessitent une procédure de lyse en une seule étape alors que le protocole pour la détection de L. monocytogenes nécessite une procédure de lyse en deux étapes (voir les sections 5 et 6, respectivement). </li><li> Tournez sur le bloc de chauffage automatisé sélectionnant le programme spécifique de l&#39;agent pathogène cible. Alternativement, si les blocs de chauffage sont manuelles, régler les températures à 37 ° C (pour Salmonella, Cronobacter spp et Listeria monocytogenes.) Ou à 55 ± 2 ° C (par L. monocytogenes partie 2 de lyse - voir l&#39;étape 6.2) et 95 ± 3 ° C. </li><li> Assurez-vous que les blocs de refroidissement ont été réfrigérés O / N, sinon les refroidir à 2-8 ° C pendant au moins 2 h. </li><li> En utilisant le logiciel de l&#39;ordinateur du système de détection basé sur la PCR, créer un fichier de crémaillère suivant les instructions du fabricant. </li><li> Étiqueter et organiser des grappestubes contenant le réactif de lyse dans le rack, en fonction du fichier de crémaillère. </li><li> Initialiser l&#39;instrument du système de détection basé sur la PCR. </li></ol> 5. Effectuez Lysis pour la détection de Salmonella et Cronobacter <ol><li> Préparer le réactif de lyse en ajoutant 150 pi de protease à une bouteille de tampon de lyse de 12 ml. </li><li> Transférer 200 pl de réactif de lyse pour chacun des tubes à fragmentation précédemment marqués. REMARQUE: Les tubes de munitions contenant du réactif de lyse peuvent être conservés à 2-8 ° C pendant jusqu&#39;à deux semaines. </li><li> En utilisant des pointes de pipette longues, Transférer 20 ul d&#39;échantillons enrichis secondaires (voir les étapes 3.2.1 et 3.2.2) à tubes de munitions contenant 200 pi de réactif de lyse correspondant. Utiliser des nouveaux embouts de pipette pour chaque échantillon. NOTE: Garder les tubes de l&#39;enrichissement primaire et secondaire dans le réfrigérateur (Salmonella) ou à température ambiante (Cronobacter) pour une analyse plus approfondie de confirmation des échantillons PCR-positives / négatives. </li&gt; <li> Préparer contrôles négatifs en ajoutant 20 pi de milieu BHI stérile pour tubes de munitions contenant 200 pi de réactif de lyse. </li><li> Préparer des témoins positifs en ajoutant 20 pi d&#39;O / N cultures bactériennes (cultivées en BHI) de tout ou de la souche Salmonella connu Cronobacter tubes de munitions contenant 200 pi de réactif de lyse. </li><li> Tubes de cluster Cap et bien serrer à l&#39;aide de l&#39;outil de coiffage. </li><li> Placer la grille de tubes de munitions dans le bloc de chauffage automatisé après avoir sélectionné le programme spécifique de l&#39;agent pathogène cible. En variante, les tubes incuber à dispersion à 37 ± 2 ° C pendant 20 min, suivi par une incubation à 95 ± 3 ° C pendant 10 min. Enfin, les tubes de transfert de munitions à des blocs de refroidissement (2-8 ° C) pendant 5 min. REMARQUE: Les tubes de munitions contenant le lysat peuvent être conservés à -20 ° C pendant jusqu&#39;à deux semaines. </li></ol> 6. Effectuer Lysis pour la détection de L. monocytogenes <ol><li> Effectuer la première partie delyse comme suit: <ol><li> Ajouter 1,8 ml d&#39;eau désionisée stérile au flacon de entièrement décongelé agent de lyse 1. REMARQUE: Magasin 1 agent de lyse à 2-8 ° C jusqu&#39;au moment de servir. Après ouverture et la dilution, stocker à température ambiante (20-30 ° C) pour un maximum de six mois. </li><li> Combinez agents de lyse 1 et 2 dans un rapport de 4: 1 (40 pi de dilution agent de lyse 1 et 10 ul d&#39;agent 2 pour chaque échantillon de lyse). Transférer 50 pl des agents de lyse combinées à se regrouper tubes. Utiliser le mélange dans les quatre heures. </li><li> Ajouter 500 pi d&#39;échantillon enrichi primaire (voir l&#39;étape 3.2.3) au tube de cluster contenant les 50 pi des agents de lyse combinés. </li><li> Préparer un témoin négatif en ajoutant 500 ul de 24 LEB stérile à 50 pi des agents de lyse combinées. </li><li> Préparer un contrôle positif en ajoutant 500 pi d&#39;O / N L. culture monocytogenes cultivée dans 24 LEB à 50 pi des agents de lyse combinées. </li><li> Boucher les tubes de munitions, mélanger délicatement et lieudans le bloc de chauffage à 37 ± 1 ° C pendant 30 min. NOTE: Garder les tubes de enrichissement primaire dans le réfrigérateur pour une analyse approfondie de confirmation des échantillons PCR-positives / négatives. </li></ol></li><li> Effectuer la partie 2 de lyse comme suit: <ol><li> Préparer le réactif de lyse comme indiqué dans les étapes 5.1 et 5.2. </li><li> Utilisation des embouts de pipette longues transférer 20 ul de la première partie lysat à des tubes de munitions contenant 200 pi de réactif de lyse. Utiliser des nouveaux embouts de pipette pour chaque échantillon. </li><li> Tubes de cluster Cap et bien serrer à l&#39;aide de l&#39;outil de coiffage. </li><li> Lieu tubes de munitions au bloc de chauffage automatisé de sélection du programme spécifique de L. monocytogenes. En variante, les tubes incuber à dispersion à 55 ± 2 ° C pendant 30 min, suivi par une incubation à 95 ± 3 ° C pendant 10 min. Enfin, les tubes de transfert de munitions à des blocs de refroidissement (2-8 ° C) pendant 5 min. REMARQUE: Les tubes de munitions contenant le lysat peuvent être conservés à -20 ° C pendant jusqu&#39;à deux semaines. </li></ol></li></ol> Comprimés 7. hydrate PCR-Ready <ol><li> Sélectionner un réfrigéré (4 ° C) PCR bloc de refroidissement et posez une grille de tube PCR sur l&#39;insert. </li><li> Placez tubes PCR contenant les comprimés PCR-prêts (inclus avec chaque kit) pour l&#39;agent pathogène cible d&#39;origine alimentaire dans le support correspondant, selon le dossier de rack. </li><li> Utilisation de l&#39;Outil de décapsulage, retirez soigneusement les bouchons des tubes PCR. Jeter les bouchons et vérifiez que chaque tube contient une tablette. </li><li> Transfert 50 pi (pour Salmonella et Cronobacter) ou 30 pi (pour L. monocytogenes) de lysat dans des tubes de PCR spécifiques. Utilisez de nouveaux bouchons optiques et bien serrer sur les tubes de PCR en utilisant l&#39;outil de coiffage. REMARQUE: Après addition du lysat de comprimés PCR en main, des échantillons doit rester refroidi à 2 - 8 ° C jusqu&#39;à ce que chargé dans le système de détection basé sur la PCR. Les tubes de PCR peuvent être centrifugés à 2500 xg pendant quelques secondes pour se assurer que tout le volume se trouve dans le bas tqu&#39;il tube. </li><li> Chargez les tubes PCR dans le cycleur / détection instrument du système PCR en ouvrant le tiroir de l&#39;instrument. </li><li> Placer la grille de tubes PCR dans les puits dans le tiroir et vérifier que les tubes sont correctement installés. </li><li> Fermez le tiroir et lancer le programme tel que décrit par le protocole du fabricant. NOTE: L&#39;instrument basé sur la PCR a les paramètres prédéfinis de vélo pour chaque agent pathogène d&#39;origine alimentaire. </li><li> Vérifiez que la barre d&#39;état de cycle de PCR affiche une barre bleue indiquant que la partie d&#39;amplification de l&#39;exécution du programme. NOTE: Pour les tests de PCR standard, le temps de traitement du programme complet (amplification et détection) prend environ 3 à 3,5 heures pour terminer. </li></ol> 8. Examen des résultats <ol><li> Après le traitement est terminé, suivez les invites de l&#39;instrument du système basé sur la PCR de prélever des échantillons et les résultats de l&#39;examen. </li><li> Si l&#39;agent pathogène d&#39;origine alimentaire cible est présente dans l&#39;échantillon (soit lesurface ou le tube digestif de la mouche) le bien est rouge avec un «plus» signe (positif). Si l&#39;agent pathogène est absent, le bien est vert avec un signe &#39;moins&#39; (négative). </li><li> Si le bien est jaune avec une barre rouge à travers le centre, il indique une erreur de signal. </li></ol> 9. Isolement de bactéries pathogènes à partir des résultats positifs à la PCR <ol><li> Sélectionnez tubes du primaire (pour L. monocytogenes) ou secondaire (pour Salmonella et Cronobacter) l&#39;enrichissement de ces échantillons qui étaient positifs à la PCR. Aussi, choisir au hasard 3-5% des échantillons qui étaient PCR négatif et procédez comme suit: </li><li> Pour Salmonella: <ol><li> Ajouter 100 ul de la presse secondaire enrichissement à 10 ml de Rappaport-Vassiliadis (RV) moyen et à 1 ml de tétrathionate (TT) de bouillon. Incuber les tubes à 42,5 ° C dans un bain d&#39;eau à recirculation de 22 à 24 heures. </li><li> Après incubation, série une anse de 3 mm (10 pi) de chaque, un RVd TT médias sur sulfite de bismuth (BS) agar, le xylose-lysine-désoxycholate (XLD) et Hektoen entérique (HE) agar. Incuber les plaques à 35 ± 1 ° C pendant 22 à 24 h. </li><li> Après incubation, examiner les plaques pour la présence de colonies typiques de Salmonella sur chaque support. Si aucune des colonies isolées peuvent être obtenus après plusieurs étapes de sous-culture, considérer l&#39;échantillon comme négatif et de faire rapport comme un faux positif pour le système basé sur la PCR. NOTE: Pour les colonies typiques de Salmonella sur les médias spécifiques, voir 22. Sélectionnez cinq colonies caractéristiques présumées de Salmonella et repiquer les sur BS, XLD, ou HE jusqu&#39;au cultures pures de colonies isolées / simples sont obtenus. </li><li> Sélectionnez une colonie pure et identifier Salmonella présomption en utilisant des tests commerciaux biochimiques tels que la carte d&#39;identification VITEK 2 ou API système d&#39;identification biochimique, en suivant les instructions du fabricant. </li></ol></li><li> Pour Cronobacter: &lt;ol&gt; <li> Streak une anse de 3 mm (10 pi) du support d&#39;enrichissement secondaire sur deux plaques de milieux de culture chromogènes tels que R &amp; F Enterobacter sakazakii (Cronobacter) moyen de placage chromogène et / ou ChromID sakazakii Agar. Incuber les plaques à 35 ° C pendant 22 à 24 h. </li><li> Après incubation, examiner les plaques pour la présence de colonies de Cronobacter typiques (bleu-noir au gris-bleu). Sélectionnez cinq colonies de Cronobacter présomptifs et repiquer les sur R &amp; F Enterobacter sakazakii (Cronobacter) milieu d&#39;étalement chromogène, ChromID sakazakii Agar, ou TSA jusqu&#39;au cultures pures de colonies isolées / simples sont obtenus. REMARQUE: si aucun des colonies isolées peuvent être obtenus après plusieurs étapes de sous-culture, considérer l&#39;échantillon comme négatif et signaler comme un faux positif pour le système de détection basé sur la PCR. </li><li> Sélectionnez une colonie pure et identifier Cronobacter présomption en utilisant commer biochimiqueessais ciaux tels que la carte d&#39;identification VITEK 2 ou API 20E système d&#39;identification biochimique, en suivant les instructions du fabricant. </li></ol></li><li> Pour L. monocytogenes: <ol><li> Déposer sur une anse de 3 mm (10 pi) du support d&#39;enrichissement primaire sur deux plaques de gélose Brillance Listeria (BLA). Incuber les plaques à 36 ± 1 ° C pendant 22 à 26 h. </li><li> Après incubation, examiner les plaques pour la présence de présomption L. monocytogenes (bleu-vert) colonies. Sélectionnez 5 présomption L. monocytogenes colonies et sous-culture-les sur BLA jusqu&#39;à obtenir des cultures pures de colonies isolées / simples. Re-incuber les plaques négatives à 36 ± 1 ° C pendant encore 22 à 26 h. </li><li> Sélectionnez une colonie pure et identifier présomption L. monocytogenes en utilisant des tests biochimiques commerciaux tels que la carte d&#39;identification VITEK 2 ou API Listeria système d&#39;identification biochimique, à la suite de i du fabricantnstructions. </li></ol></li><li> Présomptifs origine alimentaire pathogènes isolés des insectes doivent être confirmées et sérotypées dans un laboratoire de référence. </li></ol>

<ol><li>Voeller, J. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZurek%2C+L+%22Wiley+Handbook+of+Science+and+Technology+for+Homeland+Security%22">Wiley Handbook of Science and Technology for Homeland Security</a>. , Wiley Inc. 1-16 (2008).</li>
<li>Olsen, A. R., Gecan, J. S., Ziobro, G. C., Bryce, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+action+criteria+for+filth+and+other+extraneous+materials+V.+Strategy+for+evaluating+hazardous+and+nonhazardous+filth%5BTitle%5D)+AND+%22Regulatory+Toxicology+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Regulatory action criteria for filth and other extraneous materials V. Strategy for evaluating hazardous and nonhazardous filth.</a> Regulatory Toxicology and Pharmacology. 33 (3), 363-392 (2001).</li>
<li>Hald, B., Skovgård, H., Pedersen, K., Bunkenborg, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influxed+insects+as+vectors+for+Campylobacter+jejuni+and+Campylobacter+coli+in+Danish+broiler+houses%5BTitle%5D)+AND+%22Poultry+Science%22%5BJournal%5D)">Influxed insects as vectors for Campylobacter jejuni and Campylobacter coli in Danish broiler houses.</a> Poultry Science. 87 (7), 1428-1434 (2008).</li>
<li>Kobayashi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Houseflies%3A+Not+simple+mechanical+vectors+of+enterohemorrhagic+Escherichia+coli+O157%3AH7%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Tropical+Medicine+and+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Houseflies: Not simple mechanical vectors of enterohemorrhagic Escherichia coli O157:H7.</a> American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 61 (4), 625-629 (1999).</li>
<li>Pava-Ripoll, M., Pearson, R. E. G., Miller, A. K., Ziobro, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+and+relative+risk+of+Cronobacter+spp.%2C+Salmonella+spp.%2C+and+Listeria+monocytogenes+associated+with+the+body+surfaces+and+guts+of+individual+filth+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Prevalence and relative risk of Cronobacter spp., Salmonella spp., and Listeria monocytogenes associated with the body surfaces and guts of individual filth flies.</a> Applied and Environmental Microbiology. 78 (22), 7891-7902 (2012).</li>
<li>Hewitt, C. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHewitt%2C+CG+%22Houseflies+and+how+they+spread+disease%22">Houseflies and how they spread disease</a>. , Cambridge University Press. (1912).</li>
<li>Rochon, K., Lysyk, T. J., Selinger, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retention+of+Escherichia+coli+by+house+fly+and+stable+fly+%28Diptera%3AMuscidae%29+during+pupal+metamorphosis+and+eclosion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Retention of Escherichia coli by house fly and stable fly (Diptera:Muscidae) during pupal metamorphosis and eclosion.</a> Journal of Medical Entomology. 42 (3), 397-403 (2005).</li>
<li>Greenberg, B., Kowalski, J. A., Klowden, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+affecting+the+transmission+of+Salmonella+by+flies%3A+natural+resistance+to+colonization+and+bacterial+interference%5BTitle%5D)+AND+%22Infection+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Factors affecting the transmission of Salmonella by flies: natural resistance to colonization and bacterial interference.</a> Infection and Immunity. 2 (6), 800-809 (1970).</li>
<li>Mramba, F., Broce, A. B., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vector+competence+of+stable+flies%2C+Stomoxys+calcitrans+L.+%28Diptera%3AMuscidae%29%2C+for+Enterobacter+sakazakii%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vector+Ecology%22%5BJournal%5D)">Vector competence of stable flies, Stomoxys calcitrans L. (Diptera:Muscidae), for Enterobacter sakazakii.</a> Journal of Vector Ecology. 32 (1), 134-139 (2007).</li>
<li>Ekdahl, K., Normann, B., Andersson, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Could+flies+explain+the+elusive+epidemiology+of+campylobacteriosis%5BTitle%5D)+AND+%22Bmc+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Could flies explain the elusive epidemiology of campylobacteriosis.</a> Bmc Infectious Diseases. 5 (11), 11(2005).</li>
<li>Nayduch, D., Noblet, G. P., Stutzenberger, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vector+potential+of+houseflies+for+the+bacterium+Aeromonas+caviae%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+and+Veterinary+Entomology%22%5BJournal%5D)">Vector potential of houseflies for the bacterium Aeromonas caviae.</a> Medical and Veterinary Entomology. 16 (2), 193-198 (2002).</li>
<li>Multistate and Nationwide Foodborne Outbreak Investigations: A Step-by-Step Guide. , CDC. Atlanta, GA. Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.cdc.gov/foodsafety/outbreaks/investigating-outbreaks/investigations/index.html">http://www.cdc.gov/foodsafety/outbreaks/investigating-outbreaks/investigations/index.html</a> (2013).</li>
<li>Sievert, K., Messler, S., Klimpel, S., Feffer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive+study+on+the+occurrence+and+distribution+of+pathogenic+microorganisms+carried+by+synanthropic+flies+caught+at+different+rural+locations+in+Germany%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Comprehensive study on the occurrence and distribution of pathogenic microorganisms carried by synanthropic flies caught at different rural locations in Germany.</a> Journal of Medical Entomology. 46 (5), 1164-1166 (2009).</li>
<li>Hernández-Escareño, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presence+of+Enterobacteriaceae%2C+Listeria+spp.%2C+Vibrio+spp.+and+Staphylococcus+spp.+in+house+fly+%28Musca+domestica+L.%29%2C+collected+and+macerated+from+different+sites+in+contact+with+a+few+animals+species%5BTitle%5D)+AND+%22Revista+Cientifica-Facultad+De+Ciencias+Veterinarias%22%5BJournal%5D)">Presence of Enterobacteriaceae, Listeria spp., Vibrio spp. and Staphylococcus spp. in house fly (Musca domestica L.), collected and macerated from different sites in contact with a few animals species.</a> Revista Cientifica-Facultad De Ciencias Veterinarias. 22 (2), 128-134 (2012).</li>
<li>Mian, L. S., Maag, H., Tacal, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+Salmonella+from+muscoid+flies+at+commercial+animal+establishments+in+San+Bernardino+county%2C+California%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vector+Ecology%22%5BJournal%5D)">Isolation of Salmonella from muscoid flies at commercial animal establishments in San Bernardino county, California.</a> Journal of Vector Ecology. 27 (1), 82-85 (2002).</li>
<li>Olsen, A. R., Hammack, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+Salmonella+spp.+from+the+housefly%2C+Musca+domestica+L.%2C+and+the+dump+fly%2C+Hydrotaea+aenescens+%28Wiedemann%29+%28Diptera%3AMuscidae%29%2C+at+caged-layer+houses%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Food+Protection%22%5BJournal%5D)">Isolation of Salmonella spp. from the housefly, Musca domestica L., and the dump fly, Hydrotaea aenescens (Wiedemann) (Diptera:Muscidae), at caged-layer houses.</a> Journal of Food Protection. 63 (7), 958-960 (2000).</li>
<li>Holt, P. S., Geden, C. J., Moore, R. W., Gast, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+Salmonella+enterica+serovar+Enteritidis+from+houseflies+%28Musca+domestica%29+found+in+rooms+containing+Salmonella+serovar+Enteritidis-challenged+hens%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Isolation of Salmonella enterica serovar Enteritidis from houseflies (Musca domestica) found in rooms containing Salmonella serovar Enteritidis-challenged hens.</a> Applied and Environmental Microbiology. 73 (19), 6030-6035 (2007).</li>
<li>Mramba, F., Broce, A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+Enterobacter+sakazakii+from+stable+flies%2C+Stomoxys+calcitrans+L.+%28Diptera%3AMuscidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Food+Protection%22%5BJournal%5D)">Isolation of Enterobacter sakazakii from stable flies, Stomoxys calcitrans L. (Diptera:Muscidae).</a> Journal of Food Protection. 69 (3), 671-673 (2006).</li>
<li>Koyuncu, S., Andersson, M. G., Haggblom, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+and+Sensitivity+of+Commercial+PCR-Based+Methods+for+Detection+of+Salmonella+enterica+in+Feed%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Accuracy and Sensitivity of Commercial PCR-Based Methods for Detection of Salmonella enterica in Feed.</a> Applied and Environmental Microbiology. 76 (9), 2815-2822 (2010).</li>
<li>Gagné, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+and+mite+pests+in+food%2C+an+illustrated%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Insect and mite pests in food, an illustrated.</a> 1, U.S. Department of Agriculture and U.S. Department of Health and Human Service. 269-296 (1991).</li>
<li>Greenberg, B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGreenberg%2C+B+%22Flies+and+disease%2C+Vol+I.+Ecology%2C+classification+and+biotic+associations%22">Flies and disease, Vol I. Ecology, classification and biotic associations</a>. , Princeton University Press. (1971).</li>
<li>Wallace, H. A., Jacobson, A., Hammack, T. S. Chapter 5 Salmonella. Bacteriological Analytical Manual. , 
 Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.fda.gov/downloads/Food/FoodScienceResearch/UCM244774.pdf">http://www.fda.gov/downloads/Food/FoodScienceResearch/UCM244774.pdf</a> (2007).</li>
<li>Barro, N., Aly, S., Tidiane, O. C. A., Sababenedjo, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carriage+of+bacteria+by+proboscises%2C+legs%2C+and+feces+of+two+species+of+flies+in+street+food+vending+sites+in+Ouagadougou%2C+Burkina+Faso%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Food+Protection%22%5BJournal%5D)">Carriage of bacteria by proboscises, legs, and feces of two species of flies in street food vending sites in Ouagadougou, Burkina Faso.</a> Journal of Food Protection. 69 (8), 2007-2010 (2006).</li>
<li>Ugbogu, O. C., Nwachukwu, N. C., Ogbuagu, U. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+Salmonella+and+Shigella+species+from+house+flies+%28Musca+domestica+L.%29+in+Uturu%2C+Nigeria%5BTitle%5D)+AND+%22African+Journal+of+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Isolation of Salmonella and Shigella species from house flies (Musca domestica L.) in Uturu, Nigeria.</a> African Journal of Biotechnology. 5 (11), 1090-1091 (2006).</li>
<li>Brownlie, J. C., Johnson, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Symbiont-mediated+protection+in+insect+hosts%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Symbiont-mediated protection in insect hosts.</a> Trends in Microbiology. 17 (8), 348-354 (2009).</li>
<li>Feldhaar, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+symbionts+as+mediators+of+ecologically+important+traits+of+insect+hosts%5BTitle%5D)+AND+%22Ecological+Entomology%22%5BJournal%5D)">Bacterial symbionts as mediators of ecologically important traits of insect hosts.</a> Ecological Entomology. 36 (5), 533-543 (2011).</li>
<li>Foodborne disease outbreaks: Guidelines for investigation and control. , World Health Organization. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.who.int/foodsafety/publications/foodborne_disease/outbreak_guidelines.pdf">http://www.who.int/foodsafety/publications/foodborne_disease/outbreak_guidelines.pdf</a> (2008).</li>
<li>Wright, A. P., Gould, L. H., Mahon, B., Sotir, M. J., Tauxe, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overview+of+the+Impact+of+Epidemic-Assistance+Investigations+of+Foodborne+and+Other+Enteric+Disease+Outbreaks%2C+1946-2005%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Epidemiology%22%5BJournal%5D)">Overview of the Impact of Epidemic-Assistance Investigations of Foodborne and Other Enteric Disease Outbreaks, 1946-2005.</a> American Journal of Epidemiology. 174, S23-S35 (2011).</li>
</ol>

L’utilisation d’instruments spécifiés ne constitue pas une approbation de la Food and Drug Administration des États-Unis. Les auteurs certifient qu’il n’y a aucun conflit d’intérêts avec une quelconque organisation financière en ce qui concerne le matériel discuté dans cet article.

Des études antérieures qui ont détectés pathogènes d&#39;origine alimentaire des insectes sauvages ont utilisé une grande variété de protocoles qui pourraient ne pas inclure l&#39;information nécessaire pour évaluer avec précision les risques liés à l&#39;alimentation de la présence d&#39;une mouche dans les aliments ou les environnements liés à l&#39;alimentation 13,15, 23,24. Ici, nous avons démontré que l&#39;utilisation de ce protocole standardisé, il est possible de détecter et d&#39;isoler Cronobacter spp., S. enterica, et L. monocytogenes à partir de la surface du corps et le tube digestif de mouches simples capturés dans la nature. Parce que les insectes peuvent transporter de faibles effectifs de l&#39;agent pathogène cible d&#39;origine alimentaire et un grand nombre d&#39;autres microbiote indigène 25,26, ce protocole nécessite enrichissement primaire (et parfois secondaire) des échantillons dans des milieux de culture spécifiques pour augmenter la sensibilité de la détection de l&#39;agent pathogène cible d&#39;origine alimentaire . Les résultats du système de détection basé sur la PCR ont été obtenus en environ 30 heures (pour le detection de Cronobacter spp. et S. enterica) et 48 h (pour la détection de L. monocytogenes) après le traitement de départ des échantillons. Ainsi, ce protocole est fiable ainsi que rapide et assez sensible pour cribler une seule mouche pour la présence d&#39;agents pathogènes d&#39;origine alimentaire. Confirmation des résultats positifs à la PCR et l&#39;isolement de bactéries viables fait partie de la procédure d&#39;exploitation standard de nombreux laboratoires. En outre, à des fins épidémiologiques, des cultures bactériennes pures à partir d&#39;échantillons PCR-positives sont nécessaires pour confirmer plus loin et sérotype pathogène d&#39;origine alimentaire en utilisant biochimique, immunologique, ou des méthodes génétiques. Bien que pas de faux positifs ont été observés lors de la détection S. enterica et L. monocytogenes dans les parties du corps de mouches sauvages capturés simples, en utilisant ce protocole, nous avons trouvé jusqu&#39;à un taux de faux positifs pour Cronobacter spp 50%. Ceci suggère que le système de détection à base de PCR pour le genre Cronobacter peuvent réagir de façon croisée avec d&#39;autres entérobactéries présent parmi la flore très complexe réalisée par les mouches. Ainsi, l&#39;isolement et la purification de colonies pures du genre Cronobacter à partir d&#39;échantillons positifs par PCR placage nécessitent plus sélectif que les autres agents pathogènes évalués. Ce protocole a été principalement normalisé pour dépister les mouches capturées dans la nature individuels pour la présence de Cronobacter spp., S. enterica, et L. monocytogenes en utilisant un système de détection basé sur la PCR commercial. Cependant, ce protocole a également été facilement adapté à l&#39;écran les parties du corps de mouches simples pour la présence d&#39;autres agents pathogènes d&#39;origine alimentaire comme E. coli entérohémorragique O157: H7 (en utilisant soit le E. coli O157: H7 MP kit de dosage standard ou E. coli O157: H7 kit de dosage en temps réel) et la shiga-toxigène E. coli (STEC) groupe (en utilisant le temps réel Suite STEC), l&#39;obtention de sensibilités&gt; 80% (dépublierdonnées ed). En outre, ce protocole peut potentiellement être adapté pour détecter les agents pathogènes d&#39;origine alimentaire des autres insectes qui sont des vecteurs de maladies (des cafards et les fourmis) connus, mais plus de recherche dans ce domaine est nécessaire. Enquêtes sur les éclosions d&#39;origine alimentaire de la maladie sont très dynamiques et comprennent un processus en plusieurs étapes qui peuvent varier en fonction de la situation spécifique et de l&#39;environnement local étant enquête 12,27. Ces enquêtes sont importantes parce qu&#39;elles fournissent une protection immédiate de la santé publique par la prévention des maladies futures. En outre, ces enquêtes peuvent élucider de nouveaux mécanismes par lesquels les micro-organismes d&#39;origine alimentaire sont réparties, et soulever des questions importantes qui mènent à de nouveaux domaines de recherche 28. Techniques d&#39;enquête ainsi que des protocoles normalisés, rapides et sensibles sont nécessaires pour la détection de pathogènes d&#39;origine alimentaire des insectes individuels. Ce protocole standardisé ouvre la possibilité de recueillir de façon aseptique insectes comme des mouches, wHICH peut le vecteur bactérie pathogène d&#39;origine alimentaire, dans le cadre d&#39;un programme d&#39;échantillonnage environnemental. L&#39;information épidémiologique qui peut être acquise à partir de ce serait de l&#39;utilisation dans la construction d&#39;une image précise des mécanismes de transmission d&#39;agents pathogènes d&#39;origine alimentaire par des insectes (ce est à dire, la longueur du temps d&#39;exposition: une mouche par l&#39;atterrissage par rapport mouches atterrissage, déféquer, et régurgiter). Enfin, bien que le système de détection basé sur la PCR commercial décrit ici est pratique à utiliser et simplifie l&#39;amplification par PCR et la visualisation d&#39;un amplicon au niveau du genre, il ne est nullement le seul système approprié. Le lysat à partir d&#39;échantillons enrichis pourrait en variante être utilisé pour détecter la présence d&#39;agents pathogènes d&#39;origine alimentaire en utilisant publiquement disponibles paires d&#39;amorces spécifiques à l&#39;espèce. Cependant, la sensibilité de détection doit être démontrée avant leur utilisation.

Insectes jouent un rôle important dans la transmission des maladies liées à l&#39;alimentation, car ils peuvent répandre des agents pathogènes sur les surfaces et ustensiles alimentaires ou 1 contact avec les aliments. Chez les insectes, mouches, cafards, fourmis et présentent des comportements qui favorisent la propagation des agents pathogènes d&#39;origine alimentaire. Ces comportements incluent une association avec la matière en décomposition, de refuser et les fèces, (bâtiments entrant) endophilie et synanthropy (cohabitation avec les humains) 2. .. pathogènes d&#39;origine alimentaire tels que Salmonella spp, Listeria monocytogenes, Campylobacter spp, Escherichia de coli O157: H7, et les membres du genre Cronobacter (anciennement Enterobacter sakazakii) ont été signalés à être transmise par des insectes 3-5. Crasse synanthropique mouches propage mécaniquement bactéries pathogènes d&#39;origine alimentaire par le transfert de leurs surfaces corporelles contaminées. Cependant, la présence d&#39;agents pathogènes d&#39;origine alimentaire dans le canal alimentaire des mouches peut être jusqu&#39;à trois foissupérieure à celle observée sur les surfaces du corps (corps, tête, pattes, ailes et 5). les agents pathogènes d&#39;origine alimentaire peuvent également rester dans le tube digestif de la mouche pendant une période de temps plus grande que sur la surface du corps 6,7 et, dans certains cas, ils sont capables de se multiplier, à coloniser des voies digestives 4,8,9 de la mouche. Cela augmente le potentiel vecteur de mouches parce qu&#39;ils ne peuvent plus se propager pathogènes d&#39;origine alimentaire grâce à la défécation et la régurgitation 10,11. Aujourd&#39;hui, il ya l&#39;amélioration des systèmes de surveillance qui sont en mesure de détecter les éclosions de maladies d&#39;origine alimentaire plus rapidement. Lors de l&#39;exécution des enquêtes épidémiologiques origine alimentaire, les responsables de la santé publique cherchent la nourriture qui peut être la source (s) ou de véhicule (s) de l&#39;infection. Les enquêteurs peuvent également effectuer une évaluation environnementale de l&#39;installation (ou des installations) impliqués pour savoir comment la nourriture était contaminée et peut prélever des échantillons dans le cadre de l&#39;enquête 12. Despite la grande quantité de la littérature scientifique concernant les insectes comme porteurs de pathogènes d&#39;origine alimentaire, reliant les insectes vecteurs de l&#39;agent pathogène à l&#39;origine d&#39;une éclosion de maladie d&#39;origine alimentaire particulier a été difficile. Ce est principalement parce que les insectes ne sont pas prélevés de façon aseptique dans le cadre de programmes d&#39;échantillonnage de l&#39;environnement au cours des enquêtes sur les éclosions d&#39;origine alimentaire. Pour inclure les insectes, en particulier ceux qui présentent des comportements qui favorisent la propagation des agents pathogènes d&#39;origine alimentaire, dans le cadre d&#39;une procédure d&#39;échantillonnage de l&#39;environnement, un protocole standardisé, rapide, sensible et fiable pour détecter les pathogènes d&#39;origine alimentaire à partir d&#39;un seul insecte doit être en place. Techniques de placage traditionnelles pour la détection des pathogènes d&#39;origine alimentaire des insectes sont laborieux et dépendent de la croissance compétitive des bactéries cibles dans différents milieux de culture pour surmonter la croissance rapide de la microflore commensale innée de l&#39;insecte. La plupart des études qui ont associés insectes avec bacterial pathogènes ont augmenté la sensibilité de la méthode en regroupant plusieurs insectes plutôt que d&#39;identifier la présence de pathogènes sur une base individuelle. Ainsi, ces études ne ont pas différencier la partie du corps de l&#39;insecte où les agents pathogènes trouvés 13-18. La capacité de déterminer si des agents pathogènes d&#39;origine alimentaire sont situés sur la surface du corps ou dans le tube digestif de l&#39;insecte individuelle est important car cela peut avoir des implications épidémiologiques et peut conduire à différentes stratégies d&#39;atténuation. Comme vecteurs mécaniques, mouches qui se posent sur la nourriture pour un court laps de temps ne peut transférer de faibles niveaux de bactéries de leur surface corporelle, que ces mouches qui régurgitent et déféquer sur la nourriture augmenter la probabilité de transfert de pathogènes à des niveaux potentiellement plus élevés d&#39;infection. Par conséquent, il est important d&#39;estimer la prévalence d&#39;un agent pathogène d&#39;origine alimentaire par un insecte particuliers et à différencier la partie du corps de cet insecte où le p bactérienne<html> athogen est situé. Même si l&#39;utilisation de la culture indépendante des méthodes pour détecter des agents pathogènes d&#39;origine alimentaire sont de plus en plus mis en œuvre, ils ne ont pas été utilisés dans le commerce pour détecter des agents pathogènes d&#39;origine alimentaire à partir d&#39;un seul insecte. Actuellement, il existe des protocoles validés moléculaires qui sont disponibles dans le commerce pour la détection rapide des agents pathogènes d&#39;origine alimentaire dans les aliments qui sont utilisés par l&#39;industrie et les organismes de réglementation. Ces méthodes comprennent les systèmes basés sur l&#39;ADN pour la détection de pathogènes dans une variété d&#39;échantillons d&#39;aliments. Bien que les protocoles moléculaires sont plus rapides que les procédés de placage traditionnels, l&#39;enrichissement de l&#39;échantillon est toujours nécessaire pour obtenir le niveau de 10 2 unités formant des colonies (UFC) de l&#39;agent pathogène bactérien nécessaires à la réaction en chaîne par polymérase (PCR) Méthodes-based 19 de sensibilité. En outre, l&#39;isolement de colonies bactériennes pures à partir d&#39;échantillons PCR-positives sont nécessaires pour confirmer l&#39;agent pathogène en utilisant des méthodes appropriées. contenu &quot;&gt; L&#39;objectif de ce protocole est de normaliser un système basé sur la PCR disponible dans le commerce utilisé pour détecter des agents pathogènes à partir d&#39;échantillons alimentaires et environnementaux pour la détection de bactéries d&#39;origine alimentaire de la surface du corps et le tube digestif d&#39;une seule mouche et d&#39;isoler davantage ceux les agents pathogènes de la sensibilité samples.The du protocole décrit ici a d&#39;abord été calibrés avec des mouches domestiques adultes en laboratoire élevés (Musca domestica) qui ont été expérimentalement nourris avec des dilutions successives de chaque bactérie pathogène. Le protocole standardisé a été ensuite utilisé pour sonder 100 capturés dans la nature mouches pour la présence d&#39;agents pathogènes d&#39;origine alimentaire de leurs surfaces de corps et / ou canaux alimentaires. Ce protocole standardisé permettra laboratoires de santé publique afin de détecter les menaces pour la santé posés par les insectes, permettant la possibilité de les collecter dans le cadre du programme d&#39;échantillonnage environnemental lors de l&#39;exécution d&#39;origine alimentaire des enquêtes épidémiologiques.

<table><tbody><tr><td>Gélose au bismuth sulfite (BS)</td><td>Fisher Scientific</td><td>R452402</td><td>*Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Bouillon d’infusion cerveau-cœur (BHI)</td><td>Becton, Dickson and Company</td><td>299070</td><td>*Préchauffé à 37&deg ;C. Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Gélose Listeria Brilliance (BLA)</td><td>Fisher Scientific</td><td>CM1080B</td><td>*Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Eau peptonnée tamponnée (BPW)</td><td>Becton, Dickson and Company</td><td>212367</td><td>*Préchauffée à 37° ; C ou 42&deg ;C. Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Gélose Brilliance Cronobacter (formulation Druggan-Forsythe-Iversen/DFI)</td><td>Fisher Scientific</td><td>CM1055B</td><td>*Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>chromID Sakazakii Agar</td><td>bioM&eacute ; rieux</td><td>43741</td><td>*Appelez pour plus d’informations : 800.682.2666</td></tr><tr><td>R & F Enterobacter sakazakii (Cronobacter) Milieu de placage chromogène</td><td>R & F Laboratories</td><td>Divers</td><td>*Appelez pour plus d’informations : +1.630.969.530</td></tr><tr><td>R & F Enterobacter sakazakiii Enrichissement Bouillon et supplément</td><td>R & F Laboratoires</td><td>Divers</td><td>*Appelez pour plus d’informations : +1.630.969.530</td></tr><tr><td>Gélose entérique (HE) Hektoen</td><td>Fisher Scientific</td><td>OXCM0419B</td><td>*Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>24 Bouillon d’enrichissement à la listeria (24LEB)</td><td>Oxoid</td><td>CM1107</td><td>*Fraîchement préparé à température ambiante. Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Supplément d’enrichissement sélectif Listeria</td><td>Oxoid</td><td>SR0243</td><td>*Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Novobiocin</td><td>Fisher Scientific</td><td>OXSR0181E</td><td>*Plusieurs fournisseurs. Conserver à 2-8 &deg ; C</td></tr><tr><td>Chlorhydrate de vancomycine</td><td>Sigma Aldrich</td><td>861987</td><td>Conserver à 2-8 &deg ; C</td></tr><tr><td>Cefsulodin sodium sel hydrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C8145</td><td>Stocker à 2-8 &deg ; C</td></tr><tr><td>Rappaport-Vassiliadis (RV) moyen</td><td>Fisher Scientific</td><td>CM0669B</td><td>*Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Bouillon de tétrathionate (TT)</td><td>Becton, Dickson and Company</td><td>249120</td><td>*Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Gélose au soja trypticase (TSA)</td><td>Becton, Dickson and Company</td><td>236930</td><td>*Fournisseurs multiples.</td></tr><tr><td>Gélose au désoxycholate de lysine de xylose (XLD)</td><td>Becton, Dickson and Company</td><td>221284</td><td>*Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>API Système d’identification biochimique</td><td>bioM&eacute ; rieux</td><td>Divers</td><td>*Appelez pour plus d’informations : +1.800.682.2666</td></tr><tr><td>VITEK 2 : Sécurité du produit</td><td>bioM&eacute ; rieux</td><td>Divers</td><td>*Appelez pour plus d’informations : +1.800.682.2667</td></tr><tr><td>BAX System Q7</td><td>DuPont</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BAX E. sakazakii Kit de dosage standard</td><td>DuPont</td><td>D11801836</td><td></td></tr><tr><td>BAX L. monocytogenes 24E Kit de dosage</td><td>DuPont</td><td>D13608125</td><td></td></tr><tr><td>BAX Salmonella 2 Kit de dosage standard</td><td>DuPont</td><td>D14368501</td><td></td></tr><tr><td>Outil de bouchage</td><td>DuPont</td><td></td><td></td>D11677028</tr><tr><td>Outil de débouchage</td><td>DuPont</td><td>D11134095</td><td></td></tr><tr><td>Rack/support de tube PCR</td><td>DuPont</td><td>D12701663</td><td></td></tr><tr><td>Pince plume, pointe large</td><td>BioQuip</td><td>4750</td><td>Stériliser avant utilisation. Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Pince à pointe fine, pointe droite</td><td>BioQuip</td><td>4731</td><td>Stériliser avant utilisation. Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Billes de zircone/silice, 0,5 mm</td><td>Bio Spec Products, Inc.</td><td>11079105z</td><td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Boîtes de Pétri - 60X15mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-772B</td><td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Boucles d’inoculation jetables, 10&micro ; L</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-363-606</td><td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Épandeurs de cellules en forme de L</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-665-230</td><td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Tubes de microcentrifugation, 2 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>Divers</td><td>Stériliser avant utilisation si nécessaire. Un couvercle sécurisé est préférable. Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Tubes en grappe</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-500-13</td><td></td></tr><tr><td>Bouchons en tubes en grappe</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-500-23</td><td></td></tr><tr><td>Hypochlorite de sodium (eau de Javel liquide)</td><td></td><td></td><td>*Diluer à 0,05 % avec de l’eau. Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr>Eau <td></td><td></td><td>déminéralisée stérile</td><td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr>Eau <td></td><td></td><td>distillée stérile</td><td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Alcool éthylique 190 proof</td><td></td><td></td><td>*Diluer à 70 % avec de l’eau si nécessaire. Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Disrupteur de cellule Genie, 120V - pour microtubes de 1,5 ml et 2,0 ml</td><td>Scientific Industries, Inc.</td><td>SI-D238</td><td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Bloc</td><td></td><td></td> chauffant <td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Bloc</td><td></td><td></td> de refroidissement <td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Bain-marie</td><td></td><td></td> à recirculation <td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td></td><td></td><td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Centrifugeuse</td><td></td><td></td><td>Plusieurs fournisseurs.</td></tr><tr><td>Incubateur</td><td></td><td></td><td>: Fournisseurs multiples.</td></tr></tbody></table>

détection de bactéries pathogènes d&#39;origine alimentaire de mouches individuelle filth

Detection of Foodborne Bacterial Pathogens from Individual Filth Flies

Il existe un consensus unanime sur le fait que les insectes sont des vecteurs importants d’agents pathogènes d’origine alimentaire. Cependant, il a été difficile d’établir un lien entre les insectes et les vecteurs de l’agent pathogène à l’origine d’une épidémie particulière de maladie d’origine alimentaire. Cela s’explique par le fait que les insectes ne sont pas prélevés de manière aseptique dans le cadre d’un programme d’échantillonnage environnemental lors d’enquêtes sur des éclosions d’origine alimentaire et qu’il n’existe pas de méthode normalisée pour détecter les bactéries d’origine alimentaire chez les insectes individuels. Pour faire un pas vers la résolution de ce problème, nous avons adapté un protocole à partir d’un système basé sur la PCR disponible dans le commerce qui détecte les agents pathogènes d’origine alimentaire à partir d’échantillons alimentaires et environnementaux, afin de détecter les agents pathogènes d’origine alimentaire à partir de mouches individuelles. À l’aide de ce protocole normalisé, nous avons étudié 100 mouches sauvages pour détecter la présence de Cronobacter spp., de Salmonella enterica et de Listeria monocytogenes et avons démontré qu’il était possible de détecter et d’isoler davantage ces agents pathogènes de la surface du corps et du tube digestif d’une seule mouche. Vingt-deux pour cent des canaux digestifs et 8 % des surfaces corporelles des mouches sauvages collectées étaient positifs pour au moins un des trois agents pathogènes d’origine alimentaire. La prévalence de Cronobacter spp. sur les deux parties du corps des mouches était statistiquement plus élevée (19 %) que celle de S. enterica (7 %) et de L. monocytogenes (4 %). Aucun faux positif n’a été observé lors de la détection de S. enterica et de L. monocytogenes à l’aide de ce système basé sur la PCR, car des cultures bactériennes pures ont été obtenues à partir de tous les résultats positifs à la PCR. Cependant, les colonies pures de Cronobacter n’ont pas été obtenues à partir d’environ 50 % des échantillons positifs à la PCR, ce qui suggère que le système de détection de cet agent pathogène basé sur la PCR réagit de manière croisée avec d’autres entérobactéries présentes parmi le microbiote très complexe porté par les mouches sauvages. Le protocole normalisé présenté ici permettra aux laboratoires de détecter les agents pathogènes bactériens d’origine alimentaire à partir d’insectes collectés de manière aseptique, ce qui donnera aux responsables de la santé publique une autre source de données pour découvrir comment les aliments ont été contaminés lors de l’enquête sur les éclosions d’origine alimentaire.

Ce protocole a été étalonné sur un ensemble de mouches domestiques élevés en laboratoire qui ont été expérimentalement alimenté pendant 24 heures avec de la nourriture liquide à la mouche (2% de lait en poudre) contenant des dilutions en série (10 février-10 août CFU / ml) de C. sakazakii, S. enterica, L. monocytogenes, ou C. jejuni (n = 21 pour chaque bactérie pathogène). Milieux d&#39;enrichissement ainsi que les temps d&#39;incubation et les températures ont été ajustés pour chaque agent pathogène d&#39;origine alimentaire jusqu&#39;à ce que le système basé sur la PCR a permis de détecter les plus faibles niveaux de bactéries (10 2 UFC / ml) de la surface du corps et le tube digestif d&#39;un seul expérimentalement nourris voler. En utilisant les médias et les conditions d&#39;enrichissement décrits dans la section de protocole, le système basé sur la PCR détecté C. sakazakii, S. enterica, et L. monocytogenes dans la surface du corps de 100% des mouches alimentées avec inocula bactériens&gt; 10 3 CFU / ml (figure 1A). Quand les mouches ont été nourris avec 102 UFC / ml, le pourcentage de détection de C. sakazakii, S. enterica, et L. monocytogenes de leur surface corporelle était de 100%, 66% et 33%, respectivement (figure 1A). Le système à base de PCR a également détecté ces trois agents pathogènes d&#39;origine alimentaire dans le canal alimentaire des mouches alimentées avec toutes les concentrations bactériennes à des pourcentages ≥33% (figure 1B). Cependant, la détection de C. jejuni n&#39;a été possible que lorsque les mouches de laboratoire ont été élevés en expérimentalement nourris avec de la nourriture liquide contenant l&#39;inoculum bactérien le plus élevé (10 8 CFU / ml). De ce fait, C. jejuni a été exclu du groupe des pathogènes d&#39;origine alimentaire qui pourrait être testé de souillures synanthropic individuelle mouches en utilisant ce système de détection basée sur la PCR. Avec ce protocole standardisé, nous avons pu déterminer la prévalence de Cronobacter spp., S. enterica, et L. monocytogenes dans la surface du corps et / ou ee canal alimentaire de 100 mouches sauvages qui étaient individuellement et de façon aseptique pêché dans la zone de benne de dix restaurants urbains situés dans la région métropolitaine de Washington, DC 5 vol d&#39;immondices accumulés étaient représentatives d&#39;au moins six espèces, y compris M. domestica (47%), Lucilia cuprina (33%), L. sericata (14%), Cochliomyia macellaria (2%), (2%) de Sarcophaga et Ophyra leucostoma (1%). Une mouche a été identifié seulement au niveau de la famille (Anthomyiidae; 1%). Le protocole surface désinfection est efficace pour éviter la contamination croisée entre les parties du corps de la mouche car aucune croissance bactérienne n&#39;a été observée sur des plaques de TSA à l&#39;eau du dernier rinçage de désinfection chaque individu mouche. Par conséquent, une distinction peut être faite entre les bactéries alimentaires présents sur les parties du corps de chaque volée. Pas de faux positifs ont été détectés dans des échantillons de la surface du corps et le tube digestif devol individuels pour l&#39;utilisation de ce système commercial basé sur la PCR pour la détection de S. enterica et L. monocytogenes, et la confirmation des agents pathogènes viables sur des plaques d&#39;agar était en accord avec les résultats positifs à la PCR. Cependant, il ne était pas possible d&#39;isoler des cultures pures de Cronobacter spp. à partir de tous les échantillons positifs par PCR. PCR basée conséquent, la détection de cet agent pathogène par le système a montré faux positifs de la surface du corps (50%; 9/18) et le tube digestif (48%; 16/33) des mouches sauvages capturés simples. Échantillons de PCR négatif choisis au hasard qui ont été étalées sur des supports spécifiques, ont confirmé l&#39;absence des agents pathogènes d&#39;origine alimentaire. Par conséquent, aucun faux négatifs ont été détectés à partir de l&#39;un des échantillons pour l&#39;utilisation de ce système à base de PCR pour détecter commercial Cronobacter spp., S. enterica, ou L. monocytogenes. Seuls les échantillons positifs à la PCR où le pathogène a été isolé et confirmé ont été considérés comme positifset inclus dans l&#39;analyse statistique. La présence globale des agents pathogènes d&#39;origine alimentaire dans le tube digestif des sauvages capturés vol d&#39;immondices était significativement plus élevée que sur la surface du corps (χ 2 = 6,8772, df = 1, p = 0,0087). 22% des canaux alimentaires et 8% de la surface du corps de mouches sauvages recueillis étaient positifs pour au moins l&#39;un des trois agents pathogènes d&#39;origine alimentaire (Figure 2). Dans l&#39;ensemble, la prévalence de Cronobacter spp. soit sur ​​les surfaces du corps ou des canaux alimentaires de mouches recueillies était statistiquement plus élevée (19%; test exact de Fisher p = 0,0165) que la prévalence de S. enterica (7%) et de L. monocytogenes (4%). Cependant, aucune différence statistique n&#39;a été observée pour les comparaisons par paires entre les parties du corps de vol pour chaque agent pathogène bactérien (Figure 3; test exact de Fisher p = 0,1464, p = 0,1184 et p = 0,6212 pour Cronobacterspp., S. enterica, et L. monocytogenes, respectivement). Aucun des mouches étaient positifs pour les trois agents pathogènes évalués. Cependant, trois des mouches (L. cuprina deux et une L. sericata) porté Salmonella spp. et L. monocytogenes sur la surface ou dans le tube digestif. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52372/52372fig1.jpg" /> les niveaux de détection Figure 1. de Cronobacter sakazakii, Salmonella enterica, Listeria monocytogenes, et Campylobacter jejuni de (A) la surface du corps et (B) le tube digestif des maisons individuelles mouches élevés en laboratoire nourris avec de la nourriture liquide contenant inoculum bactérienne différente (n = 21 pour chaque agent pathogène bactérien, n = 3 pour chaque concentration bactérienne). <img alt="Figure 2"src = &quot;/ files / ftp_upload / 52372 / 52372fig2.jpg&quot; /&gt; Figure 2. Pourcentage des surfaces du corps et les canaux alimentaires de mouches individuels trouvés positifs pour l&#39;un des agents pathogènes d&#39;origine alimentaire cible. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/52372/52372fig3.jpg" /> Figure 3. Prévalence de Cronobacter spp., Salmonella enterica, et Listeria monocytogenes de la surface du corps et le tube digestif de mouches sauvages capturés synanthropes. Les valeurs de p rapportées sont des comparaisons par paires entre la surface du corps et le tube digestif pour chaque bactérie pathogène (test exact de Fisher, valeur de p &lt;0,05 indique la signification statistique). Copyright © American Society for Microbiology, Journal of Applied and Environmental Microbiology 78 (22): 7891-902, 2012. doi: 10.1128 / AEM.02195-12.

Un protocole basé sur la PCR a été adapté pour détecter Cronobacter spp., Salmonella enterica et Listeria monocytogenes à partir des surfaces corporelles et des canaux digestifs de mouches sauvages individuelles. L’objectif de ce protocole est de détecter et d’isoler les bactéries pathogènes à partir d’insectes individuels prélevés dans le cadre d’un programme d’échantillonnage environnemental au cours d’enquêtes sur des éclosions d’origine alimentaire.

Détection de bactéries pathogènes d&#39;origine alimentaire de mouches individuelle Filth

There is unanimous consensus that insects are important vectors of foodborne pathogens. However, linking insects as vectors of the pathogen causing a ...

L'objectif général de cette procédure est de dépister la présence de pathogènes alimentaires bactériens sur la surface corporelle et dans le canal digestif de mouches individuelles, à l'aide d'un système de détection basé sur la PCR disponible commercialement. Cela est réalisé en collectant d'abord des mouches sauvages dans les zones de déchets des restaurants. Chaque mouche est immergée dans un bouillon nutritif afin de recueillir la microflore présente sur la surface corporelle.Ensuite, le canal élémentaire est extrait, placé dans un autre tube contenant un bouillon nutritif et rompu afin de libérer les bactéries présentes dans le tissu. L'étape suivante consiste à transférer les échantillons dans un bouillon spécifique au pathogène et un bouillon d'enrichissement pour favoriser la croissance bactérienne, ce qui augmentera la concentration des bactéries au-dessus des limites de détection du test. Puis, les échantillons enrichis sont lysés et ajoutés à des tubes PCR contenant des comprimés prêts à l'emploi pour la détection des pathogènes ciblés par PCR.La dernière étape consiste à isoler des colonies bactériennes pures à partir des échantillons ayant donné un résultat positif par PCR, en ensemencant le bouillon d'enrichissement sur des milieux sélectifs et différentiels. En fin de compte, la combinaison de la détection par PCR et de l'isolement de colonies pures est utilisée pour évaluer la prévalence de *Kob backer*, *Salmonella* et *Listeria monocytogenes* dans les canaux élémentaires et sur les surfaces corporelles de mouches individuelles capturées à l'état sauvage. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que le semis traditionnel, est qu'elle est rapide, fiable et suffisamment sensible pour dépister la présence de pathogènes bactériens sur la surface corporelle et dans le canal élémentaire d'une seule mouche.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans l'enquête sur les épidémies d'origine alimentaire, telles que les mécanismes de transmission par les insectes et les sources des agents pathogènes. Les implications de cette technique vont au-delà du diagnostic des agents pathogènes d'origine alimentaire à partir d'échantillons alimentaires et environnementaux, et incluent désormais la capacité de détecter ces bactéries pathogènes à partir d'insectes individuels comme les mouches. Pour commencer, placez les mouches prélevées de manière aseptique dans un congélateur à moins 20 degrés Celsius pendant cinq à sept minutes afin de les immobiliser.Ensuite, placez un spécimen dans un tube stérile de deux millilitres contenant un millilitre d'eau peptonée tamponnée préalablement réchauffée, appelée BPW. À l'aide de pinces stériles, mélangez délicatement le contenu du tube par inversion pendant deux minutes afin de garantir que tout le corps du spécimen entre en contact avec le milieu. Cette étape permet de transférer la microflore présente à la surface du spécimen vers le BPW.Ensuite, transférez la drosophile dans un nouveau tube de deux millilitres à l'aide de pinces stériles. Désinfectez la drosophile en l'immergeant dans de l'éthanol à 70 % et mélangez doucement pendant une minute, puis éliminez l'éthanol. Rincez la drosophile avec de l'eau distillée stérile ; après ce rinçage, ajoutez une solution deau de Javel fraîchement préparée à 0,05 % dans le tube.Mélanger doucement pendant une minute, puis éliminer l'eau de Javel. Rincer la drosophile trois fois avec de l'eau distillée stérile afin de confirmer la stérilisation. Transférer l'eau du dernier rinçage dans un tube stérile de deux millilitres et tester la présence de bactéries contaminantes comme décrit dans le protocole écrit.Ensuite, placez la drosophile sur une serviette en papier autoclavable afin d'éliminer tout excès d'eau. Une fois sèche, transférez la drosophile dans une boîte de Petri jetable stérile de 60 millimètres et placez la boîte sous un microscope stéréoscopique. Retirez soigneusement l'anus et tout le canal digestif de la drosophile à l'aide d'une pince fine stérile.Ensuite, de manière aseptique, transférez le canal élémentaire dans un autre tube de deux millilitres contenant un millilitre de BPW préchauffé et des billes de zircone-silice de 0,5 millimètre. Utilisez un disrupteur cellulaire pour agiter le tube contenant le canal élémentaire pendant cinq à dix minutes afin de libérer les bactéries présentes dans le tissu.Placer le reste de la mouche dans un tube propre de deux millilitres contenant de l'éthanol à 95 % pour un stockage à long terme à moins 20 degrés Celsius. Pour l'enrichissement bactérien primaire, répartir le BPW contenant la microflore provenant de la surface ou du canal digestif dans trois tubes de deux millilitres avec le milieu préalablement réchauffé approprié, puis incuber les tubes à la température et pendant le temps indiqués, nécessaires à chaque pathogène, pour l'enrichissement secondaire de *Salmonella* et de *Kob backer*. Transférer 100 microlitres de la culture enrichie dans des tubes stériles en grappe contenant 400 microlitres de bouillon stérile de perfusion cerveau-cœur préalablement réchauffé.Incuber les tubes dans un bloc chauffant à 37 degrés Celsius pendant trois heures. Pour préparer la lyse cellulaire, ajouter 150 microlitres de protéase fournie avec le kit à un flacon de 12 millilitres de tampon de lyse et mélanger. Transférer 200 microlitres du réactif de lyse dans chacun des tubes de cluster étiquetés. Ensuite, transférer 20 microlitres des échantillons enrichis secondaires dans les tubes de cluster correspondants en utilisant des embouts de pipette longs pour les témoins négatifs.Ajoutez 20 microlitres de milieu stérile pour les témoins positifs. Ajoutez 20 microlitres de cultures bactériennes de souches de salmonella ou de kob backer connues, incubées toute la nuit. Une fois tous les échantillons ajoutés, fixez les bouchons sur les tubes en grappe à l’aide de l’outil de bouchage.Ensuite, lysez les cellules en plaçant le support de tubes en grappe dans le bloc chauffant automatisé et en exécutant le programme spécifique pour le pathogène ciblé afin de commencer la détection par PCR. Commencez par refroidir un porte-tubes PCR sur un bloc réfrigérant. Puis, placez les tubes PCR correspondants contenant les comprimés prêts pour la PCR, destinés au pathogène alimentaire ciblé, dans le support.Retirez soigneusement les bouchons des tubes PCR à l’aide de l’outil de décapuchonnage et jetez-les. Vérifiez que chaque tube contient un comprimé. Transférez ensuite 50 microlitres de lyzat dans les tubes PCR appropriés.Fixez de nouveaux bouchons optiques sur les tubes de PCR à l'aide de l'outil de bouchage. Après avoir assemblé les réactions, chargez les tubes de PCR dans le système de détection du thermocycleur. Exécutez ensuite le programme et visualisez les résultats conformément au protocole du fabricant.Pour isoler des colonies bactériennes pures, sélectionnez les tubes de préenrichissement des échantillons qui se sont révélés positifs par PCR. Pour la salmonelle, ajoutez 100 microlitres de la culture de préenrichissement à 10 millilitres de milieu Rappaport Vasilis et à un millilitre de bouillon tétra-anate. Incubez les tubes à 42,5 degrés Celsius pendant 22 à 24 heures, puis après incubation, étalez à l’aide d’une boucle de trois millimètres une prise complète de chacun des milieux sur des géloses au sulfite de bismuth, XLD, gélose Hektoen et gélose enterique.Ensuite, placer les boîtes dans une étuve à 35 degrés Celsius. Après 22 à 24 heures de croissance, examiner les boîtes pour détecter les colonies typiques de salmonelle sur chaque milieu, repiquer une colonie positive sur un milieu sélectif et isoler des colonies individuelles. Après l'incubation.Utilisez une colonie pure pour confirmer l'identité de la salmonelle présumée à l'aide d'un test biochimique commercial, tel que le test API 20 E pour la stries KOB backer. Déposez à l’aide d’un anneau une boucle pleine du tube d’enrichissement primaire sur deux boîtes de milieu de culture chromogénique, tel que le milieu chromogénique pour plastrage RNF enterobacter Sakaki eye. Incubez les boîtes à 35 degrés Celsius pendant 22 à 24 heures, puis examinez-les pour détecter des colonies bleues, noires ou gris-bleu destinées à la stries de Listeria monocytogenes.Prélèver une boucle complète du tube d’enrichissement et l’étaler sur deux plaques de milieu Brilliant Listeria Agar. Incuber les plaques à 35 degrés Celsius pendant 22 à 26 heures, puis les examiner pour détecter la présence de colonies bleu-vert. Ce protocole normalisé a été testé sur 100 mouches sauvages capturées dans la zone de conteneurs de 10 restaurants urbains.Illustré ici est le pourcentage de mouches qui se sont révélées positives pour les agents pathogènes ciblés. 22 % des canaux élémentaires et 8 % des surfaces corporelles étaient positifs, pour au moins l'un des trois agents pathogènes transmissibles par les aliments évalués.La présence globale de bactéries d'origine alimentaire dans le canal digestif des mouches était significativement plus élevée que sur la surface du corps. La prévalence des espèces de Kob Bacillus sur les surfaces corporelles et dans les canaux digestifs des mouches était statistiquement plus élevée que celle de Salmonella, de Tarica et de Listeria monocytogenes. Toutefois, aucune différence statistiquement significative n'a été observée lors des comparaisons par paires entre les surfaces corporelles et les canaux digestifs des mouches pour chaque agent pathogène bactérien après son développement.Cette technique a ouvert la voie à d'autres professionnels du domaine de l'investigation des éclosions de maladies d'origine alimentaire, leur permettant de dépister individuellement les mouches à la recherche de pathogènes bactériens et de recueillir davantage d'informations sur les mécanismes par lesquels les micro-organismes d'origine alimentaire se propagent. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de garder à l'esprit que la confirmation des résultats positifs par PCR fait partie de la procédure opératoire normalisée de nombreux laboratoires, et à des fins réglementaires, il est recommandé d'isoler la souche pour confirmation après cette procédure. D'autres méthodes, telles que yp, l'empreinte génétique de l'ADN ou le séquençage complet du génome, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires, comme la souche du pathogène bactérien d'origine alimentaire porté par la mouche.

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