August 6th, 2015
L’objectif de ce protocole est d’évaluer l’étourdissement myocardique après un arrêt cardioplégique ischémique chez les rongeurs.
L’objectif global de cette procédure est d’évaluer l’étourdissement myocardique qui se produit après un arrêt cardioplégique ischémique chez les rongeurs. Ceci est accompli par la première perfusation rétrograde, un cœur récolté sur une souris adulte. Dans un deuxième temps, un ballonnet est inséré dans le ventricule gauche du cœur et les mesures de contrôle de base sont enregistrées.
L’arrêt cardioplégique hypothermique est alors déclenché pour la période expérimentale appropriée, suivie d’une période de reperfusion. En fin de compte, cette technique peut être utilisée pour surveiller les changements qui se produisent lors de la récupération de la fonction myocardique après une lésion ischémique. Bien que cette méthode puisse donner un aperçu de l’étourdissement myocardique associé à de légères lésions ischémiques chez la souris, elle peut également être appliquée à d’autres mammifères, tels que les rats et deux modèles de lésions sévères d’ischémie et de reperfusion.
En général, les personnes qui ne connaissent pas cette méthode auront du mal car il peut être difficile de canuler rapidement le cœur, ce qui nécessite une préparation stable et reproductible. Pour enlever le cœur, une thoracotomie est pratiquée. La première étape consiste à percer un petit trou juste en dessous du sternum, en prolongeant l’incision sur les côtés de la souris.
Ensuite, découpez rapidement le diaphragme et remontez rapidement les côtés de la cage thoracique. Retournez la cage thoracique comme une coquille pour exposer la cavité thoracique. Ensuite, saisissez doucement le cœur, placez les ciseaux en dessous et retirez l’organe.
Placez le cœur dans un plat de crebs henzel light buffer glacé, ou KHB, et coupez tous les gros morceaux de tissu pulmonaire. Ensuite, pressez doucement le cœur. Tout sang qui apparaît doit indiquer l’extrémité ouverte de l’aorte.
Avant de fixer le cœur, allumez la pompe et confirmez que la pression de perfusion est d’environ 20 millimètres de mercure. Ensuite, utilisez une pince à épiler fine pour ramasser le cœur par l’extrémité ouverte de l’aorte et utilisez une autre pince à épiler fine pour faire glisser le cœur sur la canule du système de perfusion, en maintenant le cœur en place. À l’aide d’un clip à bords doux, fixez temporairement l’aorte à la canule.
Ensuite, utilisez une suture en soie à quatre zéros pour fixer l’aorte à la canule directement sous le clip. En prenant soin de placer l’attache autour de la canule également afin que l’aorte ne se noue pas lors du serrage du nœud. Une fois que l’attache est fermement en place, retirez le clip et utilisez des sutures en soie supplémentaires pour fixer solidement l’aorte à la canule.
Attacher les sutures sous toutes les branches vasculaires provenant de l’aorte qui fuient ou jaillissent en perfuser huit. Au cours des premières étapes de la perfusion, le sang doit s’écouler du cœur et tout l’organe doit prendre une couleur rose tendre Lorsque la canule a été sécurisée, augmentez lentement la pression de profusion et la vitesse de la pompe jusqu’à ce que la pression de profusion atteigne 70 millimètres de mercure. Retirez tout tissu restant encore attaché au cœur.
Coupez ensuite les oreillettes gauches pour créer une ouverture dans le ventricule gauche. Placez maintenant un ballon sur le support et dégonflez-le. Placez ensuite la canule à ballonnet près de la canule aortique directement au-dessus de l’ouverture dans le ventricule gauche, et insérez soigneusement le ballonnet vers le bas dans le ventricule gauche tout en maintenant le cœur en place afin que l’aorte ne se déchire pas.
Une fois le ballon en place, commencez lentement à gonfler le ballon jusqu’à ce que la pression diastolique ventriculaire gauche atteigne environ huit millimètres de mercure. Placez ensuite une sonde de température contre le fond du cœur, de manière à mesurer la température de l’effluent. Pour prendre la mesure de base, scellez le cœur dans une chambre de perfusion à enveloppe d’eau réglée à 37 degrés Celsius avec une perfusion continue de KHB.
Commence ensuite l’enregistrement continu des mesures fonctionnelles d’intérêt à l’aide du système d’acquisition de données approprié. Une fois que l’effluent atteint environ 37 degrés Celsius pendant au moins 15 minutes et que les paramètres fonctionnels cardiaques sont stables, notez l’heure des mesures de référence. Mesurez ensuite le débit coronaire via la collecte de l’effluent coronaire et d’un cylindre gradué.
Au bout d’une minute, fermez la chambre et laissez la température et le fonctionnement revenir aux valeurs de base. Pour amorcer l’arrêt maintenant, ajoutez 100 millilitres de tampon cardioplégique ou CP froid dans un deuxième réservoir et transférez la canule du réservoir KHB dans le réservoir CP. À l’aide de déconnexions rapides de la tubulure, transférez le boîtier à chemise d’eau et le circuit de réchauffement à profusion Du bain d’eau chaude au circulateur réfrigéré, suivez la bulle d’air qui est introduite dans la tubulure de profusion pendant le commutation.
Une fois qu’il entre dans le piège à bulles près du cœur isolé, commencez le chronométrage de la cardioplégie et libérez le tampon pendant deux minutes. Au fur et à mesure que la PC est délivrée et que le cœur se refroidit, la fonction cardiaque diminue et arrête la diastole après la dose initiale. Arrêtez la pompe et maintenez le cœur dans le tampon CP pendant deux heures à environ 20 degrés Celsius, en allumant la pompe toutes les demi-heures pendant une minute pour administrer une autre dose à la fin de la période CPE, transférez la canule du réservoir dans le KHB oxygéné et connectez les circuits de contrôle de la température au circulateur de chauffage.
Allumez ensuite la pompe pour démarrer une reperfusion de 30 minutes en éliminant le tampon CP. Après deux à quatre minutes, la température augmentera et le cœur commencera à battre lentement et à recueillir rythmiquement l’effluent dans un cylindre gradué pendant 30 à 60 secondes à la fois pour obtenir les mesures de débit coronaire appropriées. Ici, les résultats typiques d’une expérience sur une souris montrent que la pression ventriculaire gauche, la dérivée première positive et négative de la pression ventriculaire gauche, ou LVP, et la température sont enregistrées en continu pendant environ trois heures, comme cela vient d’être démontré lors de la reperfusion, une LVP déprimée et une première dérivée positive et négative déprimée de la LVP par rapport à la ligne de base ont été observées ici.
La pression de perfusion LVP et les dérivées premières positive et négative des données LVP de la figure précédente enregistrées sur deux secondes avant et après l’arrêt de la PC ischémique sont indiquées. Démontrer comment des changements dans la LVP et les dérivées premières positive et négative des données LVP sont observés Après l’induction de la cardioplégie après 30 minutes de reperfusion et une diminution d’environ 30 à 40 % de la fonction cardiaque est généralement observée, comme en témoignent les données de pression ventriculaire gauche développée suivies dans ce dernier graphique. Une fois maîtrisé, le cœur peut être prélevé et monté sur l’appareil de perfusion en environ une à deux minutes si cela est correctement effectué.
Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’enlever et de perfuser le cœur d’une souris, de l’arrêt cardioplégique hypothermique qui s’ensuit et de la reperfusion.
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Ce protocole évalue le claudication myocardique suite à une arrêt cardioplégique ischémique chez les rongeurs. Il implique une perfusion rétrograde d'un cœur récolté et le suivi de la récupération de la fonction myocardique après une lésion ischémique.
Reliable modeling of myocardial stunning in murine hearts enables early-stage evaluation of cardiac injury mechanisms relevant to surgical and ischemic contexts. Quantitative assessment of contractile function post-cardioplegic arrest supports predictive confidence in target validation and mechanistic de-risking for cardiovascular drug discovery. This model informs translational continuity from discovery biology to preclinical cardiac safety and efficacy studies.
This murine isolated heart model bridges early discovery and preclinical research by enabling hypothesis-driven testing of cardiac injury and recovery. It provides a platform for lead identification and mechanistic studies in cardiovascular R&D.