Name: Un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé Technique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 47 s
Description: Découvrez un modèle de rat pour la fibrillation ventriculaire et la réanimation cardiopulmonaire à thorax fermé. Cette méthode permet d'étudier la physiopathologie de l'arrêt cardiaque et d'évaluer de nouvelles stratégies de réanimation.

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Les auteurs tiennent à remercier le Dr Wanchun Tang MD, MCCM, FCCP, FAHA et Jena Cahoon de l’Institut Weil de médecine de soins intensifs à Rancho Mirage, en Californie, pour leurs contributions à l’ébauche du protocole de réanimation et pour avoir aidé à former le chirurgien des rongeurs (LL). La préparation de cet article a été en partie financée par un don à la mémoire du SKC retraité de la marine américaine Robert W. Ply, par Mme Monica Ply, pour la recherche sur les maladies cardiaques et la maladie de Parkinson, et par un fonds discrétionnaire du Département de médecine de l’Université de médecine et des sciences Rosalind Franklin.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Étapes critiques dans le protocole Il ya des étapes critiques dans le protocole. Lorsque maîtrisé, la préparation et le protocole procéder comme succinctement décrits ci-dessous. La préparation chirurgicale est rapide, avançant cathéters rapidement à travers de petites incisions déclenchement spasmes peu ou pas de navire et le positionnement des pointes de cathéter comme prévu, suivi de succès intubation trachéale après une seule ou quelques-uns tentative (s); Ainsi, en remplissant ...

Près de 360 000 personnes aux États-Unis 1 et beaucoup d&#39;autres dans le monde 2 souffrent d&#39;un épisode d&#39;un arrêt cardiaque chaque année. Les tentatives pour restaurer la vie exigent seulement que l&#39;activité cardiaque être rétabli, mais que les dommages aux organes vitaux ne peut être empêché, minimisés ou inversés. Techniques de réanimation cardio-pulmonaire actuelles donnent un taux de réanimation initiale d&#39;environ 30%; Toutefois, la survie à la sortie de l&#39;hôpital est seulement 5% 1. Dysfonction myocardique, troubles neurologiques, l&#39;inflammation systémique, maladies intercurrentes, ou une combinaison de ceux-ci en se rendant compte post-réanimation pour la grande proportion de patients qui meurent en dépit de rendement initial de circulation. Ainsi, une plus grande compréhension de l&#39;approche de la physiopathologie et nouvelle réanimation sous-jacents sont nécessaires de toute urgence pour augmenter le taux de réanimation initiale et la survie ultérieure avec la fonction des organes intacte. Mode animalels d&#39;un arrêt cardiaque jouent un rôle essentiel dans le développement de nouvelles thérapies de réanimation en donnant un aperçu sur la physiopathologie de l&#39;arrestation et de réanimation cardiaque et offrant des moyens pratiques de conceptualiser et de tester de nouvelles interventions avant qu&#39;ils peuvent être testés chez l&#39;homme 3. Le modèle de rat de la poitrine fermée réanimation cardiorespiratoire (RCR) décrit ici a joué un rôle important. Le modèle a été développé en 1988 par Irene von Planta - chercheur à l&#39;époque - et ses collaborateurs 4 dans le laboratoire du regretté professeur Harry Max Weil MD, Ph.D. à l&#39;Université de sciences de la santé (renommé Rosalind Franklin Université de médecine et des sciences en 2004) et a été largement utilisé dans le domaine de la réanimation principalement par les boursiers du professeur Weil et leurs stagiaires. Le modèle simule un épisode d&#39;un arrêt cardiaque avec réanimation tenté par des techniques de RCR conventionnelle et comprend donc INDUCTion de la fibrillation ventriculaire (VF) en délivrant un courant électrique à l&#39;endocarde du ventricule droit et la fourniture de poitrine RCR fermée par un dispositif à piston à commande pneumatique tout en fournissant de manière concomitante ventilation à pression positive avec du gaz enrichi en oxygène. Résiliation du VF est accompli par la livraison transthoracique d&#39;électrocution. Le modèle de rat établit un équilibre entre les modèles développés dans les grands animaux (par exemple, les porcs) et les modèles développés dans des animaux plus petits (par exemple des souris) permettant l&#39;exploration de nouveaux concepts de recherche d&#39;une manière bien standardisé, reproductible et efficace avec accès à une robuste inventaire des mesures pertinentes. Le modèle est particulièrement utile dans les premiers stades de la recherche pour explorer de nouveaux concepts et d&#39;examiner les effets de facteurs de confusion avant de procéder à des études sur des modèles animaux plus grands qui sont plus coûteux, mais d&#39;une plus grande incidence de translation. Une recherche Medline pour tous les articles évalués par des pairs de rapports,modèle de rat es mesures analogues ayant VF en tant que mécanisme d&#39;arrêt cardiaque et une certaine forme de la poitrine réanimation fermé révélé un total de 69 études originales supplémentaires à l&#39;aide du modèle, car il a été d&#39;abord publié en 1988 4. Les domaines de recherche comprennent les aspects physiopathologiques de réanimation 5-17, facteurs influant sur ​​les résultats de 18 à 30, le rôle des interventions pharmacologiques examinant vasopresseurs 31-43, agents tampons 44, 45 agents inotropes, les agents visant à myocardique ou protection cérébrale 46-70, et aussi les effets de cellules souches mésenchymateuses 71-73. Le modèle et le protocole décrit dans cet article est actuellement utilisé à l&#39;Institut de réanimation. Pourtant, il existe de multiples occasions de &quot;personnaliser&quot; le modèle basé sur les capacités disponibles pour les chercheurs individuels et les objectifs des études.

<table><tbody><tr><td>Pentobarbital sodique</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3761</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US</td></tr><tr><td>Thermistance rectale</td><td>BIOPAC Systems, INC</td><td>TSD202A</td><td>http://www.biopac.com/fast-response-thermistor</td></tr><tr><td>Électrode à aiguille biopolaire concentrique 25 mm TP</td><td>BIOPAC Systems, INC</td><td>EL451</td><td>http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm</td></tr><tr><td>Tube en polyéthylène PE25</td><td>Solomon Scientific</td><td>BPE-T25</td><td>http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing</td></tr><tr><td>26GA femelle adaptateur de spatule Luer</td> Technologies <td>d’accès</td><td>LSA-26</td><td>http://www.norfolkaccess.com/needles.html</td></tr><tr><td>Robinets avec raccords Luer ; 3 voies ; mâle, non stérile</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-30600-02</td><td>http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _ 10_pack_Non_sterile/EW-30600-23</td></tr><tr><td>Transducteur de pression jetable TruWave</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>PX600I&nbsp ;</td><td>http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1</td></tr><tr><td>Thermocouple de type T</td><td>Physitemp Instruments</td><td>IT-18 http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html</td><td></td></tr><tr><td>Cathéter pédiatrique veineux central.</td><td>Cuisinier médical&nbsp ;</td><td>C-PUM-301J</td><td>https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds</td></tr><tr><td>Cathéter intraveineux sous-clavier Abbocath-T (14 g x 5 1/2")</td><td>Hospira</td><td>453527</td><td>http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427</td></tr><tr><td>Novametrix Medical Systems, Moniteur de CO2 infrarouge</td><td>Soma Technology, Inc.</td><td>7100 CO2SMO&nbsp ;</td><td>http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp</td></tr><tr><td>Ventilateur pour petits animaux Harvard modèle 683</td><td>Appareil Harvard</td><td>555282</td><td>http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323</td></tr><tr><td>Guide-fil à double pointe flexible</td><td>Cook Medical&nbsp ;</td><td>C-DOC-15-40-0-2</td><td>https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds</td></tr><tr><td>Capteur de déplacement LVDT AC de haute précision</td><td>Omega Engineering</td><td>LD320-25</td><td>http://www.omega.com/pptst/LD320.html</td></tr><tr><td>HeartStart XL défibrillateur/moniteur</td><td>Phillips Medical Systems</td><td>M4735A</td><td>http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/</td></tr> <tr><td>Graefe micro pince de dissection 4 pouces</td><td>Roboz&nbsp ;</td><td>RS-5135</td><td>http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135</td></tr><tr><td>Pince de micro dissection Graefe 4 pouces avec dents</td><td>Roboz&nbsp ;</td><td>RS-5157</td><td>http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157</td></tr><tr><td>Ciseaux de micro dissection extra fins 4 pouces</td><td>Roboz&nbsp ;</td><td>RS-5882</td><td>http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp</td></tr><tr><td>Heiss écarteur de tissu</td><td>Fine Science Tools&nbsp ;</td><td>17011-10</td><td>http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134&amp ; lang=fr-US</td></tr><tr><td>Hémostats à pointe courbe Crile</td><td>Fine Science Tools&nbsp ;</td><td>13005-14</td><td>http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372</td></tr><tr><td>Agrafeuse cutanée Visistat</td><td>Teleflex Incorporated</td><td>528135</td><td>http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936</td></tr><tr><td>Suture en soie tressée, 3-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>517706</td><td>http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_ HAI_ProductDetail_N_37916_37936</td></tr><tr><td>solution de bétadine</td><td>Butler Schein</td><td>3660</td><td>https://www.henryscheinvet.com/</td></tr> <tr><td>solution saline stérile, sachets de 250 ml</td><td>Fisher</td><td>50-700-069</td><td>http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652</td></tr><tr><td>injection d’héparine sodique, USP</td><td>Fresenius Kabi</td><td>504201</td><td>http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html</td></tr><tr><td>Loxicom (meloxicam)</td><td>Butler Schein</td><td>045-321</td><td>https://www.henryscheinvet.com/</td></tr> <tr><td>Calculateur de débit cardiaque par thermodilution pour petits animaux</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Développé sur mesure à l’Institut de réanimation à l’aide du matériel National Instruments et du logiciel LabVIEW</td></tr><tr><td>Système d’acquisition et d’analyse de données analogiques-numériques</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Développé sur mesure à l’Institut de réanimation à l’aide du matériel National Instruments et du logiciel LabVIEW</td></tr><tr><td>Dispositif à piston à commande pneumatique et électronique pour la compression thoracique chez les petits animaux</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Développé sur mesure à l’Institut Weil de médecine de soins intensifs Générateur de</td></tr><tr><td>courant alternatif 60 Hz</td><td>S.O</td>. <td>S.O</td>. <td>Développé sur mesure à l’Institut Weil de soins intensifs Médicament</td></tr></tbody></table>

un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé technique

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

Un modèle de rat de fibrillation ventriculaire induite électriquement suivie d’une réanimation cardiaque à l’aide d’une technique de thorax fermé qui intègre les composants de base de la réanimation cardiorespiratoire chez l’homme est décrit ici. Le modèle a été développé en 1988 et a été utilisé dans environ 70 publications évaluées par des pairs examinant une myriade d’aspects de la réanimation, y compris sa physiologie et sa physiopathologie, les déterminants de la réanimation, les interventions pharmacologiques et même les effets des thérapies cellulaires. Le modèle présenté dans cette présentation comprend : (1) le cathétérisme vasculaire pour mesurer les pressions aortique et auriculaire droite, pour mesurer le débit cardiaque par thermodilution et pour induire électriquement la fibrillation ventriculaire ; et (2) l’intubation trachéale pour la ventilation en pression positive avec un gaz enrichi en oxygène et l’évaluation du CO2 en fin d’expiration. Une séquence typique d’intervention comprend : (1) l’induction électrique de la fibrillation ventriculaire, (2) la compression thoracique à l’aide d’un dispositif à piston mécanique en concomitance avec une ventilation à pression positive délivrant un gaz enrichi en oxygène, (3) des chocs électriques pour mettre fin à la fibrillation ventriculaire et rétablir l’activité cardiaque, (4) l’évaluation de la fonction hémodynamique et métabolique post-réanimation, et (5) l’évaluation de la survie et de la récupération de la fonction des organes. Il existe un inventaire robuste de mesures qui comprend, sans s’y limiter, des mesures hémodynamiques, métaboliques et tissulaires. Le modèle s’est avéré très efficace pour développer de nouveaux concepts de réanimation et examiner de nouvelles interventions thérapeutiques avant de les tester dans des modèles animaux plus vastes et plus pertinents sur le plan translationnel de l’arrêt cardiaque et de la réanimation.

Le modèle de rat décrit ici a été récemment utilisée pour comparer les effets de deux inhibiteurs de la sarcolemmique sodium-hydrogène échangeur isoforme 1 (NHE-1) sur la fonction myocardique et hémodynamique lors de la compression de la poitrine et post-réanimation 61. Il a été précédemment rapporté que NHE-1 inhibiteurs atténuent les lésions de reperfusion myocardique en limitant cytosolique induite sodium et la surcharge de calcium mitochondrial, et ainsi aider à préserver gauche distensibilité ventriculai...

Cet article décrit un modèle de fibrillation ventriculaire induite électriquement et de réanimation par compression thoracique, ventilation et administration de chocs électriques qui simule un épisode d’arrêt cardiaque soudain et de réanimation cardiorespiratoire conventionnelle. Le modèle permet de recueillir des informations sur la physiopathologie de l’arrêt cardiaque et d’explorer de nouvelles stratégies de réanimation.

Un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

L’objectif global de cette procédure est de mieux comprendre la physiopathologie de l’arrêt cardiaque et d’explorer de nouvelles stratégies de réanimation. Ceci est accompli en instrumentant d’abord chirurgicalement l’animal pour mesurer divers paramètres physiologiques qui sont collectés dans un système d’acquisition de données pour une analyse ultérieure hors ligne, l’arrêt cardiaque est produit par induction électrique de la fibrillation ventriculaire ou vf. Pour cette étape, un fil G pré-courbé est inséré dans la veine jugulaire externe droite et avancé dans le ventricule droit, permettant la délivrance d’un courant électrique pour l’induction de vf.Après huit minutes de FV non traitée, la compression thoracique est initiée à l’aide d’un dispositif à piston, augmentant progressivement la profondeur de compression tout en déplaçant l’animal dans une position de piston qui produit la pression diastolique aortique la plus élevée. Après huit minutes de compression thoracique, la défibrillation est tentée en administrant des chocs électriques à l’animal. Les animaux qui sont réanimés avec succès sont surveillés afin d’évaluer les effets des interventions de réanimation sur la fonction post-réanimation, hémodynamique et métabolique, ainsi que sur la survie.Bien que cette méthode puisse donner un aperçu de nouvelles stratégies de réanimation, elle peut également être utile pour explorer les mécanismes sous-jacents par lesquels les thérapies fonctionnent au niveau cellulaire grâce à l’analyse des tissus et à l’évaluation des marqueurs circulants. Le modèle rouge de l’arrêt cardiaque et de la réanimation que vous allez voir aujourd’hui a été développé en 1988 par Irene Bonta et mon mentor, le professeur Max Harry Wilde. Le modèle a été largement utilisé dans le monde entier, et nous pensons que la représentation visuelle du modèle va être utile pour les scientifiques.Ce modèle de réanimation thoracique fermée chez le rat peut être utile pour approfondir notre compréhension de la physiopathologie de l’arrêt cardiaque et le développement de nouvelles approches de réanimation. Pour faciliter l’avancement du cathéter PE 25 dans l’aorte thoracique descendante, commencez par faire une incision de deux centimètres sur la zone inguinale droite d’un rat adulte anesthésié à un angle de 90 degrés par rapport à son sillon. Ensuite, utilisez une paire d’hémostatiques pour émousser, disséquer le tissu conjonctif environnant, exposer les vaisseaux fémoraux et le nerf à l’aide d’une pince de microdissection incurvée pour exposer la gaine vasculaire autour des vaisseaux. Ensuite, déplacez-vous avec une pince de microdissection sous la veine et le nerf de l’artère fémorale, et soutenez-les à un angle de 90 degrés par rapport aux vaisseaux lorsque les deux vaisseaux et le nerf sont soutenus.Utilisez une autre paire de pinces de microdissection incurvées pour séparer l’artère du nerf et de la veine sur une longueur d’environ un centimètre. Une fois séparés, insérez une ligature distale et une ligature proximale sous les vaisseaux. Utilisez un nœud de chirurgien pour serrer fermement la ligature distale, suivi de deux nœuds simples.Serrez la ligature proximale avec un nœud de chirurgien lâche. Ensuite, faites une petite incision sur le vaisseau près de la ligature distale à un angle de 60 degrés par rapport au vaisseau avec une paire de ciseaux de microdissection coupant environ un quart de la section transversale. Insérez ensuite une aiguille de calibre 22 avec une pointe émoussée et pliée à un angle de 70 degrés dans l’ouverture du vaisseau tout en tirant doucement la ligature distale avec les hémostats pour stabiliser le vaisseau.Soulevez maintenant doucement l’aiguille de l’introducteur pour exposer la lumière et guidez le cathéter PE 25 sous l’introducteur, en retirant l’aiguille. Une fois l’extrémité du cathéter insérée, avancez le cathéter jusqu’à la marque de huit centimètres pour positionner son extrémité dans l’aorte thoracique descendante, puis serrez la ligature proximale en ajoutant deux nœuds simples supplémentaires fixant le cathéter au vaisseau. Cette photo du cou montre une veine jugulaire externe droite précédemment canulée pour exposer la trachée.Ensuite, utilisez des hémostats pour élargir l’incision vers la ligne médiane, puis utilisez les hémostats pour émousser davantage, disséquer les sections sternale hyoïde, thyroïde sternale et mastoïde des muscles CTO céphaliques. Utilisez un écarteur de tissus pour maintenir l’exposition de la trachée. Tirez ensuite sur la languette pour étirer les voies respiratoires avec une prise ferme en avant.Une canule trachéale à cinq F montée sur un stylet avec une pointe pointant vers le haut, cherchant à pénétrer dans les voies respiratoires supérieures, les cordes vocales et la trachée. La réussite de l’intubation trachéale peut alors être confirmée par la reconnaissance de la forme d’onde capnographique caractéristique. Avant de commencer le protocole d’arrêt cardiaque et de réanimation, mesurez le débit cardiaque et les différentes pressions pour vérifier la stabilité hémodynamique.Une fois les valeurs de référence enregistrées, retirez le robinet d’arrêt à trois voies du cathéter en polyuréthane à trois F inséré dans la veine jugulaire externe droite de l’animal et avancez l’extrémité la plus souple du fil G, d’environ sept centimètres. Chercher à pénétrer dans le ventricule droit tout en surveillant l’ECG et la pression aortique. Ensuite, allumez le générateur AC 60 hertz et augmentez progressivement le courant tout en surveillant la pression aortique.Maintenez le courant pendant trois minutes et l’intensité après deux minutes. Coupez le courant au bout de trois minutes, puis retirez le fil de guidage. Refermez le cathéter jugulaire avec un robinet d’arrêt à trois voies et retirez l’aiguille broyée.Après avoir laissé la FV se poursuivre spontanément pendant la durée souhaitée, allumez le ventilateur et augmentez progressivement la profondeur de compression de zéro à 10 millimètres. Pendant la première minute de compression thoracique, déplacez légèrement l’animal sur le côté et sroc. Chercher à trouver une position qui donne la pression diastolique aortique la plus élevée pour une profondeur de compression donnée.Continuez ensuite à augmenter la profondeur de compression pendant la deuxième minute jusqu’à ce qu’une pression diastolique aortique cible soit atteinte. Maintenez les compressions thoraciques pendant la durée souhaitée avant de tenter une défibrillation. Immédiatement avant de terminer les compressions thoraciques, appliquez du gel conducteur sur une palette de défibrillation personnalisée pour rat d’un défibrillateur à onde biphasique disponible dans le commerce, et chargez le défibrillateur.Ensuite, interrompez la compression thoracique et, après avoir vérifié que le cœur reste en FV par l’affichage de l’ECG, délivrez un choc électrique de cinq joules à travers la paroi thoracique. Observer le retour d’un ECG organisé électriquement avec des impulsions aortiques et une pression aortique moyenne supérieure ou égale à 25 millimètres. Mercure. Si la pression aortique moyenne est inférieure à 25 millimètres, le mercure reprend les compressions thoraciques pendant encore 30 à 60 secondes, quel que soit le rythme électrique.Déterminer le résultat de la réanimation à la fin des cycles de compression de défibrillation selon l’organigramme. Augmentez ensuite le taux de ventilation de 25 à 60 par minute après le retour de la circulation spontanée, en abaissant la fraction d’oxygène inspiré de 1,0 à 0,5 Après 15 minutes de circulation spontanée, surveillez enfin l’animal jusqu’à ce qu’il soit complètement rétabli. À l’aide de ce protocole, il a été démontré que l’échangeur d’hydrogène de sodium isoforme un inhibiteur IDE et un V 4 4 5 4 B permettaient le développement d’une pression diastolique aortique prédéfinie avec une profondeur de compression thoracique moindre, ce qui donnait un rapport pression de perfusion coronaire/profondeur plus élevé après la réanimation.Les deux composés ont amélioré le dysfonctionnement myocardique, mais la survie était plus élevée avec Carri ride, comme l’illustre la figure suggérant que l’IDE est un inhibiteur plus efficace de l’isoforme 1 de l’échangeur d’hydrogène de sodium qu’un EV pour la réanimation après un arrêt cardiaque. Dans ce modèle de rat, une fois maîtrisée, l’instrumentation chirurgicale peut être réalisée en 90 minutes. À la suite de cette procédure, du sang peut être prélevé pour des mesures de marqueurs d’organes et des lésions organiques sur le cœur peuvent être prélevées pour une analyse moléculaire.Après avoir regardé cette vidéo, vous aurez une bonne compréhension de la façon d’induire une fibrillation déclenchée dans le rouge, comment effectuer efficacement une réanimation thoracique rapprochée, comment rétablir l’activité cardiaque et identifier les variables à surveiller afin d’assurer le succès de l’expérience.

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Un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé Technique

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