Name: Un poisson-alimentation Laboratoire dessais biologiques pour évaluer lactivité antiprédatrices des métabolites secondaires dans les tissus dorganismes marins (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 3 s
Description: Découvrez un bioessai utilisant un poisson prédateur modèle pour évaluer l'activité antiprédatrice des métabolites secondaires extraits des tissus d'organismes marins. Cette méthode fournit des preuves expérimentales des rôles écologiques des métabolites.

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Nous remercions James Maeda et Aaron Cooke pour leur aide lors du tournage et du montage de cette vidéo. Le financement a été fourni par la National Science Foundation (OCE-0550468, 1029515).

REMARQUE: L&#39;étape 3 de ce protocole implique des sujets sur des animaux vertébrés. La procédure a été conçu afin que les animaux bénéficient d&#39;un traitement le plus humain possible et a été approuvé par le Comité institutionnel de protection des animaux et l&#39;utilisation (IACUC) à l&#39;Université de Caroline du Nord Wilmington. 1) Extraction de tissus <ol><li> Utilisez tissu qui est dans son état naturel d&#39;hydratation et pas pressé, desséché ou trop humide que ceci modifie la concentration volumétrique de métabolites secondaires. Couper ou couper le tissu en morceaux ou en tranches qui peuvent être insérés dans un tube de centrifugeuse de 50 ml. Remarque: tissu frais peut être utilisé dans certains cas, mais il est souvent préférable de couper ou hacher tissu congelé, qui ne est pas soumis à presser quand on les coupe. </li><li> Ajouter les morceaux de tissu de 30 ml d&#39;un mélange 1: 1 de dichlorométhane (DCM) et du methanol (MeOH) dans un tube à centrifuger gradué jusqu&#39;à un volume final de 40 ml est atteinte. Assurez-vous de procéder à toutes les étapes impliquant le transfert desolvant dans une hotte avec une ventilation adéquate. </li><li> Boucher le tube et inverser plusieurs fois, puis agiter à plusieurs reprises pendant une période d&#39;extraction de 4 heures. Remarque: Au cours de cette période, l&#39;eau se combine avec le MeOH et le MeOH en résulte: la phase aqueuse se sépare de la phase DCM. Le tissu est exposé alternativement à DCM et du MeOH: eau, une émulsion telle que les tubes sont agités. </li><li> Transférer l&#39;extrait DCM à un ballon à fond rond et évaporer à sec sur un évaporateur rotatif, à feu doux (&lt;40 ° C). Utilisation minimale de solvant, transférer l&#39;extrait séché à une 20 ml flacon à scintillation. Monter le flacon avec un adaptateur évaporateur rotatif et à nouveau évaporer à sec sur un évaporateur rotatif, à feu doux (&lt;40 ° C). Note: La prochaine étape nécessite l&#39;utilisation d&#39;un instrument de compression maison qui peut être assemblé par vissage les éléments suivants dans l&#39;ordre séquentiel sur l&#39;extrémité d&#39;une tige filetée: (1) écrou, (2) la rondelle, et (3) écrou borgne. La rondelle doit soit être perforé oumonté de sorte qu&#39;il soit inférieur au diamètre interne d&#39;un tube de centrifugation de 50 ml. </li><li> En revenant au tube à centrifuger gradué qui contient le tissu et le MeOH: extrait de l&#39;eau, presser le milieu d&#39;extraction hors du tissu lors de la compression. Transférer le MeOH: extrait de l&#39;eau à la même ballon à fond rond et stocker refroidie (&lt;10 ° C). </li><li> Ajouter MeOH dans le tube à centrifuger gradué jusqu&#39;à ce que le tissu est immergé maintenant déshydraté pour une seconde extraction de durée de 2 à 6 h, puis transférer le nouveau MeOH extrait dans le ballon à fond rond contenant le réfrigérées MeOH: extrait de l&#39;eau. Se il ya une inquiétude que le tissu n&#39;a pas été complètement extraite, répéter l&#39;extraction de MeOH 2-6 h. </li><li> Séchez le MeOH sur un évaporateur rotatif, à feu doux (&lt;40 ° C). Transférer l&#39;extrait aqueux restant dans le ballon à fond rond dans le flacon de scintillation contenant l&#39;extrait séché non polaire, en utilisant un volume minimal de MeOH pour rincer le ballon à fond rond. </li><li> Evaporate l&#39;extrait aqueux à sec utilisant la chaleur faible (&lt;40 ° C) sur un concentrateur sous vide. Le flacon de scintillation contient maintenant l&#39;extrait sec organique brut total de 10 ml de tissu. Évacuer l&#39;espace du flacon avec du gaz N 2 pour éviter l&#39;oxydation de la tête, fermer hermétiquement et congelez (-20 ° C). </li></ol> 2) Préparation des aliments <ol><li> Préparer calmars poudre de manteau lyophilisée. Remarque: manteau de calmar est une source d&#39;alimentation qui est comparable à celle d&#39;autres invertébrés benthiques, et sera utilisé comme ingrédient dans les sous-étapes de 2,2. <ol><li> Anneaux Décongeler du manteau calmars dans déminéralisée chaude (DI) de l&#39;eau, puis les réduire en purée au mélangeur à haute vitesse. </li><li> Versez une fine couche de purée calmars manteau sur une plaque à biscuits peu profonde et le gel (-20 ° C), puis casser la feuille de purée calmars congelés en petits morceaux pour être lyophilisée. </li><li> Lyophiliser le manteau calmars congelés purée en suivant les procédures de fonctionnement de la freeze-cheveux. </li><li> Pulvériser les pièces lyophilisés de calmars manteau purée dans un mélangeur à haute vitesse pour former une poudre. </li><li> Dans une hotte, versez le manteau de calmar en poudre dans une farine tamis rotatif et tamiser pour séparer de grands morceaux de tissu de la poudre fine. </li><li> Transférer le manteau calmars fine poudre dans un récipient hermétique. Évacuer l&#39;espace de tête de récipient avec du gaz N 2 pour éviter l&#39;oxydation et les conserver congelés (-20 ° C). </li></ol></li><li> Préparer le mélange de nourriture. Remarque: Lorsque vous exécutez plusieurs essais consécutifs, il est pratique pour préparer ~ 100 ml de mélange de nourriture, cependant cette recette peut être adapté à de plus petits volumes si nécessaire. <ol><li> Moissonneuse un mélange de 3 g d&#39;acide alginique et 5 g de poudre lyophilisée du manteau calmar avec 100 ml d&#39;eau désionisée dans un bêcher de 150 ml. Remuer vigoureusement avec une microspatule pendant quelques minutes jusqu&#39;à ce que la poudre est entièrement hydraté et le mélange est homogène. Remarque: Si vous le souhaitez, colorant alimentaire peut être ajoutée à ce stPE: il est plus facile d&#39;ajouter un colorant au mélange de la nourriture qui va générer les deux mélanges traités et témoins (masquant le pigment naturel de l&#39;extrait dans le mélange de l&#39;extrait traité) plutôt que d&#39;essayer de faire correspondre la couleur du mélange d&#39;extraction traité par addition de colorant au mélange de commande. Un colorant alimentaire verdâtre ou brunâtre est souvent souhaitable pour masquer des pigments dans l&#39;extrait brut. </li><li> Chargez exactement 10 ml de mélange de la nourriture dans une seringue graduée. Prenez soin d&#39;éviter l&#39;inclusion de bulles d&#39;air lors de ce processus. </li><li> Retirez le flacon à scintillation de 20 ml avec de l&#39;extrait organique brut sec du congélateur. Ajouter une ou deux gouttes de MeOH, puis incorporer l&#39;extrait dans un mélange homogène avec une microspatule. </li><li> Éjecter le chargé seringue de 10 ml de la matrice alimentaire dans le flacon à scintillation de 20 ml et remuez avec une microspatule pour homogénéiser le mélange alimentaire extrait traité. Remarque: Il peut être utile pour éjecter la seringue par incréments plus petits (ce est à dire, éjecter 2 ml et homogénéiser, alors r.épéter jusqu&#39;à ce que tous les 10 ml ont été homogénéisé). </li></ol></li><li> Préparer les granulés de dosage. <ol><li> Chargez un très petit volume du mélange d&#39;extrait (~ 1 ml) dans une seringue, et plonger la pointe de la seringue dans une solution de 0,25 M CaCl 2. Ejecter le contenu de la seringue pour former un long brin de spaghetti-like. </li><li> Après quelques minutes, retirer le brin durci, couper en 4 mm de long pastilles sur une planche à découper en verre avec une lame de rasoir, puis rincer à l&#39;eau de mer. </li><li> Répétez les étapes 2.3.1 et 2.3.2 sans inclure extrait de tissu pour fabriquer des pastilles de contrôle. Assurez-vous de traiter les pastilles de contrôle avec un volume équivalent de solvant (voir addition de MeOH au mélange traité à l&#39;étape 2.2.3) pour contrôler les plus solvant. Si un contrôle négatif désire confirmer que les poissons d&#39;essai peut être dissuadée de l&#39;alimentation, le benzoate de dénatonium ajouter à une concentration de 2 mg ml -1 au mélange de la nourriture crue 27. </li></ol></li></ol> 3) appétenceBioassays <ol><li> Effectuer des essais d&#39;alimentation avec du jaune phase labre bluehead capturés dans la nature, Thalassoma bifasciatum, gardé par groupes de trois dans les compartiments opaque-verso de laboratoire aquariums. </li><li> Délivrer boulettes de nourriture à partir d&#39;un bêcher d&#39;eau de mer en utilisant une pipette en verre avec une poire en caoutchouc. Remarque: Il peut prendre quelques jours pour former poisson pour recevoir de la nourriture de cette manière. Un stimulus conditionné (par exemple à quelques robinets de la pipette sur la vitre de l&#39;aquarium) qui précède la livraison de nourriture peut être utile de former le poisson de se attendre à l&#39;ajout de boulettes de nourriture. </li><li> Marquant pellets. Envisager une pastille accepté si facilement consommé par les poissons. Envisager une pastille rejetée si pas mangé après un minimum de trois tentatives par un ou plusieurs poissons à prendre dans leur cavité buccale, ou si le culot est approché et a ignoré après une telle tentative. </li><li> Échantillons notation. Remarque: La procédure de test est dépeint comme un organigramme de la figure 1 Groupes de poissons qui refusent de manger.pastilles de contrôle à ne importe quelle étape dans le protocole ne sont pas considérées. Il ya deux résultats potentiels d&#39;un seul passage de l&#39;essai: l&#39;échantillon est accepté ou rejeté. <ol><li> Commencez avec une pastille de contrôle pour confirmer que le groupe de poissons est coopérative. Offrez une pastille traitée. Si les poissons acceptent le culot traité, marquer l&#39;échantillon comme acceptée. Si les poissons rejettent le culot traité, offrir une pastille de contrôle a posteriori afin de déterminer si les poissons ont cessé l&#39;alimentation. Si les poissons acceptent la pastille de contrôle a posteriori, marquer l&#39;échantillon comme rejetée. </li></ol></li><li> Replication. Répétez la procédure de test avec dix groupes indépendants de poissons pour chaque extrait. </li></ol> 4) Importance évaluation <ol><li> Évaluer l&#39;importance des différences dans la consommation du contrôle vs granulés traités avec une version modifiée du test exact de Fisher 26. Modifier le test de sorte que les totaux marginaux pour le contrôle et granulés traités sont fixés, Les traiter deux échantillons aléatoires. Remarque: Cette offre p = 0,057 lorsque sept pastilles sont consommés; donc, tout extrait est considéré comme dissuasif si les six ou moins pellets sont consommés, et agréable au goût si 7 ou plusieurs pastilles sont consommés. </li><li> Pour comparer l&#39;appétence rapport entre les groupes d&#39;extraits, calculer un nombre moyen de pellets consommés au sein de chaque groupe. Gardez le seuil à 6 pastilles ainsi un groupe d&#39;extraits répétées sont considérées comme dissuasif si le nombre moyen de pellets mangé + erreur standard (SE) ≤6. NOTE: Dans les résultats représentatifs, l&#39;affectation de groupe est l&#39;espèce, de sorte répliquant extraits proviennent d&#39;individus distincts et la palatabilité rapport peuvent être comparés entre les espèces. </li></ol>

<ol><li>Paul, V. J., ed, <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaul%2C+VJ+%22Ecological+roles+of+marine+natural+products%22">Ecological roles of marine natural products</a>. , Comstock Publishing. Associates: Ithaca, N.Y. (1992).</li>
<li>Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marine+invertebrate+chemical+defenses%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Reviews%22%5BJournal%5D)">Marine invertebrate chemical defenses.</a> Chemical Reviews. 93 (5), 1911(1993).</li>
<li>Hay, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marine+chemical+ecology%3A+what%27s+known+and+what%27s+next%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Marine+Biology+and+Ecology%22%5BJournal%5D)">Marine chemical ecology: what's known and what's next.</a> Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 44 (5), 476-476 (1996).</li>
<li>McClintock, J. B., Baker, B. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcClintock%2C+JB+%22Marine+Chemical+Ecology%22">Marine Chemical Ecology</a>. , CRC Press. Boca Raton, Fla. (2001).</li>
<li>Amsler, C. D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAmsler%2C+CD+%22Algal+Chemical+Ecology%22">Algal Chemical Ecology</a>. , Springer. New York. (2008).</li>
<li>Hay, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marine+chemical+ecology%3A+Chemical+signals+and+cues+structure+marine+populations%2C+communities%2C+and+ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Marine+Science%22%5BJournal%5D)">Marine chemical ecology: Chemical signals and cues structure marine populations, communities, and ecosystems.</a> Annual Review of Marine Science. 1, 193-212 (2009).</li>
<li>Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+chemical+ecology+of+sponges+on+Caribbean+reefs%3A+Natural+products+shape+natural+systems%5BTitle%5D)+AND+%22BioScience%22%5BJournal%5D)">The chemical ecology of sponges on Caribbean reefs: Natural products shape natural systems.</a> BioScience. 61 (11), 888(2011).</li>
<li>Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antipredatory+Defensive+Roles+of+Natural+Products+from+Marine+Invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Handbook+of+Marine+Natural+Products%22%5BJournal%5D)">Antipredatory Defensive Roles of Natural Products from Marine Invertebrates.</a> Handbook of Marine Natural Products. , 677-710 (2012).</li>
<li>Pawlik, J. R., Amsler, C. D., Ritson-Williams, R., McClintock, J. B., Baker, B. J., Paul, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marine+Chemical+Ecology%3A+A+Science+Born+of+Scuba.+%5BTitle%5D)+AND+%22Research+and+Discoveries%3A+The+Revolution+of+Science+through+Scuba%22%5BJournal%5D)">Marine Chemical Ecology: A Science Born of Scuba. </a> Research and Discoveries: The Revolution of Science through Scuba. 39, 53-69 (2013).</li>
<li>Randall, J. E., Hartman, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sponge-feeding+fishes+of+the+West+Indies%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">Sponge-feeding fishes of the West Indies.</a> Marine Biology. 1, 216-225 (1968).</li>
<li>Bakus, G. J., Green, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxicity+in+sponges+and+holothurians+%E2%80%94+geographic+pattern%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Toxicity in sponges and holothurians — geographic pattern.</a> Science. 185, 951-953 (1974).</li>
<li>Pawlik, J. R., Chanas, B., Toonen, R. J., Fenical, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defenses+of+Caribbean+sponges+against+predatory+reef+fish.+1.+Chemical+deterrency%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Defenses of Caribbean sponges against predatory reef fish. 1. Chemical deterrency.</a> Marine Ecology Progress Series. 127, 183-194 (1995).</li>
<li>Schulte, B. A., Bakus, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predation+deterrence+in+marine+sponges+%E2%80%94+laboratory+versus+field+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+Marine+Science%22%5BJournal%5D)">Predation deterrence in marine sponges — laboratory versus field studies.</a> Bulletin of Marine Science. 50, 205-211 (1992).</li>
<li>Jackson, J. B. C., Buss, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Allelopathy+and+spatial+competition+among+coral+reef+invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Allelopathy and spatial competition among coral reef invertebrates.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 72, 5160-5163 (1975).</li>
<li>Bakus, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+defense+mechanisms+on+the+great+barrier+reef%5BTitle%5D)+AND+%22Australia.+Science%22%5BJournal%5D)">Chemical defense mechanisms on the great barrier reef.</a> Australia. Science. 211, 497-499 (1981).</li>
<li>Gemballa, S., Schermutzki, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytotoxic+haplosclerid+sponges+preferred%3A+a+field+study+on+the+diet+of+the+dotted+sea+slug+Peltodoris+atromaculata+%28doridoidea%3A+nudibranchia%29%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">Cytotoxic haplosclerid sponges preferred: a field study on the diet of the dotted sea slug Peltodoris atromaculata (doridoidea: nudibranchia).</a> Marine Biology. 144, 1213-1222 (2004).</li>
<li>Voogd, N. J., Cleary, D. F. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relating+species+traits+to+environmental+variables+in+Indonesian+coral+reef+sponge+assemblages%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+and+Freshwater+Research%22%5BJournal%5D)">Relating species traits to environmental variables in Indonesian coral reef sponge assemblages.</a> Marine and Freshwater Research. 58, 240-249 (2007).</li>
<li>Mollo, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+promoting+marine+invasions%3A+a+chemolecological+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Factors promoting marine invasions: a chemolecological approach.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 105, 4582-4586 (2008).</li>
<li>Randall, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Food+habits+of+reef+fishes+of+the+West+Indies%5BTitle%5D)+AND+%22Studies+in+Tropical+Oceanography%22%5BJournal%5D)">Food habits of reef fishes of the West Indies.</a> Studies in Tropical Oceanography. 5, 665-847 (1967).</li>
<li>O'Neal, W., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reappraisal+of+the+chemical+and+physical+defenses+of+Caribbean+gorgonian+corals+against+predatory+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">A reappraisal of the chemical and physical defenses of Caribbean gorgonian corals against predatory fishes.</a> Marine Ecology Progress Series. 240, 117-126 (2002).</li>
<li>Hines, D. E., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+the+antipredatory+defensive+strategies+of+Caribbean+non-scleractinian+zoantharians+%28Cnidaria%29%3A+is+the+sting+the+only+thing%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">Assessing the antipredatory defensive strategies of Caribbean non-scleractinian zoantharians (Cnidaria): is the sting the only thing.</a> Marine Biology. 159 (2), 389-398 (2012).</li>
<li>Walters, K. D., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Is+there+a+trade-off+between+wound-healing+and+chemical+defenses+among+Caribbean+reef+sponges%5BTitle%5D)+AND+%22Integrative+and+Comparative+Biology%22%5BJournal%5D)">Is there a trade-off between wound-healing and chemical defenses among Caribbean reef sponges.</a> Integrative and Comparative Biology. 45 (2), 352-358 (2005).</li>
<li>Leong, W., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+of+a+resource+trade-off+between+growth+and+chemical+defenses+among+Caribbean+coral+reef+sponges%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Evidence of a resource trade-off between growth and chemical defenses among Caribbean coral reef sponges.</a> Marine Ecology Progress Series. 406, 71-78 (2010).</li>
<li>Leong, W., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+reproductive+patterns+among+7+Caribbean+sponge+species+does+not+reveal+a+resource+trade-off+with+chemical+defenses%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Marine+Biology+and+Ecology%22%5BJournal%5D)">Comparison of reproductive patterns among 7 Caribbean sponge species does not reveal a resource trade-off with chemical defenses.</a> Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 401 (1-2), 80-84 (2011).</li>
<li>Pawlik, J. R., Loh, T. -L., McMurray, S. E., Finelli, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sponge+Communities+on+Caribbean+Coral+Reefs+Are+Structured+by+Factors+That+Are+Top-Down%2C+Not+Bottom-Up%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Sponge Communities on Caribbean Coral Reefs Are Structured by Factors That Are Top-Down, Not Bottom-Up.</a> PLoS ONE. 8 (5), e62573(2013).</li>
<li>Loh, T. -L., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+defenses+and+resource+trade-offs+structure+sponge+communities+on+Caribbean+coral+reefs%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Science%22%5BJournal%5D)">Chemical defenses and resource trade-offs structure sponge communities on Caribbean coral reefs.</a> Proceedings of the National Academy of Science. 111, 4151-4156 (2014).</li>
<li>Miller, A. M., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Do+coral+reef+fish+learn+to+avoid+unpalatable+prey+using+visual+cues%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behaviour%22%5BJournal%5D)">Do coral reef fish learn to avoid unpalatable prey using visual cues.</a> Animal Behaviour. 85, 339-347 (2013).</li>
<li>Pawlik, J. R., Fenical, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+re-evaluation+of+the+ichthyodeterrent+role+of+prostaglandins+in+the+Caribbean+gorgonian+coral%2C+Plexaura+homomalla%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">A re-evaluation of the ichthyodeterrent role of prostaglandins in the Caribbean gorgonian coral, Plexaura homomalla.</a> Marine Ecology Progress Series. 52, 95-98 (1989).</li>
<li>Fenical, W., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defensive+properties+of+secondary+metabolites+from+the+Caribbean+gorgonian+coral+Erythropodium+caribaeorum%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Defensive properties of secondary metabolites from the Caribbean gorgonian coral Erythropodium caribaeorum.</a> Marine Ecology Progress Series. 75, 1-8 (1991).</li>
<li>Pawlik, J. R., Fenical, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+defense+of+Pterogorgia+anceps%2C+a+Caribbean+gorgonian+coral%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Chemical defense of Pterogorgia anceps, a Caribbean gorgonian coral.</a> Marine Ecology Progress Series. 87, 183-188 (1992).</li>
<li>Chanas, B., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+the+skeleton+of+a+sponge+provide+a+defense+against+predatory+reef+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Oecologia%22%5BJournal%5D)">Does the skeleton of a sponge provide a defense against predatory reef fish.</a> Oecologia. 107 (2), 225-231 (1996).</li>
<li>Chanas, B., Pawlik, J. R., Lindel, T., Fenical, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+defense+of+the+Caribbean+sponge+Agelas+clathrodes+%28Schmidt%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Marine+Biology+and+Ecology%22%5BJournal%5D)">Chemical defense of the Caribbean sponge Agelas clathrodes (Schmidt).</a> Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 208 (1-2), 185-196 (1997).</li>
<li>Wilson, D. M., Puyana, M., Fenical, W., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+defense+of+the+Caribbean+reef+sponge+Axinella+corrugata+against+predatory+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chemical+Ecology%22%5BJournal%5D)">Chemical defense of the Caribbean reef sponge Axinella corrugata against predatory fishes.</a> Journal of Chemical Ecology. 25 (12), 2811-2823 (1999).</li>
<li>Chanas, B., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defenses+of+Caribbean+sponges+against+predatory+reef+fish+II.+Spicules%2C+tissue+toughness%2C+and+nutritional+quality%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Defenses of Caribbean sponges against predatory reef fish II. Spicules, tissue toughness, and nutritional quality.</a> Marine Ecology Progress Series. 127 (1), 195-211 (1995).</li>
<li>Albrizio, S., Ciminiello, P., Fattorusso, E., Magno, S., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amphitoxin%2C+a+new+high+molecular+weight+antifeedant+pyridinium+salt+from+the+Caribbean+sponge+Amphimedon+compressa%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Natural+Products%22%5BJournal%5D)">Amphitoxin, a new high molecular weight antifeedant pyridinium salt from the Caribbean sponge Amphimedon compressa.</a> Journal of Natural Products. 58 (5), 647-652 (1995).</li>
<li>Assmann, M., Lichte, E., Pawlik, J. R., Köck, M. Chemical defenses of the Caribbean sponges Agelas wiedenmayeri and Agelas conifera. Marine Ecology Progress Series. 207, 255-262 (2000).</li>
<li>Kubanek, J., Fenical, W., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+antifeedant+triterpene+glycosides+from+the+Caribbean+sponge+Erylus+Formosus%5BTitle%5D)+AND+%22Natural+Product+Letters%22%5BJournal%5D)">New antifeedant triterpene glycosides from the Caribbean sponge Erylus Formosus.</a> Natural Product Letters. 15 (4), 275-285 (2001).</li>
<li>Pawlik, J. R., McFall, G., Zea, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+the+odor+from+sponges+of+the+genus+Ircinia+protect+them+from+fish+predators%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chemical+Ecology%22%5BJournal%5D)">Does the odor from sponges of the genus Ircinia protect them from fish predators.</a> Journal of Chemical Ecology. 28 (6), 1103-1115 (2002).</li>
<li>Waddell, B., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defenses+of+Caribbean+sponges+against+invertebrate+predators.+I.+Assays+with+hermit+crabs%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Defenses of Caribbean sponges against invertebrate predators. I. Assays with hermit crabs.</a> Marine Ecology Progress Series. 195, 125-132 (2000).</li>
<li>Waddell, B., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defense+of+Caribbean+sponges+against+invertebrate+predators.+II.+Assays+with+sea+stars%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Defense of Caribbean sponges against invertebrate predators. II. Assays with sea stars.</a> Marine Ecology Progress Series. 195, 133-144 (2000).</li>
<li>Burns, E., Ifrach, I., Carmeli, S., Pawlik, J. R., Ilan, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+anti-predatory+defenses+of+Red+Sea+and+Caribbean+sponges.+I.+Chemical+defense%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Comparison of anti-predatory defenses of Red Sea and Caribbean sponges. I. Chemical defense.</a> Marine Ecology Progress Series. 252, 105-114 (2003).</li>
<li>Jones, A. C., Blum, J. E., Pawlik, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+for+defensive+synergy+in+Caribbean+sponges%3A+Bad+taste+or+glass+spicules%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Marine+Biology+and+Ecology%22%5BJournal%5D)">Testing for defensive synergy in Caribbean sponges: Bad taste or glass spicules.</a> Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 322 (1), 67(2005).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

La procédure décrite ici fournit un protocole de laboratoire relativement simple, écologiquement pertinent pour évaluer défenses chimiques antiprédatrices dans les organismes marins. Ici nous passons en revue les critères importants qui sont satisfaits par cet ensemble de méthodes: (1) prédateur appropriée. Ce test alimentation utilise le labre bluehead, Thalassoma bifasciatum, l&#39;un des poissons les plus abondantes sur les récifs coralliens dans les Caraïbes. Le bluehea...

l&#39;écologie chimique développé grâce à la collaboration de chimistes et écologistes. Alors que le sous-discipline de l&#39;écologie terrestre chimique a été autour depuis un certain temps, celle de l&#39;écologie marine chimique est âgé de seulement quelques décennies, mais a fourni des informations importantes sur la structure des organismes marins 1-8 l&#39;écologie et de la communauté de l&#39;évolution. Profitant des technologies émergentes de plongée sous-marine et la spectroscopie RMN, chimistes organiques générés rapidement un grand nombre de publications décrivant de nouveaux métabolites invertébrés et les algues marines benthiques dans les années 1970 et 1980 9. En supposant que les métabolites secondaires doivent servir à quelque chose, beaucoup de ces publications attribuées propriétés écologiquement importantes à de nouveaux composés, sans preuves empiriques. À peu près au même moment, les écologistes ont également été profitent de l&#39;avènement de la plongée sous-marine et en décrivant les distributions et l&#39;abondance d&#39;animaux et de plantes benthiques déjà connus from méthodes d&#39;échantillonnage relativement inefficaces comme le dragage. L&#39;hypothèse de ces chercheurs était que tout sessiles et corps mou doivent être défendus chimiquement pour éviter la consommation par les prédateurs 10. Dans un effort pour introduire l&#39;empirisme à ce qui était contraire travail descriptif sur l&#39;abondance des espèces, certains écologistes ont commencé à extrapoler défenses chimiques à partir de tests de toxicité 11. La plupart des tests de toxicité en cause l&#39;exposition des poissons entiers ou autres organismes à des suspensions aqueuses d&#39;extraits organiques bruts de tissus d&#39;invertébrés, avec la détermination ultérieure des concentrations d&#39;extraits secs de masse responsables de la mort de la moitié des organismes d&#39;essai. Cependant, des essais de toxicité ne imitent la manière dont les prédateurs potentiels perçoivent proies dans des conditions naturelles, et des études ultérieures ne ont trouvé aucune relation entre la toxicité et la palatabilité 12-13. Il est surprenant que les publications dans des revues prestigieuses ont utilisé des techniques ayant peu ou pas ecological pertinence 14-15 et que ces études sont toujours largement cités aujourd&#39;hui. Il est encore plus alarmant de constater que les études basées sur des données de toxicité continuent d&#39;être publiés 16-18. La méthode d&#39;analyse biologique décrit ici a été développé à la fin des années 1980 pour fournir une approche écologiquement pertinentes pour les écologistes chimiques marines pour évaluer défenses chimiques antiprédatrices. La méthode nécessite un prédateur de modèle pour déguster un extrait organique brut de l&#39;organisme cible à une concentration naturelle dans une matrice alimentaire comparables sur le plan nutritionnel, fournissant des données d&#39;appétence qui sont écologiquement plus significative que les données de toxicité. L&#39;approche générale pour évaluer l&#39;activité antiprédatrices des tissus d&#39;organismes marins comprend quatre critères importants: (1) un prédateur généraliste approprié doit être utilisé dans des essais d&#39;alimentation, (2) métabolites organiques de toutes les polarités doivent être exhaustive extraites du tissu de la cibler organisme, (3) les métabolites doivent be mélangé dans un aliment nutritionnellement expérimental approprié à la même concentration volumétrique que l&#39;on trouve dans l&#39;organisme à partir duquel ils ont été extraits, et (4) la conception expérimentale et approche statistique doivent fournir un paramètre significatif pour indiquer distastefulness relative. La procédure décrite ci-dessous est conçu spécifiquement pour évaluer défenses chimiques antiprédatrices chez les invertébrés marins des Caraïbes. Nous employons le labre bluehead, Thalassoma bifasciatum, comme un poisson prédateur modèle, car cette espèce est commune sur les récifs coralliens des Caraïbes et est connu pour déguster un large assortiment des invertébrés benthiques 19. Le tissu de l&#39;organisme cible est d&#39;abord extrait, puis combiné avec un mélange de nourriture, et enfin offert à des groupes de T. bifasciatum d&#39;observer se ils rejettent les aliments extrait traité. Données test en utilisant cette méthode ont fourni des renseignements importants sur la chimie de défense des organismes marins 12,20-21, ll&#39;histoire de l&#39;IFE compromis 22-24, 25-26 et l&#39;écologie des communautés.

<table><tbody><tr><td>Dichlorométhane</td><td>Fisher Scientific</td><td>D37-20</td><td></td></tr><tr><td>Méthanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A41220</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de calcium anhydre</td><td>Fisher Scientific</td><td>C614-500</td><td></td></tr><tr><td>Fluide caloporteur cryocool</td><td>Fisher Scientific</td><td>20-548-146</td><td>Pour concentrateur sous vide</td></tr><tr><td>Acide alginique Sel de sodium à haute viscosité</td><td>MP Biomedicals</td><td></td><td></td>154723</tr><tr><td>Anneaux de manteau de calmar</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Peut être acheté à l’épicerie</td></tr><tr><td>Benzoate de dénatonium</td><td>Aldrich</td><td>D5765</td><td></td></tr><tr><td>50 ml Tube à centrifuger gradué</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-432-22</td><td></td></tr><tr><td>Flacon à scintillation de 20 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-337-7</td><td></td></tr><tr><td>Pipettes Pasteur jetables</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20D</td><td></td></tr><tr><td>Ampoules en caoutchouc pour pipettes Pasteur</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-448-24</td><td></td></tr><tr><td>Ampoules rouges pour la distribution de granulés</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-448-27</td><td></td></tr><tr><td>Fiole à fond rond de 250 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>10-067E</td><td></td></tr><tr><td>Adaptateur de flacon à scintillation pour rotavap</td><td>Fisher Scientific</td><td>K747130-1324</td><td></td></tr><tr><td>Weightboats</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-202B</td><td></td></tr><tr><td>Microspatule</td><td>Fisher Scientific</td><td>21-401-10</td><td></td></tr><tr><td>Seringue graduée de 5 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-817-53</td><td></td></tr><tr><td>Seringue graduée de 10 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-817-54</td><td></td></tr><tr><td>Lame de rasoir</td><td>Fisher Scientific</td><td>S17302</td><td></td></tr></tbody></table>

un poisson-alimentation laboratoire d&#39;essais biologiques pour évaluer l&#39;activité antiprédatrices des métabolites secondaires dans les tissus d&#39;organismes marins

A Fish-feeding Laboratory Bioassay to Assess the Antipredatory Activity of Secondary Metabolites from the Tissues of Marine Organisms

L’écologie chimique marine est une discipline jeune, issue de la collaboration de chimistes de produits naturels et d’écologistes marins dans les années 1980 dans le but d’examiner les fonctions écologiques des métabolites secondaires des tissus d’organismes marins. Il en a résulté une progression de protocoles qui ont permis d’affiner de plus en plus la pertinence écologique de l’approche expérimentale. Nous présentons ici la version la plus récente d’un essai biologique en laboratoire sur l’alimentation des poissons qui permet aux chercheurs d’évaluer l’activité antiprédatrice des métabolites secondaires des tissus d’organismes marins. Les métabolites organiques de toutes polarités sont extraits de manière exhaustive des tissus de l’organisme cible et reconstitués à des concentrations naturelles dans une matrice alimentaire adaptée à la nutrition. Des granulés alimentaires expérimentaux sont présentés à un prédateur généraliste dans des tests d’alimentation en laboratoire pour évaluer l’activité antiprédatrice de l’extrait. La procédure décrite dans le présent document utilise la tête à tête bleue, Thalassoma bifasciatum, pour tester l’appétence des invertébrés marins des Caraïbes ; Cependant, la conception peut être facilement adaptée à d’autres systèmes. Les résultats obtenus à l’aide de cet essai en laboratoire sont un prélude important aux expériences sur le terrain qui reposent sur les réponses alimentaires d’un ensemble complet de prédateurs potentiels. De plus, cet essai biologique peut être utilisé pour diriger l’isolement des métabolites dissuasifs de l’alimentation par fractionnement guidé par essai biologique. Cet essai biologique sur l’alimentation a fait progresser notre compréhension des facteurs qui contrôlent la distribution et l’abondance des invertébrés marins sur les récifs coralliens des Caraïbes et pourrait éclairer les investigations dans divers domaines de recherche, notamment la pharmacologie, la biotechnologie et l’écologie évolutive.

Nous rapportons ici les résultats de cet essai biologique pour six espèces d&#39;éponges commun des Caraïbes (figure 2). Ces données ont été initialement publiés en 1995 par Pawlik et al. 12 et démontrent la puissance de cette approche pour étudier les différences dans les stratégies de défense chimiques entre taxons concomitants. Les résultats ont été rapportés comme un nombre moyen de pastilles d&#39;aliments consommés + erreur standard (SE) pour chaque espèce. Presque pas de pasti...

Ce bio-essai emploie un poisson prédateur de modèle pour évaluer la présence de métabolites alimentation-dissuasion à partir d&#39;extraits organiques des tissus d&#39;organismes marins à des concentrations naturelles en utilisant une matrice d&#39;aliments comparable nutritionnel.

Un poisson-alimentation Laboratoire d&#39;essais biologiques pour évaluer l&#39;activité antiprédatrices des métabolites secondaires dans les tissus d&#39;organismes marins

Marine chemical ecology is a young discipline, having emerged from the collaboration of natural products chemists and marine ecologists in the 1980s with ...

L'objectif général de cette procédure est d'évaluer l'activité anti-prédatrice des métabolites secondaires présents dans les tissus d'organismes marins. Bonjour, je suis le Dr. Joseph Pollock, de l'Université de Caroline du Nord à Wilmington, et je suis accompagné de l'étudiant diplômant Michael Marty, qui a assuré le rôle de chef d'équipe pour la réalisation de cette vidéo sur la mise en œuvre de tests biologiques destinés à évaluer les défenses chimiques dans les tissus d'organismes marins. Nous avons commencé à élaborer les méthodes que vous êtes sur le point de voir à la fin des années 1980.À cette époque, les chimistes des produits naturels attribuaient des rôles écologiques aux métabolites secondaires sans aucune preuve expérimentale. Parallèlement, les écologistes déduisaient des fonctions défensives à partir de tests de toxicité dépourvus de pertinence écologique. Nous présentons ici une approche conçue pour évaluer l'activité anti-prédatrice des métabolites secondaires extraits des tissus d'organismes marins.Cette approche répond à quatre critères importants pour les tests biologiques d'alimentation. Premièrement, nous utilisons un prédateur généraliste approprié. Deuxièmement, nous extrayons de manière exhaustive les métabolites organiques de toutes les polarités à partir des tissus.Trois, nous introduisons ces métabolites dans un aliment expérimental à la même concentration volumétrique que celle observée dans l'organisme. Et quatre, notre dispositif expérimental et notre approche statistique fournissent une métrique significative permettant d'indiquer le degré relatif de mauvais goût. Dans ces expériences alimentaires, nous utilisons le poisson prédateur *Thalassoma bifasciatum* (Bloch, 1791), un modèle adapté aux tests utilisant des tissus d'invertébrés marins des Caraïbes, car cette espèce est courante sur les récifs coralliens des Caraïbes et est connue pour consommer une grande variété d'invertébrés benthiques.Maintenant, Michael décrira le protocole en détail. Tout d'abord, il faut extraire le tissu. Ajoutez un mélange un-à-un de dichlorométhane et de méthanol dans un tube à centrifuger gradué jusqu'à un volume final de 30 millilitres.Ensuite, découpez des morceaux de tissu à partir de l'organisme cible. Cette opération peut être réalisée avec du tissu frais ou congelé. Nous travaillons avec des éponges, donc cette démonstration filmée mettra en évidence l'éponge oreille d'éléphant orange, *Agelas clathrodes*.Vous devrez peut-être découper de très petits morceaux de tissu pour obtenir le bon volume. En utilisant le déplacement volumétrique, vous pouvez extraire exactement 10 millilitres de tissu, boucher le tube et l'inverser, puis agiter pendant quatre heures ; durant cette période, l'eau se mélange au méthanol et la phase résultante d'eau-méthanol se sépare de la phase de dichlorométhane. Le tissu est alternativement exposé à chaque milieu d'extraction pendant que les tubes sont agités.Après cette période d'extraction, deux phases distinctes seront visibles. La phase polaire composée de méthanol et d'eau se situera au-dessus de la phase apolaire de dichlorométhane, à l'aide d'une pipette Pasteur. Transférez l'extrait de dichlorométhane du tube à centrifuger gradué vers un ballon rond, et conservez le tube à centrifuger gradué au réfrigérateur.Pour les prochaines étapes, fixez le ballon à fond rond à un évaporateur rotatif pour toutes les étapes effectuées sur l'évaporateur rotatif. Veillez à ce que la température du bain d'eau reste inférieure à 40 degrés Celsius. En suivant les procédures de fonctionnement de base de l'évaporateur rotatif, sèchez le dichlorométhane dans le ballon à fond rond, puis resuspendez l'extrait non polaire séché à l'aide d'une très faible quantité de dichlorométhane.Une agitation ou une rotation peut être utile pour retirer le matériau sec des parois du ballon à fond rond. Ensuite, transférez l'extrait de chlorométhane du ballon à fond rond dans un flacon scintillation de 20 millilitres. Au lieu de placer le bouchon sur le flacon scintillation, fixez un adaptateur d'évaporateur rotatif au flacon scintillation et évaporez à nouveau à sec à l'aide d'un évaporateur rotatif. Le flacon scintillation contenant l'extrait non polaire sec peut être conservé au réfrigérateur pendant les étapes suivantes.En revenant au tube à centrifuger gradué contenant le tissu et l'extrait méthanol-eau, nous utiliserons un instrument maison qui expulse le milieu d'extraction du tissu par compression. Ensuite, transférez l'extrait méthanol-eau dans un ballon à fond rond et conservez-le au réfrigérateur à température froide. Ajoutez du méthanol dans le tube à centrifuger gradué jusqu'à ce que le tissu soit immergé, pour une seconde extraction d'une durée de deux à six heures.Une fois la deuxième extraction au méthanol terminée, retirez le ballon à fond rond refroidi du réfrigérateur, concentrez le contenu du tube à centrifuger gradué et transférez ce nouvel extrait au méthanol dans le ballon à fond rond d'origine, qui contient l'extrait méthanol-eau obtenu précédemment. À ce stade, s'il subsiste un doute quant à l'exhaustivité de l'extraction du tissu, l'étape d'extraction au méthanol de deux à six heures peut être répétée. Fixez le ballon à fond rond à un évaporateur rotatif et évaporez le méthanol comme précédemment.N'oubliez pas de maintenir la température du bain-marie en dessous de 40 degrés Celsius. Le ballon à fond rond contiendra un extrait aqueux qui devra être combiné avec l'extrait non polaire séché dans le flacon de scintillation de 20 millilitres. Transférez donc le contenu du ballon à fond rond dans le flacon de scintillation de 20 millilitres.Si nécessaire, rincez le ballon à fond rond avec une petite quantité de méthanol afin de récupérer tout l'extrait restant. Le flacon de scintillation contient maintenant l'extrait non polaire séché et l'extrait polaire. Toutefois, l'extrait polaire est en suspension dans un petit volume de liquide.À l’aide d’un concentrateur sous vide et à faible chaleur, évaporer l’extrait aqueux jusqu’à séchage complet. Le flacon de scintillation contient maintenant un extrait organique brut sec correspondant à 10 millilitres de tissu ; sécher davantage le flacon avec un courant d’azote et le conserver au congélateur à moins 20 degrés Celsius. Pour évaluer l’appréciation alimentaire de ces extraits tissulaires, ils doivent d’abord être reconstitués dans une matrice alimentaire nutritionnellement comparable à celle de l’organisme cible.Les anneaux de manteau de calmar constituent une source de protéines appropriée pour les bioessais de tissus d'invertébrés et peuvent être facilement préparés sous forme de poudre lyophilisée. Pour commencer ce bioessai, placez des anneaux de manteau de calmar congelés dans de l'eau déionisée tiède. Une fois décongelés, versez délicatement une partie de l'eau et transférez les anneaux dans un mélangeur. Mélangez soigneusement à vitesse élevée jusqu'à ce que le manteau de calmar devienne un liquide visqueux. Ajoutez de l'eau si le mélange est trop épais pour être mixé. Versez une fine couche de manteau de calmar liquéfié sur une plaque à pâtisserie peu profonde et étalez-la uniformément.Placer la plaque au congélateur à moins 20 degrés Celsius. La feuille de calmar congelée doit être brisée en morceaux plus petits pour faciliter le processus de lyophilisation. Des morceaux plus petits sont préférables car ils sécheront plus rapidement.Dans le lyophilisateur. Placer les morceaux de calmar congelé dans la chambre et suivre les procédures de fonctionnement du lyophilisateur. Une fois lyophilisés, les morceaux de calmar doivent être pulvérisés.Cela peut être réalisé à l'aide d'un mélangeur. Placer les morceaux de calmar séchés dans le mélangeur et mixer à puissance maximale jusqu'à ce que le matériau présente un aspect de poudre homogène. L'étape suivante doit être effectuée sous hotte chimique afin de réduire l'inhalation de poussière particulaire de calmar.Verser la poudre de calmar lyophilisée dans un tamis rotatif. Placer un récipient sous le tamis afin de recueillir la poudre qui passe à travers le tamis. Tourner la manivelle pour tamiser le calmar lyophilisé.Les grandes fibres de tissu conjonctif qui n'ont pas été suffisamment homogénéisées lors des étapes précédentes seront retenues par le tamis, produisant une poudre plus fine. Si nécessaire, utilisez un entonnoir pour transférer la poudre de calmar lyophilisée dans un récipient hermétique, purgez avec de l'azote gazeux et conservez-la congelée à moins 20 degrés Celsius. Une fois la poudre de manteau de calmar lyophilisée préparée, nous sommes maintenant prêts à préparer une fournée du mélange alimentaire pour le test. Lorsque plusieurs tests consécutifs sont réalisés le même jour, il est pratique de préparer une grande quantité du mélange alimentaire.Ici, nous démontrons le processus de préparation d'un mélange d'un volume de 100 millilitres, en utilisant un bateau à lactosérum propre pour prélever trois grammes d'acide alginique et cinq grammes de poudre de manteau de calmar lyophilisée. Placez ces ingrédients secs dans un bécher de 150 millilitres avant d'ajouter de l'eau. Mélangez délicatement les ingrédients secs à l'aide d'une spatule micro pour les homogénéiser.Ajoutez 100 millilitres d'eau déionisée et mélangez vigoureusement. Il peut falloir quelques minutes pour hydrater complètement la poudre. Assurez-vous d'obtenir un mélange homogène avant de passer à l'étape suivante.Si vous choisissez de colorer la matrice alimentaire d'une couleur uniforme, ajoutez le colorant à cette étape. Remplissez une seringue graduée avec exactement 10 millilitres de mélange alimentaire. À cette étape, la précision volumétrique est primordiale, veillez donc avec le plus grand soin à éviter l'incorporation de bulles d'air.Retirez le flacon de scintillation de 20 millilitres contenant l'extrait organique brut sec du congélateur et ajoutez une ou deux gouttes de méthanol. N'ajoutez pas trop de méthanol. Cela empêchera la matrice alimentaire de se solidifier.À l’aide d’une spatule microscopique et d’un minimum de solvant, resuspendre l’extrait en un mélange homogène. Veiller à racler les parois du flacon afin de s’assurer que l’ensemble de l’extrait est bien resuspendu. Éjecter la seringue contenant 10 millilitres de matrice alimentaire dans le flacon de scintillation de 20 millilitres contenant l’extrait homogénéisé resuspendu.Agiter ce mélange avec la spatule microscopique jusqu'à homogénéité. Charger un très petit volume du mélange extrait. Un millilitre est suffisant dans une seringue.Immergez la pointe de la seringue dans une solution de chlorure de calcium 0,25 M et expulsez le contenu de la seringue pour former un long filament semblable à des spaghettis. Le filament durcira dans cette solution. Après quelques minutes, retirez le filament durci et disposez-le sur une planche à découper en verre.Utilisez une lame de rasoir pour couper le filament en pastilles de quatre millimètres de long. Récupérez les pastilles traitées par l'extrait et rincez-les dans de l'eau de mer. Pour préparer les pastilles témoins.Suivez cette même procédure sans ajouter d'extrait de tissu. L'ajout d'une coloration alimentaire peut être nécessaire pour que la couleur des granulés témoins et traités soit identique. Préparez ainsi un témoin négatif que les poissons refuseront certainement de consommer.Ajoutez de la détonine et de la poudre de benzoate au mélange alimentaire brut à une concentration de deux milligrammes par millilitre, comme décrit par Miller et Pollock, 2013. Les tests d’alimentation sont réalisés avec des RA à tête bleue sauvages en phase jaune ; les poissons sont maintenus par groupes de trois dans des compartiments opaques latéraux d’un aquarium de laboratoire. Un ustensile approprié pour la distribution des granulés alimentaires est une pipette en verre munie d’une poire en caoutchouc.Un granulé est considéré comme accepté s'il est facilement consommé par le poisson. Un granulé est considéré comme rejeté s'il n'est pas mangé après au moins trois tentatives par un ou plusieurs poissons pour l'ingérer dans leur cavité buccale, ou s'il est approché puis ignoré après une seule de ces tentatives.Les groupes de poissons récalcitrants qui refusent de manger les granulés témoins ne doivent pas être pris en compte dans les tests. Ce diagramme illustre la procédure d'essai : dans tous les cas, commencer par un granulé témoin afin de confirmer que le groupe de poissons est coopératif. Proposer un granulé traité.Si les poissons acceptent la pastille traitée, cet échantillon est noté comme accepté. Si les poissons rejettent la pastille traitée, une pastille témoin ultérieure doit être proposée afin de confirmer si les poissons ont cessé de s'alimenter. Si les poissons acceptent la pastille témoin suivante, l'échantillon est noté comme rejeté.Chaque échantillon doit être analysé avec 10 groupes indépendants de poissons. Voici un exemple de réalisation de ce test d'alimentation. Premièrement, une pastille témoin est proposée ; les poissons acceptent la pastille témoin.Deuxièmement, un comprimé traité est proposé. Dans ce cas, les poissons rejettent le comprimé traité. Par conséquent, un comprimé témoin doit être proposé par la suite.Les poissons acceptent le témoin ultérieur et l'échantillon peut être classé comme rejeté. Chaque échantillon doit être testé avec 10 groupes indépendants de poissons. La significativité des différences de consommation entre les granulés témoins et les granulés traités doit être évaluée à l'aide d'une version modifiée du test exact de Fisher, telle que présentée par Low et Pollock en 2014.Le test est modifié de sorte que les totaux marginaux pour les comprimés témoins et traités soient fixés, en les considérant tous deux comme des échantillons aléatoires. Cela donne une valeur P égale à 0,057 lorsque sept comprimés sont consommés. Par conséquent, tout extrait est considéré comme répulsif si six comprimés ou moins sont consommés, et comme appétent.Si sept boulettes ou plus sont consommées. Lors de la comparaison de la palatabilité entre des groupes d'extraits, le nombre moyen de boulettes consommées doit être utilisé, comme illustré dans les résultats représentatifs. Nous présentons ici les résultats de ce bioessai pour six espèces d'éponges caribéennes courantes.Ces données ont été initialement publiées par Pollock et al. en 1995 et démontrent l'efficacité de cette approche pour élucider les différences entre les stratégies de défense chimique chez des taxons co-occurrents. Chaque catégorie sur l'axe des Y représente des extraits provenant d'une espèce unique d'éponge. Plusieurs individus de chaque espèce ont été échantillonnés, extraits et testés, comme indiqué par le nombre entre parenthèses après le nom de l'espèce.Les résultats sont exprimés comme nombre moyen de pastilles alimentaires consommées, plus l'erreur standard pour chaque espèce. Presque aucune pastille n'a été consommée lors des tests avec l'extrait organique brut d'alus, pleth, pheon, compressor et lycine appelé foris. En revanche, les pastilles fabriquées à partir de l'extrait de Cali spongy de Vais ont été consommées.Geo Osa et Michel lavis ont été facilement consommés lors du test. Moins de six granulés ont été ingérés pour les trois premières espèces, ce qui permet de les considérer comme nettement dissuasives. En revanche, les trois espèces suivantes ne présentaient aucune différence significative par rapport aux témoins et peuvent être considérées comme appétentes.Les méthodes que l'on vient de présenter offrent une approche puissante pour étudier les défenses chimiques anti-prédatrices en parallèle avec des expériences sur le terrain et des enquêtes manipulatrices. Les résultats de ces bioessais ont aidé mon groupe de recherche à comprendre les facteurs qui contrôlaient la répartition et l'abondance des invertébrés marins sur les récifs coralliens des Caraïbes. De manière importante, cette méthode répond au besoin de pertinence écologique en écologie chimique, au-delà de l'écologie chimique elle-même.Les résultats de ces bioessais peuvent orienter des recherches dans divers domaines d'étude, notamment la pharmacologie, la biotechnologie et l'écologie évolutive.

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Une technique pour laboratoire estimation de l'efficacité du transfert trophique net de polychlorobiphényles (PCB) chez les poissons piscivores à partir de leur proie est présenté. Afin de maximiser l'applicabilité des résultats de laboratoire sur le terrain, les poissons piscivores doit être nourri poissons proies qui sont généralement consommés dans le domaine.

Laboratoire Estimation des gains en efficience de transfert net trophiques des congénères de PCB dans le lac Trout (<em&gt; Salvelinus namaycush</em&gt;) De sa proie

Ce travail décrit un nouveau protocole pour évaluer l'écotoxicité des polluants, y compris les contaminants émergents tels que les nanomatériaux, en utilisant la bactérie marine Vibrio anguillarum . Cette méthode permet de déterminer la LC 50 , ou la mortalité, la concentration qui entraîne une diminution de 50% de la culture bactérienne, après une exposition de 6 h.

Méthode écotoxicologique avec des bactéries marines<em&gt; Vibrio anguillarum</em&gt; Évaluer la toxicité aiguë des contaminants environnementaux

Nous présentons ici un protocole afin d’examiner les larves activités locomotrices zebrafish et fathead minnow et photomotor réponses (PMR) à l’aide d’un logiciel de suivi automatisé. Lorsque incorporé en commun bioessais de toxicologie, analyses de ces comportements fournissent un outil de diagnostic afin d’examiner la bioactivité chimique. Ce protocole est décrit à l’aide de la caféine, un neurostimulant modèle.

Protocole expérimental pour l’examen des profils de réponse comportementale dans les larves de poissons : Application à la caféine Neuro-stimulant

La santé des poissons sauvages peut être utilisée comme un indicateur de la santé de l’écosystème aquatique. Des évaluations de santé axée sur l’autopsie poisson fournissent une documentation des lésions visibles ou des anomalies, des données utilisées pour calculer les indices de condition ainsi que la possibilité de recueillir des tissus pour évaluation microscopique, l’expression des gènes et autres plus approfondie analyses.

Évaluation de la santé axée sur l’autopsie de poissons sauvages

Nous présentons ici un protocole visant à isoler et de caractériser la structure, puissance olfactive et réaction de composés de phéromones putatifs de la lamproie marine.

L’Identification des phéromones de la lamproie marine à l’aide de fractionnement Bioassay-guidé

Ici, nous décrivons un protocole pour obtenir un extrait de venin brut de l’anémone de mer et détecter son activité hémolytique et phospholipase.

Identification de l’activité hémolytique et phospholipase dans les extraits bruts d’anémones de mer par des essais biologiques simples

Ce travail vise à évaluer et à examiner la procédure d’essai biologique de létalité d’Artemia salina , également identifiée comme test de létalité des artémias. Cette méthode simple et peu coûteuse donne des informations sur la toxicité générale (considérée comme une évaluation préliminaire de la toxicité) des échantillons, à savoir les produits naturels.

Biodosage de létalité à l’aide d’Artemia salina L.

Ici, nous présentons une batterie complète de tests comportementaux, y compris le nouveau réservoir, les bancs et les tests de préférence sociale, pour déterminer efficacement les effets neurotoxiques potentiels des produits chimiques (par exemple, la méthamphétamine et le glyphosate) sur les poissons-zèbres adultes en utilisant un seul réservoir. Cette méthode est pertinente pour la recherche sur la neurotoxicité et l’environnement.

Évaluation de la neurotoxicité chez Danio rerio adulte à l’aide d’une batterie de tests comportementaux dans un seul réservoir

Nous décrivons le flux de travail et l’analyse des données d’un système de criblage pour évaluer la toxicité des composés chimiques en fonction de la réponse au sursaut par vibration de l’embryon de poisson-zèbre. Le système enregistre les mouvements des embryons de poisson-zèbre lorsqu’ils sont exposés à un stimulus vibratoire et permet une évaluation intégrée de la toxicité/létalité générale et de la toxicité neuromusculaire.

Évaluation de la toxicité des produits chimiques à l’aide d’un système de criblage de réaction au sursaut par vibration du poisson-zèbre

L’article propose une nouvelle méthode in vitro pour l’évaluation rapide et sensible de la toxicité et de l’écotoxicité des polluants, basée sur la motilité des hémocytes de Mytilus galloprovincialis . La méthode vise à contribuer au développement d’essais d’exposition toxicologiques et écotoxicologiques plus éthiques et plus sensibles.

Un essai toxicologique et écotoxicologique basé sur la motilité des hémocytes de la moule (Mytilus galloprovincialis)

Découvrez un bioessai utilisant un poisson prédateur modèle pour évaluer l'activité antiprédatrice des métabolites secondaires extraits des tissus d'organismes marins. Cette méthode fournit des preuves expérimentales des rôles écologiques des métabolites.

Un poisson-alimentation Laboratoire dessais biologiques pour évaluer lactivité antiprédatrices des métabolites secondaires dans les tissus dorganismes marins (Vidéo) | JoVE Journal

Un poisson-alimentation Laboratoire d'essais biologiques pour évaluer l'activité antiprédatrices des métabolites secondaires dans les tissus d'organismes marins

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