Modèle de rat de Photochimiquement induite postérieur neuropathie optique ischémique

L’objectif de cette vidéo est de démontrer un modèle photochimique induit de neuropathie optique ischémique postérieure et d’évaluer ses effets avec le rein rétrograde des cellules ganglionnaires rétiniennes chez les patients de plus de 50 ans. La neuropathie optique ischémique est le type le plus répandu de neuropathie optique aiguë. La maladie peut se présenter sous l’un des deux sous-types selon la source d’approvisionnement sanguin spécifique affectée et la présentation clinique, la neuropathie optique ischémique antérieure ou la neuropathie optique ischémique postérieure.

Alors que la pathogenèse de la neuropathie optique ischémique antérieure a été largement étudiée, la neuropathie optique ischémique postérieure est restée mal comprise en raison de sa faible prévalence, de sa présentation variable et de critères diagnostiques mal définis. De plus, aucun traitement n’a été prouvé pour prévenir ou inverser efficacement la perte de vision due à la neuropathie optique ischémique antérieure ou postérieure. Par conséquent, un modèle animal reproductible et fiable de la neuropathie optique ischémique postérieure est d’une grande valeur pour étudier le processus de la maladie in vivo et tester de nouveaux régimes thérapeutiques pour la neuroprotection et la régénération axonale

Les lésions ischémiques se propagent aux zones voisines et sont exacerbées par la compression microvasculaire due à un œdème vasogénique concomitant. Nous avons induit sélectivement cette forme d’ischémie par l’intermédiaire du directeur du nerf optique Bbar pour refléter les dommages causés par la neuropathie optique ischémique postérieure. Ici, y Wang et Dale Brown fournissent une démonstration étape par étape de la procédure.

À notre connaissance, le modèle de lésion ischémique dans le nerf optique postérieur a été développé jusqu’à présent car ce modèle produit une ischémie tout en évitant les traumatismes physiques. Ainsi, les processus physiologiques de la neuropathie optique ischémique postérieure peuvent être mieux imités. Dans cette vidéo, nous allons démontrer l’ensemble de la procédure de notre modèle de représentation de la neuropathie optique ischémique postérieure après l’exposition chirurgicale du nerf optique postérieur eryri.

Un colorant photosensibilisant est injecté par voie intraveineuse et un faisceau laser est focalisé sur la surface du nerf optique. L’interaction photochimique entre l’éryri B et le laser pendant le rayonnement I endommage l’endothélium vasculaire, provoquant une occlusion microvasculaire médiée par la thrombose plaquettaire et la compression aous. La lésion ischémique qui en résulte entraîne un dépérissement progressif mais prononcé des cellules ganglionnaires rétiniennes en raison d’une perte d’entrée axonale, un résultat cliniquement pertinent induit par une lésion à distance.

Laser YA fonctionnant à 532 nanomètres et puissance maximale de 300 milliwatts. Vient ensuite un hacheur de faisceau fonctionnant à 250 hertz, qui est utilisé pour réduire la puissance moyenne à 7,5 % de sa puissance de crête. Nous avons un obturateur à faisceau fermé normalement ENC avec un petit trou de 100 microns de diamètre percé pour produire un faisceau de visée faible lorsqu’il est fermé.

Vient ensuite une lentille plano convexe de 25 centimètres de focale, et enfin, un prisme d’angle rouge pour diriger le faisceau vers le bas sur le nerf optique. Après avoir pris naissance à sa source, le faisceau laser traverse l’hélicoptère, réduisant la puissance moyenne à 7,5 % de son pic. Le faisceau haché est ensuite intercepté par l’obturateur, qui, lorsqu’il est fermé, produit un faisceau de visée très faible en filtrant spatialement le faisceau à travers le trou de 100 microns de diamètre.

Ce faisceau faible est ensuite focalisé par la lentille et redirigé vers le bas à angle droit. Le rayonnement commence par la commutation d’un filtre de sécurité dans le chemin optique d’un microscope opératoire, suivie de l’ouverture de l’obturateur du faisceau après un délai d’une seconde. À ce stade, le faisceau haché à pleine puissance est focalisé et dirigé vers le bas sur le nerf optique exposé.

Lors d’une interaction entre le faisceau et l’abeille ethin dissoute dans la circulation sanguine, cette lumière laser verte de 5 à 32 nanomètres est efficacement absorbée par l’éry en circulation et le colorant B et la fluorescence sont de l’oxygène moléculaire jaune entrant en collision avec une molécule de colorant à l’état triplet, acceptent son énergie d’excitation devenant de l’oxygène à l’état singulet, qui est très réactif. L’oxygène de la TDM oxyde ensuite directement l’endothélium vasculaire et provoque des dommages ponctués à la barrière, ce qui attire spécifiquement les plaquettes et facilite également la fuite de plasma dans le parenchyme. Ce processus d’endommagement conduit ainsi à l’occlusion vasculaire par thrombose ainsi qu’à l’œdème vasogène dû à la compression microvasculaire, l’échelle provoquant l’expansion de la lésion au-delà de la profondeur de pénétration de la lumière laser.

Si la technique est faite correctement, la thrombine plaquettaire ne contiendra pas de fibres. Distinguant ainsi cette méthode dans le processus de coagulation du pied dépendant de la chaleur, beaucoup moins efficace. Le fonctionnement d’une puissance de crête élevée augmente la profondeur de pénétration effective dans le nerf optique opalescent tout en réduisant la puissance moyenne à 7,5 % via le faisceau.

Le hachage permet de s’assurer qu’un processus chimique du pied et non un processus thermique induit des lésions tissulaires à nos rats anesthésiés avec une injection intrapéritonéale de la kétamine Diaz en cocktail. Une fois anesthésié, placez doucement une langue vers l’avant pour prévenir l’asphyxie, rasez les sites chirurgicaux et appliquez une réplique, augmentez sur les deux yeux pour éviter l’étirement de la cornée pendant la chirurgie. Évaluez les étapes de l’anesthésie pour vous assurer que l’animal ne ressentira aucune douleur pendant la chirurgie.

Commencez par le cathétérisme de la veine fémorale. Avant les interventions chirurgicales, fixez une longueur de tube stérilisée et rincée à l’eau saline à une seringue d’un ML contenant une solution prémesurée à 2 % d’éryri B. À une dose de 20 milligrammes par kilogramme de poids corporel, montez la seringue dans une pompe à perfusion réglée à un débit de 600 microlitres par minute.

Nettoyez le site chirurgical en essuyant la zone avec 10 % de povidone iodée, puis 70 % d’éthanol. Faites une incision à la base de la cuisse droite à l’aide d’une lame numéro 15. Coupez et étalez à travers la membrane avec des ciseaux et séparez le muscle avec des pinces jusqu’à ce que la branche de la veine fémorale devienne visible.

Continuez à disséquer vers le bas avec des ciseaux et des pinces si nécessaire pour séparer le vaisseau des tissus environnants si nécessaire. Nettoyez la zone chirurgicale avec du BSS stérile à froid pour faciliter la visualisation de la veine. Séparez soigneusement la gaine entourant la veine, l’artère et le nerf du tissu sous-jacent.

Ensuite, isolez la veine avec une dissection émoussée le long de ses côtés. Passez deux listes d’aiguilles de sutures en nylon sous la veine en soulevant soigneusement le vaisseau, en plaçant des pinces à pointe fine en dessous et en les saisissant et en les tirant vers l’autre. Lissez fermement la veine distale et faites un nœud lâche autour de la veine proximale.

Faites une incision partielle de la veine près de la ligature distale et élargissez-la si nécessaire À l’aide d’une pince tenant la paroi veineuse au niveau de la coupe, insérez soigneusement le tube de rinçage salin dans le vaisseau. Serrez ensuite le nœud proximal lâche autour du tube. Ancrez le tube en place en l’attachant à la suture distale.

Après avoir vérifié la qualité du cathétérisme et vous être assuré qu’il est exempt d’obstructions ou de fuites, fermez temporairement l’incision avec des sutures pour protéger le cathétérisme et les tissus. Préparez le site chirurgical avec une solution détergente à l’iode à 10 % et de l’éthanol à 70 %. Faites une incision le long de la peau derrière l’œil avec une lame numéro 15, puis coupez le tissu conjonctif à l’aide de ciseaux à entorse Venice.

Continuez à disséquer à travers le tissu conjonctif le long de la rame supérieure de l’os optique. Prenez soin de ne pas perturber les vaisseaux sanguins locaux. Disséquer à travers le tissu optique jusqu’à ce que le muscle droit supérieur soit visualisé.

Le nerf optique se trouve en dessous. Il rétracte le lambeau de peau et le tissu conjonctif latéralement et vers le bas. L’œil tournera vers l’avant et vers l’extérieur.

Insérez soigneusement une paire de pinces pointues et développez-les parallèlement au nerf afin de l’exposer. Le réseau de micro-vaisseaux qui l’alimente sera ciblé lors de l’irradiation laser. Assurez-vous de porter des lunettes de sécurité de couleur orange en tout temps lors de l’utilisation de l’appareil d’irradiation laser pour vous protéger de la lumière laser.

Allumez le laser et ajustez les puissances de crête et moyenne plusieurs minutes. Avant toutes les procédures d’irradiation. Placez doucement l’animal sur l’appareil et positionnez-le de manière à ce que le faisceau de visée brille près du site d’exposition du nerf optique.

Ensuite, réexposez soigneusement la longueur du nerf optique à l’aide d’une pince à pointe fine. Faites de petits ajustements de positionnement de sorte que le faisceau de visée frappe le nerf optique entre trois et quatre millimètres derrière la tête du nerf optique. Injectez la solution de colophane B à 2 % en activant la pompe à perfusion et laissez-la circuler pendant quelques secondes pendant ce temps à une petite goutte de BSS pour humidifier la surface du nerf optique.

Après avoir vérifié la position du faisceau de visée, déclenchez le filtre de sécurité contrôlé par pédale suivi d’une irradiation laser et irradiez pendant 90 secondes. La fluorescence jaune apparaissant orange à travers le filtre doit être observée à partir de la surface supérieure du nerf, et la fluorescence doit être uniforme sur tout le nerf optique. Avec de légers ajustements de position du rat, le filtre de sécurité s’ouvre automatiquement après l’irradiation.

Dans certains cas, une micro-hémorragie peut être observée, soulager la traction sur les muscles extraoculaires, ramener l’œil à une position neutre et fermer l’incision avec des sutures interrompues. Coupez les sutures qui maintiennent le cathétérisme de la veine fémorale et retirez délicatement la tubulure. Attachez fermement la veine fémorale proximale pour éviter les fuites et fermez l’incision avec des sutures interrompues.

Appliquez une pommade antibiotique sur les deux incisions et vérifiez l’intégrité vasculaire du fond d’œil de la veine centrale de la rétine et de l’artère. Remettez l’animal dans une cage propre et chauffée pour qu’il se rétablisse, administrez des analgésiques post-chirurgicaux et prenez soin de l’animal. Suivre les directives institutionnelles en matière de soins aux animaux.

Examinez fréquemment l’animal postopératoire pour vous assurer que le site d’incision est propre et exempt d’infection, évaluez la douleur et fournissez des analgésiques adéquats et surveillez l’alimentation appropriée et d’autres comportements. L’imagerie confocale des mois plats de la rétine peut être utilisée pour quantifier la survie des cellules de jeu rétiniennes après l’induction de la neuropathie optique ischémique postérieure à l’aide de la rétrolipine de l’évasée par rapport aux animaux témoins. Significativement moins de cellules de chèvre à fleurs sont présentes chez les animaux deux semaines après l’induction de PI 1.

Aucune différence significative n’a été observée entre le nombre de cellules ganglionnaires de la rétine dans le contrôle des animaux fictifs. Cela indique que la perte de cellules du gang rétinien est provoquée par la combinaison d’un B et d’une irradiation laser plutôt que par l’énergie thermique du laser seul. La partie la plus critique de la procédure est l’exposition et l’irradiation du nerf optique.

Une dissection soigneuse est nécessaire afin d’éviter d’endommager le nerf par la pince à pointe fine de requin ou par l’étirement de l’artère ophtalmique. Entrez dans le nerf optique à environ un millimètre de la tête du nerf optique. Si un rayonnement à trois ou quatre millimètres de la tête du nerf optique est important pour limiter l’ischémie au supplément capillaire alimentant le nerf plutôt que les artères et l’une de ses branches alimentant la rétine interne, un examen endoscopique est nécessaire pour assurer l’intégrité vasculaire de l’artère et de la veine centrales de la rétine après la procédure Avec des paramètres prédéfinis pour le rayonnement laser.

Ce modèle présente une évolution temporelle reproductible de la mort cellulaire, car l’intensité maximale et la durée d’irradiation sont deux déterminants des lésions ischémiques. La modification de la gravité de ces paramètres peut être effectuée pour ajuster la gravité des lésions des cellules ganglionnaires de la rétine pour différents objectifs de l’étude. Ce modèle fournit une nouvelle plate-forme pour la recherche sur la pathogenèse et les changements moléculaires de la neuropathie optique ischémique postérieure et peut être utilisé pour dépister les médicaments de traitement de cette maladie et d’autres maladies ischémiques du système nerveux central.