Name: Des mesures de haute précision Zinc isotopiques appliquées aux organes de souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 4 s
Description: Découvrez la mesure des rapports isotopiques du zinc dans les organes de souris avec une haute précision. Cette méthode par chromatographie d'échange ionique et spectrométrie de masse permet d'étudier les mécanismes de transport du zinc.

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FM reconnaît le financement de l&#39;ANR par une chaire d&#39;excellence IDEX Sorbonne Paris Cité, l&#39;INSU grâce à une subvention PNP, l&#39;Institut Universitaire de France, ainsi que le programme Labex UniverEarth à la Sorbonne Paris Cité (ANR-10-LabX-0023 et l&#39;ANR -11-IDEX-0005-02). Nous remercions également le financement du Conseil européen de la recherche sous H2020 programme-cadre / ERC convention de subvention N ° 637503 la Communauté européenne (Pristine).

Nota: Les procédures impliquant des animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel de protection des animaux et l&#39;utilisation (IACUC) à l&#39;Université Paris Diderot. 1. Préparation des matériaux <ol><li> Sous-distiller ébullition 1 litre d&#39;acides (HNO 3, HBr) afin de les purifier de l&#39;impureté. </li><li> Nettoyez les béchers et pourboire adaptateur dans un chaud (~ 100 ° C) concentrés HNO 3 bain d&#39;acide pour au moins deux jours. </li><li> Laver les embouts de pipette dans un froid 3 N HNO 3 salles de bain pendant plusieurs jours et rincer individuellement trois fois avec de l&#39;eau déminéralisée. </li></ol> Préparation de l&#39;échantillon 2. <ol><li> Anesthésier les souris par injection intraperitoneale de kétamine et de xylazine. Évaluer l&#39;anesthésie par la méthode orteil de pincement. </li><li> Recueillir le sang par une ponction cardiaque en présence d&#39;héparine dans 1,5 ml tubes. </li><li> Séparer le plasma des globules par centrifugation (10 min, 1500 x g) et transférer le plasma de polypropylene cflacons ryogenic aide des conseils de polypropylène. </li><li> Retirer le reste du sang à partir d&#39;organes en coupant la veine hépatique et l&#39;injection DPBS à travers le cœur. Évaluer la mort de la souris par dislocation cervicale. </li><li> Récolter les organes avec des instruments en acier inoxydable stériles, les libérer de la graisse entourant le cas échéant, et Snap-les congeler dans des flacons cryogéniques en polypropylène. </li></ol> 3. Chemical Purification <ol><li> Tout d&#39;abord, dissoudre les échantillons dans un mélange de ~ 1 ml de concentré (30%) H 2 O 2 et ~ 1 ml de concentré (~ 15 M) HNO 3. Faire toutes ces étapes à l&#39;intérieur d&#39;une hotte. <ol><li> Placer l&#39;ensemble organe d&#39;intérêt dans un bécher de 15 ml en Teflon. Ensuite, ajouter le H 2 O 2 / HNO 3 dans le bêcher 5. Conserver le bêcher ouvert pendant quelques minutes afin d&#39;éviter les éclaboussures dues à la réaction d&#39;oxydation de la matière organique et la libération de CO 2. </li><li> Enfin, mettre le bécher sur une plaque chaude à about 100 ° C pendant une couple d&#39;heures ou jusqu&#39;à ce que la solution est parfaitement clair. </li></ol></li><li> Ouvrez le bécher et sécher la solution sur une plaque chauffante à environ 100 ° C. </li><li> Une fois que l&#39;échantillon est sec, ajouter 1 ml de 1,5 N HBr aux échantillons; fermer le bêcher et laisser dissoudre sur une plaque chaude à 100 ° C pendant une couple d&#39;heures. </li><li> Pendant ce temps préparer les 500 colonnes ul. <ol><li> Ajouter 500 ul de la résine de 200-400 mesh AG1X8 à la colonne et le mettre sur la crémaillère de la colonne avec un bêcher de déchets au-dessous. Laver la résine en alternant: 5 18,2 ml d&#39;eau MQ ⋅ cm, 5 ml de HNO 3 0,5 N, 5 ml d&#39;eau, 5 ml de HNO 3 0,5 N, puis 5 ml d&#39;eau. Conditionner la résine avec 5 ml de 1,5 N HBr. </li></ol></li><li> Retirez les béchers de la plaque chaude et mettez-les dans un bain à ultrasons pendant environ 30 min, puis laissez-les béchers refroidir à température ambiante. </li><li> Une fois que le récipient est refroidi et la résine est lavée, ouvrir le récipient. Mettez l&#39;adaptateur de pointe à til seringue, ajouter une pointe de pipette; pipette de 1 ml de l&#39;échantillon et le charger sur la résine (très lentement afin de ne pas agiter la résine). </li><li> Une fois que tout le liquide passe à travers la colonne, ajouter 5 ml de 1,5 N HBr. </li><li> Une fois les 5 ml de 1,5 N HBr passent à travers la colonne, remplacer le bécher de poubelle avec un chiffon propre 15 ml bécher. </li><li> Ajouter 5 ml de HNO 3 0,5 N 2,5 ml à la fois. A ce stade, le Zn est éluée de la résine. </li><li> Une fois 5 ml de HNO 3 passe à travers la colonne, retirer le bécher et le placer sur une plaque chaude à 100 ° C jusqu&#39;à ce que séché. </li><li> Retirer la colonne de support de la colonne; corbeille de la résine (utiliser une nouvelle résine pour chaque échantillon). </li><li> Une fois que l&#39;échantillon est sec, répéter le protocole avec le même volume d&#39;acides sur une colonne plus petite (100 pi), puis placez-le sur une plaque chaude jusqu&#39;à séché. L&#39;échantillon est maintenant prêt pour la spectrométrie de masse. </li></ol> 4. spectrométrie de masse Mesure <ol><li> Analyser le compo isotopique Znsition sur un spectromètre multi masse à plasma à couplage inductif-collecteur (MC-ICP-MS). <ol><li> Utilisez les paramètres de la machine résumées dans le tableau 1. </li></ol></li><li> Placez les cages de Faraday pour recueillir à la messe (m / z) de 62 Ni, 63 Cu, Zn 64, 65 Cu, Zn 66, 67 et 68 Zn Zn. </li><li> Préparer une solution contenant 500 ppb Zn dans 0,1 M HNO 3 à l&#39;analyse isotopique. </li><li> Analyse de la solution de 500 ppb de Zn à l&#39;aide d&#39;une chambre de pulvérisation associé à un 100 ul / min téflon nébuliseur. Pour chaque échantillon, mesurer 30 balayages (1 bloc de 30 cycles) dans lequel le temps d&#39;intégration de chaque balayage est 8.389 sec. </li><li> Corrigez l&#39;arrière-plan en soustrayant les sur-intensités crête zéro à partir d&#39;une solution à blanc (M HNO 3 de solution à 0,1 utilisé pour re-dissoudre les échantillons). </li><li> Le contrôle et la possible interférence 64 Ni isobare correct en mesurant l&#39;intensité du pic 62 Ni.Supposons que le / 62 64 rapport Ni Ni est naturel (0,2548), cette valeur correcte de la polarisation de la masse instrumentale, puis retirez le 64 Ni sur la masse 64 que: 64 Zn réelle = 64 Zn mesurée - 64 Ni = 64 Zn mesurée - (64 Ni / 62 Ni) naturelle x 62 Ni mesurée. </li><li> Corrigez le biais de masse instrumentale par bracketing chacun des échantillons avec une solution 500 ppb niveau de la norme JMC Lyon Zn (ou un autre standard disponibles comme IRMM-3702). Effectuer le bracketing norme en divisant le 66 Zn / 64 Zn de l&#39;échantillon par la moyenne des 66 Zn / 64 Zn des deux normes mesurées avant et après l&#39;échantillon moins 1 et multiplié par 1.000 (voir l&#39;équation 1). Précision externe typique sur la norme JMC Lyon Zn est de 0,05 permil / uma (2 écart-type, 2 sd). </li></ol>

<ol><li>Marechal, C. N., Telouk, P., Albarede, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Precise+analysis+of+copper+and+zinc+isotopic+compositions+by+plasma-source+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Geology%22%5BJournal%5D)">Precise analysis of copper and zinc isotopic compositions by plasma-source mass spectrometry.</a> Chemical Geology. 156 (1), 251-273 (1999).</li>
<li>Marechal, C. N., Albarede, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ion-exchange+fractionation+of+copper+and+zinc+isotopes%5BTitle%5D)+AND+%22Geochim.+Cosmochim.+Acta%22%5BJournal%5D)">Ion-exchange fractionation of copper and zinc isotopes.</a> Geochim. Cosmochim. Acta. 66 (9), 1499-1509 (2001).</li>
<li>Weiss, D. J., Mason, T. F. D., Zhao, F. J., Kirk, G. J. D., Coles, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isotopic+discrimination+of+zinc+in+higher+plants%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">Isotopic discrimination of zinc in higher plants.</a> New Phytologist. 165 (3), 703-710 (2005).</li>
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<li>Chen, H., Savage, P., Teng, F. Z., Helz, R., Moynier, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zinc+isotope+fractionation+during+magmatic+differentiation+and+the+isotopic+composition+of+the+bulk+Earth%5BTitle%5D)+AND+%22Earth+Planet.+Sci.+Lett%22%5BJournal%5D)">Zinc isotope fractionation during magmatic differentiation and the isotopic composition of the bulk Earth.</a> Earth Planet. Sci. Lett. 369-370, 34-42 (2013).</li>
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<li>Bigeleisen, J., Mayer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calculation+of+equilibrium+constants+for+isotopic+exchange+reactions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Phys%22%5BJournal%5D)">Calculation of equilibrium constants for isotopic exchange reactions.</a> J. Chem. Phys. 15, 261-267 (1947).</li>
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<li>Moynier, F., Dauphas, N., Podosek, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Search+for+70Zn+Anomalies+in+Meteorites%5BTitle%5D)+AND+%22Astrophys.+J%22%5BJournal%5D)">A Search for 70Zn Anomalies in Meteorites.</a> Astrophys. J. 700 (2), L92-L95 (2009).</li>
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<li>Pichat, S., Douchet, C., Albarede, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zinc+isotope+variations+in+deep-sea+carbonates+from+the+eastern+equatorial+Pacific+over+the+last+175+ka%5BTitle%5D)+AND+%22Earth+and+Planetary+Science+Letters%22%5BJournal%5D)">Zinc isotope variations in deep-sea carbonates from the eastern equatorial Pacific over the last 175 ka.</a> Earth and Planetary Science Letters. 210 (1-2), 167-178 (2003).</li>
<li>Moynier, F., Fujii, T., Shaw, A., Le Borgne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneous+of+natural+Zn+isotopes+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Metallomics%22%5BJournal%5D)">Heterogeneous of natural Zn isotopes in mice.</a> Metallomics. 5 (6), 693-699 (2013).</li>
<li>Balter, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bodily+variability+of+zinc+natural+isotope+abundance+in+sheep%5BTitle%5D)+AND+%22Rapid+Com.+Mass.+Spec%22%5BJournal%5D)">Bodily variability of zinc natural isotope abundance in sheep.</a> Rapid Com. Mass. Spec. 24, 605-612 (2010).</li>
<li>Balter, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contrasting+Cu%2C+Fe%2C+and+Zn+isotopic+patterns+in+organs+and+body+fluids+of+mice+and+sheep%2C+with+emphasis+on+cellular+fractionation%5BTitle%5D)+AND+%22Metallomics%22%5BJournal%5D)">Contrasting Cu, Fe, and Zn isotopic patterns in organs and body fluids of mice and sheep, with emphasis on cellular fractionation.</a> Metallomics. 5 (11), 1470-1482 (2010).</li>
<li>Urgast, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zinc+isotope+ratio+imaging+of+rat+brain+thin+sections+from+stable+isotope+tracer+by+LA-MC-ICP-MS%5BTitle%5D)+AND+%22Metallomics%22%5BJournal%5D)">Zinc isotope ratio imaging of rat brain thin sections from stable isotope tracer by LA-MC-ICP-MS.</a> Metallomics. 4, 1057-1063 (2012).</li>
<li>Marin-Carbonne, J., Rollion-Bard, C., Luais, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In-situ+measurements+of+iron+isotopes+by+SIMS%3A+MC-ICP-MS+intercalibration+and+application+to+a+magnetite+crystal+from+the+Gunflint+chert%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Geol%22%5BJournal%5D)">In-situ measurements of iron isotopes by SIMS: MC-ICP-MS intercalibration and application to a magnetite crystal from the Gunflint chert.</a> Chem. Geol. 285 (1-4), 50-61 (2011).</li>
<li>Fietzke, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Boron+isotope+ratio+determination+in+carbonates+via+LA-MC-ICP-MS+using+soda-lime+glass+standards+as+reference+material%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anal.+Atom.+Spec%22%5BJournal%5D)">Boron isotope ratio determination in carbonates via LA-MC-ICP-MS using soda-lime glass standards as reference material.</a> J. Anal. Atom. Spec. 25, 1953-1957 (2010).</li>
</ol>

Les auteurs ont rien à révéler.

La reproductibilité des mesures est évaluée par des analyses répliquées des mêmes échantillons effectuées au cours des différentes sessions d&#39;analyse. Par exemple 6, nous avons reproduit la même roche terrestre 7 fois et nous avons obtenu les résultats présentés dans le Tableau 2. Comme prévu à partir de la théorie de fractionnement isotopique 10 et mesurée dans tout matériel du système solaire jusqu&#39;à présent (par exemple, météorite <s...

La mesure de haute précision (mieux que 100 ppm / unité de masse atomique) zinc composition en isotopes stables n&#39;a été possible pendant environ 15 ans grâce au développement de multi-capteurs plasma source spectromètres de masse et a depuis été essentiellement appliquée dans la Terre et des sciences planétaires. Les applications dans le domaine médical sont nouveaux et ont un fort potentiel en tant que biomarqueurs pour les maladies qui modifient le métabolisme du zinc (par exemple, la maladie d&#39;Alzheimer). Cet article présente une méthode pour mesurer avec une grande précision les ratios des isotopes stables naturels de zinc dans divers organes de la souris. La même chose pourrait être applicable à des échantillons humains. Le procédé comprend la dissolution des organes, la purification chimique de zinc par rapport au reste des atomes, et ensuite l&#39;analyse du rapport isotopique sur un spectromètre de masse. La qualité des mesures isotopiques de Zn est tributaire de la qualité de la purification chimique (pureté de Zn, faible échantillon viergeARED à la quantité de Zn présent dans l&#39;échantillon, le rendement chimique élevée de la procédure) et sur le contrôle de la polarisation instrumentale. La grande pureté de la fraction Zn finale est nécessaire pour enlever les deux interférences isobares et les interférences non isobarique qui créent un effet de matrice. Nucléides isobariques créent des interférences directes (par exemple, 64 Ni). Des interférences isobariques non génèrent l&#39;effet dit &quot;matrice&quot; et modifier la précision des mesures d&#39;analyse en modifiant l&#39;état de l&#39;ionisation par rapport à la norme de zinc pur à laquelle les échantillons sont comparés à une. Un faible vide (&lt;10 ng) indique qu&#39;il n&#39;y a aucune contamination des échantillons par Zn externe qui biaiserait de la composition isotopique mesurée. Comme isotopes Zn peuvent être fractionnés au cours de la Chromatographie d&#39;échange d&#39;ions 2, la collection de tous les atomes de Zn assure qu&#39;aucun fractionnement isotopique se produit, ce qui implique que le procédé chimique doit avoir un rendement complet. Enfin, la correction du fractionnement isotopique instrumentale pendant la mesure de spectrométrie de masse se fait via la méthode &quot;de bracketing standard&quot;. Par conséquent, les principales difficultés pour obtenir des mesures précises sont le contrôle de la contamination externe (c.-bas blanc), la production d&#39;une purification chimique de plein rendement qui est propre de tous les autres atomes ou de molécules, et la correction du fractionnement isotopique instrumentale sur le spectromètre de masse. Dans cet article, nous allons décrire notre protocole analytique pour séparer Zn à partir d&#39;organes de la souris ainsi que les mesures de spectrométrie de masse. L&#39;extraction se fait en utilisant une faible quantité d&#39;acides dilués (HBr / HNO 3 de médias) sur les micro-colonnes (0,5 pi et 0,1 pi) de résine échangeuse d&#39;anions. Il dispose d&#39;un plein rendement et les mesures ont une reproductibilité externe supérieure à 50 ppm sur le rapport Zn 66/64 Zn. Un autre avantage de la méthod est qu&#39;il est très rapide. La méthode est donc très bien adaptée aux sciences médicales, dans lesquels on a besoin d&#39;analyser un grand nombre d&#39;échantillons par rapport aux géosciences, où ces méthodes analytiques ont été développés.

<table><tbody><tr><td>Spectromètre de masse à plasma à couplage inductif</td><td>Thermo-Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Résine échangeuse d’anions AG1 X8 200-400</td><td>Bio-Rad</td><td>140-1443-MSDS</td><td></td></tr><tr><td>Béchers en téflon</td><td>Savillex&nbsp ;</td><td>200-015-12</td><td></td></tr><tr><td>Colonnes en téflon fabriquées sur place en téflon</td><td></td><td></td><td></td> rétractable</tr></tbody></table>

des mesures de haute précision zinc isotopiques appliquées aux organes de souris

High Precision Zinc Isotopic Measurements Applied to Mouse Organs

Nous présentons une procédure pour mesurer avec des ratios d&#39;isotopes de zinc de haute précision dans les organes de souris. Le zinc est composé de cinq isotopes stables (64 Zn, 66 Zn, 67 Zn, Zn 68 et 70 Zn) qui sont fractionnés naturellement entre les organes de souris. Nous montrons d&#39;abord comment dissoudre les différents organes afin de libérer les atomes de Zn; cette étape est réalisée par un mélange de HNO 3 et H 2 O 2. Nous purifions alors les atomes de zinc de tous les autres éléments, notamment des interférences isobariques (par exemple, NI), par chromatographie échangeuse d&#39;anions dans un / HNO moyenne diluée de HBr 3. Ces deux premières étapes sont effectuées dans un laboratoire propre à l&#39;aide de produits chimiques de haute pureté. Enfin, les rapports isotopiques sont mesurées en utilisant un multi-collecteur à couplage inductif plasma spectromètre de masse, en basse résolution. Les échantillons sont injectés en utilisant une chambre de pulvérisation et le fractionnement isotopique induite par le spectromètre de masse est corrected en comparant le rapport des échantillons pour le rapport d&#39;une norme (technique de bracketing standard). Cette procédure typique pleine produit un rapport isotopique avec un 50 ppm (2 sd) reproductibilité.

Dans 1,5 N HBr, les principales espèces de zinc (ZnBr3-) de forme des complexes très forts avec la résine échangeuse d&#39;anions, tandis que la plupart des autres éléments ne interagissent avec la résine. Le zinc est récupéré puis en changeant le milieu de HNO 3 dilué, en changeant la spéciation du Zn à Zn 2+ qui est libéré à partir de la 6,7 de résine. les rapports isotopiques sont en général exprimés en parties par mille déviations par rapport à une norme:...

Nous présentons la technique permettant de mesurer avec une haute précision les rapports isotopiques du zinc dans les organes de souris.

Des mesures de haute précision Zinc isotopiques appliquées aux organes de souris

We present a procedure to measure with high precision zinc isotope ratios in mouse organs. Zinc is composed of 5 stable isotopes (64Zn, 66Zn, 67Zn, 68Zn ...

L'objectif général de cette procédure est de mesurer les rapports isotopiques du zinc dans les organes de souris avec une grande précision. Cette opération s'effectue en dissolvant d'abord les différents organes dans des acides afin de libérer tous les atomes en solution, puis en corrigeant l'aberration. Le matériau sec est ensuite remis en suspension dans du bromure d'hydrogène. La chromatographie par échange d'ions est ensuite utilisée pour purifier le zinc en le séparant de tous les autres éléments de l'échantillon, à l'aide d'une colonne à gravité conditionnée. Le zinc est ensuite élué de la résine à l'aide d'acide nitrique.La dernière étape consiste à mesurer les rapports isotopiques du zinc à l'aide d'un spectromètre de masse à plasma induit à couplage inductif avec collecte multiple. En fin de compte, la composition isotopique est utilisée pour diagnostiquer les maladies qui modifient l'équilibre du zinc dans l'organisme, en mesurant la répartition à l'équilibre des isotopes du zinc dans différents organes. Cette méthode a donc été développée afin de fournir des informations sur la répartition naturelle et les mécanismes de transport du zinc entre les organes de la souris.Il peut être appliqué à tout animal et pourrait éventuellement servir à diagnostiquer des maladies modifiant l'équilibre du zinc entre les organes, comme la maladie d'Alzheimer. Commencez cette procédure par la préparation du matériel et de l'échantillon, comme décrit dans le protocole écrit, afin d'effectuer une purification chimique sous hotte aspirante pour préparer un mélange d'environ un millilitre de peroxyde d'hydrogène à 30 % et d'environ un millilitre d'acide nitrique concentré. Placez l'organe entier d'intérêt dans un bécher en téflon de 15 millilitres.Ensuite, ajoutez le mélange au bécher. Laissez le bécher ouvert pendant quelques minutes afin d'éviter les projections dues à la réaction d'oxydation de la matière organique et au dégagement de dioxyde de carbone. Enfin, placez le bécher sur un chauffe-plaque à environ 100 degrés Celsius pendant quelques heures ou jusqu'à ce que la solution soit parfaitement claire.Ensuite, ouvrez le bécher et faites sécher la solution sur un chauffe-plaque à environ 100 degrés Celsius. Une fois l'échantillon sec, ajoutez un millilitre de bromure d'hydrogène à l'échantillon. Fermez le bécher et laissez dissoudre sur un chauffe-plaque à 100 degrés Celsius pendant quelques heures.Entre-temps, préparez les colonnes de 500 microlitres. Ajoutez 500 microlitres de la résine Ag one x 8 200 400 mesh dans la colonne et placez-la sur le support de colonne avec un bécher poubelle en dessous. Lavez la résine en alternant cinq millilitres d'eau de 18,2 mégohm·cm et cinq millilitres d'acide nitrique 0,5 N deux fois, puis rincez avec cinq millilitres d'eau.Enfin, conditionnez la résine avec cinq millilitres de bromure d'hydrogène. Ensuite, retirez le bécher de la plaque chauffante et placez-le dans un bain ultrasonique. Laissez refroidir le bécher à température ambiante pendant environ 30 minutes. Une fois le bécher refroidi et la résine lavée, ouvrez le bécher.Placer l'adaptateur de pointe sur la seringue et ajouter une pipette. Ensuite, prélever un millilitre de l'échantillon et l'appliquer très lentement sur la résine afin de ne pas perturber la résine. Une fois que tout le liquide est passé à travers la colonne, ajouter cinq millilitres de bromure d'hydrogène.Laisser passer le bromure d'hydrogène à travers la colonne, puis remplacer le bécher à déchets par un bécher propre de 15 millilitres. Ajouter ensuite 5 millilitres d'acide nitrique, 2,5 millilitres à la fois. À ce stade, le zinc est élué de la résine.Une fois que l'acide nitrique a traversé la colonne, retirez le bécher et placez-le sur une plaque chauffante à 100 degrés Celsius jusqu'à dessiccation. Retirez la colonne de son support et jetez la résine. Une fois l'échantillon sec, répétez le protocole avec le même volume d'acides sur une colonne plus petite de 100 microlitres, puis placez-la sur une plaque chauffante jusqu'à dessiccation.L'échantillon est désormais prêt pour la spectrométrie de masse. Analyser la composition isotopique du zinc sur un spectromètre de masse à plasma induit à couplage inductif avec collecteur multiple. Configurer l'appareil en utilisant les paramètres résumés dans le protocole écrit.Positionnez les collecteurs de Faraday pour recueillir au rapport masse/charge du nickel 62, du cuivre 63, du zinc 64, du cuivre 65, du zinc 66, du zinc 67 et du zinc 68. Ensuite, analysez une solution de 500 parties par milliard de zinc dans de l'acide nitrique 0,1 molaire en utilisant une chambre d'aspersion combinée à un nébuliseur en téflon de 100 microlitres par minute. Pour chaque échantillon, effectuez 30 balayages dont le temps d'intégration de chaque balayage est de 8,389 secondes.Corriger le fond en soustrayant des intensités à pic zéro provenant d'une solution témoin blanche, et corriger d'éventuelles interférences isobariques du nickel 64 ISO. En mesurant l'intensité du pic du nickel 62, supposer que le rapport du nickel 64 au nickel 62 est naturel. Corriger cette valeur du biais de masse instrumentale, puis soustraire le nickel 64 à la masse 64 comme décrit dans le protocole textuel ; corriger le biais de masse instrumentale en encadrant chacun des échantillons avec une solution standard de 500 parties par milliard du standard de zinc JMC Leon. Illustré.Voici des résultats typiques obtenus avec cette méthode, présentés sous la forme d'un diagramme à trois isotopes de Delta Zinc 68 en fonction de Delta Zinc 66. Pour différents organes, tous les points se situent sur une droite de pente deux. Cela montre que la fractionnement isotopique est dépendant de la masse et que les organes de souris présentent des compositions isotopiques distinctes.Il est intéressant de noter que les globules rouges et les os présentent un enrichissement en zinc δ⁶⁶ par rapport au sérum, au cerveau et au foie. Cette fractionnation s'explique bien par la distribution à l'équilibre des isotopes entre différents environnements de liaison du zinc dans les divers organes. Après avoir visionné la vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'obtenir des mesures isotopiques précises du zinc dans les organes de souris.N'oubliez pas que la principale difficulté consiste à éviter la contamination de votre échantillon par du zinc externe, et il est essentiel de travailler dans un laboratoire propre et d'utiliser des réactifs chimiques de haute pureté.

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