Un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé Technique

L’objectif global de cette procédure est de mieux comprendre la physiopathologie de l’arrêt cardiaque et d’explorer de nouvelles stratégies de réanimation. Ceci est accompli en instrumentant d’abord chirurgicalement l’animal pour mesurer divers paramètres physiologiques qui sont collectés dans un système d’acquisition de données pour une analyse ultérieure hors ligne, l’arrêt cardiaque est produit par induction électrique de la fibrillation ventriculaire ou vf. Pour cette étape, un fil G pré-courbé est inséré dans la veine jugulaire externe droite et avancé dans le ventricule droit, permettant la délivrance d’un courant électrique pour l’induction de vf.

Après huit minutes de FV non traitée, la compression thoracique est initiée à l’aide d’un dispositif à piston, augmentant progressivement la profondeur de compression tout en déplaçant l’animal dans une position de piston qui produit la pression diastolique aortique la plus élevée. Après huit minutes de compression thoracique, la défibrillation est tentée en administrant des chocs électriques à l’animal. Les animaux qui sont réanimés avec succès sont surveillés afin d’évaluer les effets des interventions de réanimation sur la fonction post-réanimation, hémodynamique et métabolique, ainsi que sur la survie.

Bien que cette méthode puisse donner un aperçu de nouvelles stratégies de réanimation, elle peut également être utile pour explorer les mécanismes sous-jacents par lesquels les thérapies fonctionnent au niveau cellulaire grâce à l’analyse des tissus et à l’évaluation des marqueurs circulants. Le modèle rouge de l’arrêt cardiaque et de la réanimation que vous allez voir aujourd’hui a été développé en 1988 par Irene Bonta et mon mentor, le professeur Max Harry Wilde. Le modèle a été largement utilisé dans le monde entier, et nous pensons que la représentation visuelle du modèle va être utile pour les scientifiques.

Ce modèle de réanimation thoracique fermée chez le rat peut être utile pour approfondir notre compréhension de la physiopathologie de l’arrêt cardiaque et le développement de nouvelles approches de réanimation. Pour faciliter l’avancement du cathéter PE 25 dans l’aorte thoracique descendante, commencez par faire une incision de deux centimètres sur la zone inguinale droite d’un rat adulte anesthésié à un angle de 90 degrés par rapport à son sillon. Ensuite, utilisez une paire d’hémostatiques pour émousser, disséquer le tissu conjonctif environnant, exposer les vaisseaux fémoraux et le nerf à l’aide d’une pince de microdissection incurvée pour exposer la gaine vasculaire autour des vaisseaux. Ensuite, déplacez-vous avec une pince de microdissection sous la veine et le nerf de l’artère fémorale, et soutenez-les à un angle de 90 degrés par rapport aux vaisseaux lorsque les deux vaisseaux et le nerf sont soutenus.

Utilisez une autre paire de pinces de microdissection incurvées pour séparer l’artère du nerf et de la veine sur une longueur d’environ un centimètre. Une fois séparés, insérez une ligature distale et une ligature proximale sous les vaisseaux. Utilisez un nœud de chirurgien pour serrer fermement la ligature distale, suivi de deux nœuds simples.

Serrez la ligature proximale avec un nœud de chirurgien lâche. Ensuite, faites une petite incision sur le vaisseau près de la ligature distale à un angle de 60 degrés par rapport au vaisseau avec une paire de ciseaux de microdissection coupant environ un quart de la section transversale. Insérez ensuite une aiguille de calibre 22 avec une pointe émoussée et pliée à un angle de 70 degrés dans l’ouverture du vaisseau tout en tirant doucement la ligature distale avec les hémostats pour stabiliser le vaisseau.

Soulevez maintenant doucement l’aiguille de l’introducteur pour exposer la lumière et guidez le cathéter PE 25 sous l’introducteur, en retirant l’aiguille. Une fois l’extrémité du cathéter insérée, avancez le cathéter jusqu’à la marque de huit centimètres pour positionner son extrémité dans l’aorte thoracique descendante, puis serrez la ligature proximale en ajoutant deux nœuds simples supplémentaires fixant le cathéter au vaisseau. Cette photo du cou montre une veine jugulaire externe droite précédemment canulée pour exposer la trachée.

Ensuite, utilisez des hémostats pour élargir l’incision vers la ligne médiane, puis utilisez les hémostats pour émousser davantage, disséquer les sections sternale hyoïde, thyroïde sternale et mastoïde des muscles CTO céphaliques. Utilisez un écarteur de tissus pour maintenir l’exposition de la trachée. Tirez ensuite sur la languette pour étirer les voies respiratoires avec une prise ferme en avant.

Une canule trachéale à cinq F montée sur un stylet avec une pointe pointant vers le haut, cherchant à pénétrer dans les voies respiratoires supérieures, les cordes vocales et la trachée. La réussite de l’intubation trachéale peut alors être confirmée par la reconnaissance de la forme d’onde capnographique caractéristique. Avant de commencer le protocole d’arrêt cardiaque et de réanimation, mesurez le débit cardiaque et les différentes pressions pour vérifier la stabilité hémodynamique.

Une fois les valeurs de référence enregistrées, retirez le robinet d’arrêt à trois voies du cathéter en polyuréthane à trois F inséré dans la veine jugulaire externe droite de l’animal et avancez l’extrémité la plus souple du fil G, d’environ sept centimètres. Chercher à pénétrer dans le ventricule droit tout en surveillant l’ECG et la pression aortique. Ensuite, allumez le générateur AC 60 hertz et augmentez progressivement le courant tout en surveillant la pression aortique.

Maintenez le courant pendant trois minutes et l’intensité après deux minutes. Coupez le courant au bout de trois minutes, puis retirez le fil de guidage. Refermez le cathéter jugulaire avec un robinet d’arrêt à trois voies et retirez l’aiguille broyée.

Après avoir laissé la FV se poursuivre spontanément pendant la durée souhaitée, allumez le ventilateur et augmentez progressivement la profondeur de compression de zéro à 10 millimètres. Pendant la première minute de compression thoracique, déplacez légèrement l’animal sur le côté et sroc. Chercher à trouver une position qui donne la pression diastolique aortique la plus élevée pour une profondeur de compression donnée.

Continuez ensuite à augmenter la profondeur de compression pendant la deuxième minute jusqu’à ce qu’une pression diastolique aortique cible soit atteinte. Maintenez les compressions thoraciques pendant la durée souhaitée avant de tenter une défibrillation. Immédiatement avant de terminer les compressions thoraciques, appliquez du gel conducteur sur une palette de défibrillation personnalisée pour rat d’un défibrillateur à onde biphasique disponible dans le commerce, et chargez le défibrillateur.

Ensuite, interrompez la compression thoracique et, après avoir vérifié que le cœur reste en FV par l’affichage de l’ECG, délivrez un choc électrique de cinq joules à travers la paroi thoracique. Observer le retour d’un ECG organisé électriquement avec des impulsions aortiques et une pression aortique moyenne supérieure ou égale à 25 millimètres. Mercure. Si la pression aortique moyenne est inférieure à 25 millimètres, le mercure reprend les compressions thoraciques pendant encore 30 à 60 secondes, quel que soit le rythme électrique.

Déterminer le résultat de la réanimation à la fin des cycles de compression de défibrillation selon l’organigramme. Augmentez ensuite le taux de ventilation de 25 à 60 par minute après le retour de la circulation spontanée, en abaissant la fraction d’oxygène inspiré de 1,0 à 0,5 Après 15 minutes de circulation spontanée, surveillez enfin l’animal jusqu’à ce qu’il soit complètement rétabli. À l’aide de ce protocole, il a été démontré que l’échangeur d’hydrogène de sodium isoforme un inhibiteur IDE et un V 4 4 5 4 B permettaient le développement d’une pression diastolique aortique prédéfinie avec une profondeur de compression thoracique moindre, ce qui donnait un rapport pression de perfusion coronaire/profondeur plus élevé après la réanimation.

Les deux composés ont amélioré le dysfonctionnement myocardique, mais la survie était plus élevée avec Carri ride, comme l’illustre la figure suggérant que l’IDE est un inhibiteur plus efficace de l’isoforme 1 de l’échangeur d’hydrogène de sodium qu’un EV pour la réanimation après un arrêt cardiaque. Dans ce modèle de rat, une fois maîtrisée, l’instrumentation chirurgicale peut être réalisée en 90 minutes. À la suite de cette procédure, du sang peut être prélevé pour des mesures de marqueurs d’organes et des lésions organiques sur le cœur peuvent être prélevées pour une analyse moléculaire.

Après avoir regardé cette vidéo, vous aurez une bonne compréhension de la façon d’induire une fibrillation déclenchée dans le rouge, comment effectuer efficacement une réanimation thoracique rapprochée, comment rétablir l’activité cardiaque et identifier les variables à surveiller afin d’assurer le succès de l’expérience.