Name: Une puce microfluidique pour ICPMS Présentation échantillon (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-03-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 16 s
Description: Apprenez à générer des gouttelettes monodisperses pour l'analyse ICPMS à l'aide d'une puce microfluidique en PDMS. Cette méthode permet l'analyse quantitative de cellules uniques avec une consommation d'échantillon réduite.

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Ce travail a été soutenu par le Conseil européen de la recherche (ERC Starting Grant nμLIPIDS, n° 203428) et l’ETH Zurich (numéro de projet : ETH-49 12-2). Les auteurs de ce manuscrit tiennent à remercier Bodo Hattendorf pour son aide avec l’ICP-MS et F. Kurth pour le comptage des cellules. Les auteurs tiennent également à remercier Christoph Bärtschi et Roland Mäder pour leur soutien dans la construction de la configuration mécanique. L’installation de salle blanche FIRST de l’ETH Zurich est récompensée pour son soutien dans le domaine de la microfabrication.

1. SU-8 de fabrication de Maître (Figure 2) REMARQUE: Effectuer la fabrication des moules maîtres SU-8 dans une chambre propre pour prévenir les défauts causés par des particules de poussière. Deux plaquettes sont nécessaires pour la fabrication, une plaquette avec des fonctionnalités microfluidiques et l&#39;autre sans. <ol><li> Préparer les moules de base pour la puce microfluidique. Appliquer d&#39;abord une couche d&#39;adhésion à la plaquette de silicium. <ol><li> Déshydrater une plaquette de silicium pendant 10 minutes à 200 ° C. Refroidir la plaquette à TA et le charger sur un manteau spin coucheuse et de spin avec SU-8 2002 avec le protocole suivant. </li><li> Distribuer environ 3 ml résistent sur la plaquette. </li><li> Faites tourner la plaquette à 500 rpm pendant 10 sec à répandre la résine sur toute la tranche. </li><li> Faites tourner la tranche à 2000 tours par minute pendant 30 secondes pour atteindre une hauteur d&#39;environ 2 résister um. </li></ol></li><li> Enlever l&#39;excès de résister à partir du bord de la plaquette avec un tampon imbibé d&#39;acétone, pour éviterle collage de la plaquette à la plaque chaude dans l&#39;étape suivante. Cuire la plaquette pendant 60 secondes à 95 ° C sur une plaque chauffante. </li><li> Exposer l&#39;ensemble plaquette avec la lumière ultraviolette (80 mJ / cm 2 à 365 nm). Post-cuisson la plaquette pendant 120 secondes à 95 ° C. </li><li> Refroidir la plaquette vers le bas et tourner immédiatement manteau la tranche à nouveau en utilisant le protocole suivant pour SU-8 2050: <ol><li> Faites tourner la plaquette à 100 tours par minute pendant 20 sec (dispense environ 3 ml SU-8 résister lors de cette étape). </li><li> Faites tourner la plaquette à 500 rpm pendant 10 sec à répandre la résine sur toute la tranche. </li><li> Tourner la tranche à 3250 tpm pendant 30 secondes conduisant à une épaisseur de l&#39;ordre de résister à 40 um. </li></ol></li><li> Encore une fois, enlever l&#39;excès de résister depuis le bord de la plaquette avec un tampon imbibé d&#39;acétone et cuisson douce la plaquette sur une plaque chauffante pendant 180 secondes à 65 ° C et pour 360 s à 95 ° C. </li><li> Préparer le photomasque par sticking à un verre sodo-calcique. Voir la figure 3 pour la conception de masque. Utilisation d&#39;un dispositif d&#39;alignement de masque pour exposer la résine photosensible avec une lumière ultraviolette (160 mJ / cm 2, mesurée à 365 nm) à travers le masque disposé. Cuire au four de la tranche exposée à nouveau sur une plaque chaude pendant 60 secondes à 65 ° C et pour 360 s à 95 ° C. </li><li> Après refroidissement à la température ambiante de la plaquette, la plonger dans une boîte de Pétri en verre rempli de révélateur pendant 5 min à développer le résist. Agiter doucement la boîte de Pétri pour enlever non exposée SU-8. Rincer la tranche avec de l&#39;isopropanol et souffler le sécher avec un pistolet d&#39;azote. </li><li> Examiner la plaquette sous un microscope. Dans le cas peu développée résister reste sur les caractéristiques, de développer la tranche à nouveau pendant quelques minutes, comme décrit dans l&#39;étape 1.7. </li><li> Éliminer tout solvant résiduel par cuisson des tranches pendant 2 heures à 200 ° C. Vérifiez la hauteur des caractéristiques avec un profileur de l&#39;étape. En cas la hauteur mesurée diffère de la hauteur désirée commencer par ce protola col nouveau et d&#39;adapter la vitesse d&#39;essorage à l&#39;étape 1.1.4. </li><li> Pour éviter le collage des PDMS à silaniser la plaquette en la plaçant dans un dessiccateur avec 50 ul de 1 H, 1 H, H 2, H 2 -perfluorodecyltrichlorosilane dans une petite capsule de porcelaine. Réduire la pression dans le dessiccateur à 100 mbar et incuber la plaque pendant 12 heures. <ol><li> Pour les parties de PDMS blank silaniser autre tranche de silicium selon la méthode de l&#39;étape 1.10. Pour enregistrer silaniser les deux tranches de temps en même temps dans un seul dessiccateur. </li></ol></li></ol> 2. LADE Chip Fabrication REMARQUE: La puce LADE est faite de deux PDMS pièces qui sont liées ensemble par collage 24. La première partie contient les caractéristiques microfluidiques. L&#39;autre partie est plate et utilisée pour sceller les canaux. Collées ensemble, elles forment la forme ronde nécessaire pour interfacer la puce avec le système de transport des gouttelettes. Ici, la fabrication deles deux parties et leur liaison est décrite. Toutes les étapes du procédé sont présentés dans la figure 4. <ol><li> Préparez 44 g de PDMS par mélange de 40 g de prépolymère avec 4 g du PDMS agent de durcissement (cela se traduira par jusqu&#39;à 6 copeaux). Dégazer les PDMS dans un dessiccateur jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit exempt de bulles (cela prendra environ 20 min). </li><li> Replica moulage des moitiés structurés. <ol><li> Placez la forme de coulée au-dessus de la plaquette et qu&#39;elle se enclenche en place en utilisant les structures de guidage autour de la conception (voir figure 5). Passer le claquement en place pour le PDMS Halve plat. </li><li> Verser environ 3 à 4 g de PDMS dégazé sous la forme de coulée et le placer pendant 6 min sur une plaque chaude à 150 ° C. Refroidir les PDMS durcis sous la forme de coulée et soulevez délicatement la forme de coulée plaquette aide d&#39;une spatule. </li><li> Afin d&#39;éviter toute contamination des canaux microfluidiques couvrir le côté de la puce qui a été précédemment en contact with la plaquette avec du ruban adhésif. Soigneusement couper le ruban le long du bord de la partie pour enlever PDMS PDMS excédentaires. </li></ol></li><li> Pour fabriquer les PDMS plats moitiés Répétez les étapes mentionnées ci-dessus 2.2.1 à 2.2.3 avec la plaquette silanisé vide. </li><li> Peel de la bande et percer des trous de raccordement de fluide dans les moitiés structurées avec un perforateur de biopsie. Protéger les structures avec du ruban pendant le stockage. </li><li> Lier les parties PDMS ensemble par collage à l&#39;aide des PDMS agent 24 de durcissement. <ol><li> Prenez une tranche de silicium non traité et tourner l&#39;enduire de PDMS agent de durcissement pendant 30 secondes à 6000 tours par minute. Prenez la plaquette de la tournette. </li><li> Retirer le ruban de les moitiés structurées et les placer avec les structures tournées vers le bas sur la tranche. Poussez doucement sur le dessus du PDMS pour éliminer les bulles d&#39;air. </li><li> Retirer le ruban de PDMS vierges moitiés. Jetez un Halve structuré de la plaquette et aligner manuellement sur le dessus du PDMS Halve plat. Pressez délicatement laséparer ensemble pour éliminer les bulles d&#39;air et laisser le remède à puce assemblé pendant 24 heures à température ambiante. Ne poussez pas les pièces ensemble avec une force car cela peut causer des canaux se effondrer. </li></ol></li><li> Couper l&#39;extrémité de la puce le long de la ligne de l&#39;indicateur orthogonal au canal de buse avec un couteau pour ouvrir la buse de sortie. Utiliser un dispositif d&#39;alignement pour assurer une coupe droite, qui est nécessaire pour une éjection de liquide directement. Inspectez le circuit sous un microscope pour les défauts dans les canaux microfluidiques et les particules de poussière. Mettez un ruban adhésif sur les trous d&#39;entrée pour protéger les puces pendant le stockage. </li><li> Connectez un flacon de Woulff avec des tubes à une source d&#39;azote sec et de toutes les entrées de la puce LADE. Dépôt 50 pi de 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane au fond de la bouteille de Woulff et fermer. </li><li> Silaniser les canaux microfluidiques par tous les canaux de rinçage pendant 20 minutes avec le courant d&#39;azote portant 1 H, 1 H </em&gt;, H 2, H 2 -perfluorodecyltrichlorosilane à un débit d&#39;environ 1 ml / sec écoulement. Les puces sont prêts pour des expériences et peuvent être stockés pendant au moins plusieurs semaines à la température ambiante. </li></ol> 3. Préparatifs de Système de mesure / Droplet Transport REMARQUE: Construire l&#39;ensemble du système de transport de gouttelettes sur le dessus d&#39;une table optique, car il est nécessaire de construire une structure de support stable pour l&#39;installation. Un schéma de l&#39;ensemble du système de transport de gouttelette est représenté sur la figure 6. <ol><li> Installez un poly cyclonique personnalisé (méthacrylate de méthyle) (PMMA) adaptateur avec un 50 cm tube en acier inoxydable attachés verticalement. Fixer l&#39;adaptateur à une source d&#39;hélium avec un contrôleur de débit massique. Joindre un (haut débit) caméra et une lampe à l&#39;adaptateur sur les sites opposées pour la visualisation gouttelettes. </li><li> Placer une cartouche chauffante dans le milieu du tube en acier et en utilisant le poly (chlorure de vinyle) (PVC) et un tube tubes LegrisConnecteur pour connecter l&#39;extrémité du tube d&#39;acier à l&#39;entrée de la desolvator de la membrane. </li><li> Raccorder la sortie du desolvator avec un autre tube en PVC à un adaptateur à écoulement laminaire qui est reliée directement à l&#39;entrée ICPMS. Branchez l&#39;adaptateur d&#39;écoulement laminaire à une source d&#39;argon avec un contrôleur de débit massique et plus tard l&#39;utiliser pour mélanger Argon pour atteindre un état de fonctionnement stable. </li><li> Alignez l&#39;adaptateur ainsi que le tube d&#39;acier verticale avec un niveau à bulle. Si l&#39;alignement ne est pas exacte, elle peut entraîner des pertes importantes de gouttelettes. Insérez une fiche dans l&#39;adaptateur pour empêcher les gaz se échapper pendant le système temps de préchauffage. </li><li> Lancer flux et appareils utilisant les paramètres du tableau 1 gaz tous les mentionnés ci-dessus. Laisser le système se réchauffer pendant 15 min. La cartouche chauffante doit 2 heures pour stabiliser la température, allumez-le à l&#39;avance. </li><li> Placez les pompes à seringues sur une grille à la hauteur de l&#39;adaptateur d&#39;hélium cyclonique. Gardez la distance entre lepompes à seringue et l&#39;adaptateur le plus court possible. </li></ol> 4. Mesures REMARQUE: Le protocole suivant est écrit d&#39;une manière générale en raison de la variété des solutions et des suspensions qui peuvent être utilisés. Toutefois, les suspensions cellulaires sont dilués à une concentration de &lt;1 x 10 7 cellules / ml, lorsque l&#39;analyse de cellules uniques est réalisée, afin de se assurer que la majorité des gouttelettes effectuer seulement une cellule. Pour des mesures avec des cellules placer les pompes à seringue à un angle de sorte que la sortie des seringues pointe en bas et d&#39;installer la tubulure de manière à ce qu&#39;ils pointent vers le bas. <ol><li> Fixer le tube aux seringues. Charge deux seringues de 5 ml avec le perfluorohexane et une seringue de 1 ml avec une solution d&#39;échantillon ou de la suspension. Retirez toutes les bulles emprisonnées dans les seringues et les tubes. </li><li> Installez les seringues dans une pompe de seringue et de les relier aux entrées de la puce. Démarrez les pompes à seringues en utilisant les paramètres de démarrage deTableau 1 (ou des débits plus élevés). Donner les flux 3-5 min à stabiliser. <ol><li> Retirer l&#39;excès de liquide de la pointe de la puce avec un mouchoir. Les liquides devraient maintenant éjecter de la puce dans un jet droit. Si une éjection rectiligne ne peut être atteint en l&#39;essuyant avec un tissu de remplacer la puce et recommencer avec cette étape. </li></ol></li><li> Retirez le bouchon de l&#39;adaptateur et insérer délicatement la puce dans l&#39;adaptateur. Graisser la puce avec le FC-40 si nécessaire. Une puce peut être utilisée pour au moins 2 heures d&#39;expériences. </li><li> Changer le débit d&#39;être dans les paramètres de mesure recommandées du tableau 1. Débit inférieur de la PFH permet non seulement PFH mais réduit également fond de signal, causés par des interférences isobariques. </li><li> Donnez le système 2-5 min à stabiliser (en fonction des débits choisis). Optimiser les ICPMS pour l&#39;intensité de signal le plus élevé des analytes d&#39;intérêt. <ol><li> Régler successivement les flux de tous les gAses sur les contrôleurs de débit massique (voir les plages recommandées dans le tableau 1) jusqu&#39;à ce que l&#39;intensité maximale du signal des analytes d&#39;intérêt est atteint. Accordez la puissance du plasma et les tensions de lentilles de focalisation (selon les gammes recommandées par le fabricant) sur les ICP-MS de la même façon. </li></ol></li><li> Définissez les ICPMS à un temps de séjour de 10 ms (appliquée pour les ICPMS mêmes utilisés, mais peut être ajustée avec d&#39;autres instruments pour assurer une acquisition en temps résolu). Commencer à enregistrer le signal d&#39;un m / z particulier en utilisant le protocole du fabricant. </li><li> Après la mesure, transférer les données brutes à programme d&#39;analyse de données pour l&#39;évaluation. Bin données, compte tenu en coups par 10 ms, avec un haut-fonction, et l&#39;intrigue valeurs centrales bin résultant contre les chefs d&#39;accusation. Monter chaque pic dans l&#39;histogramme de distribution de fréquence comploté avec une fonction de Gauss. La moyenne et sigma de l&#39;ajustement représentent l&#39;intensité du signal moyen et son écart type, respectivement. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Concept étalonnage <ol><li> Mesurer une solution unique ou une norme multi-éléments contenant le ou les éléments d&#39;intérêt aux mêmes débits que l&#39;échantillon. </li><li> Placez une puce LADE dans une boîte de Pétri sur un microscope. Pour une meilleure qualité d&#39;image utiliser une puce non ronde. Fabriquer cette puce comme décrit dans l&#39;étape 2, mais en utilisant un simple formulaire de coulée rectangulaire au lieu d&#39;une forme partiellement ronde. </li><li> Suivez les étapes 4.1 à 4.2.1 pour lancer la génération de gouttelettes. Définissez les débits aux débits utilisés dans l&#39;étape 5.1. </li><li> Enregistrez les images des gouttelettes aqueuses avec une caméra haute vitesse attaché à un microscope (objectif 20X). Utiliser un logiciel d&#39;analyse d&#39;image comme le morphométrie des gouttelettes et des logiciels de vélocimétrie par Basu 25 pour obtenir le diamètre moyen des gouttelettes à partir des enregistrements. </li><li> Utilisation diamètre de gouttelette moyen de calculer le volume de la gouttelette, en supposant que la gouttelette est un objet sphérique. <ol><li> De ce volume et l&#39;knpropre concentration d&#39;un analyte dans la gouttelette calculer le nombre d&#39;atomes correspondant. Diviser le nombre d&#39;ions mesurées par gouttelettes par le nombre d&#39;atomes d&#39;obtenir l&#39;efficacité de détection. Utiliser cette efficacité de détection pour calculer le nombre d&#39;atomes dans un échantillon inconnu. NOTE: Depuis les variations entre les puces individuelles sont petites 22, il ne est pas nécessaire de répéter la mesure de la taille des gouttelettes pour chaque puce ou une solution si les débits restent les mêmes. Une liste des amplitudes et des fréquences gouttelettes selon les débits spécifiques est publié par Verboket et al. 22. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Todoli, J. -L., Mermet, J. -M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTodoli%2C+J-L+%22Liquid+sample+introduction+in+ICP+spectrometry%3A+A+Practical+Guide%22">Liquid sample introduction in ICP spectrometry: A Practical Guide</a>. , Elsevier. Amsterdam. 10-1016 (2008).</li>
<li>Sutton, K. L., B'Hymer, C., Caruso, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultraviolet+absorbance+and+inductively+coupled+plasma+mass+spectrometric+detection+for+capillary+electrophoresis+-+A+comparison+of+detection+modes+and+interface+designs%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anal.+At.+Spectrom%22%5BJournal%5D)">Ultraviolet absorbance and inductively coupled plasma mass spectrometric detection for capillary electrophoresis - A comparison of detection modes and interface designs.</a> J. Anal. At. Spectrom. 13 (9), 885-891 (1998).</li>
<li>Todoli, J. -L., Mermet, J. -M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sample+introduction+systems+for+the+analysis+of+liquid+microsamples+by+ICP-AES+and+ICP-MS%5BTitle%5D)+AND+%22Spectrochim.+Acta%2C+Part+B%22%5BJournal%5D)">Sample introduction systems for the analysis of liquid microsamples by ICP-AES and ICP-MS.</a> Spectrochim. Acta, Part B. 61 (3), 239-283 (2006).</li>
<li>Olesik, J. W., Hobbs, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monodisperse+dried+microparticulate+injector+-+A+new+tool+for+studying+fundamental+processes+in+inductively-coupled+plasma%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Monodisperse dried microparticulate injector - A new tool for studying fundamental processes in inductively-coupled plasma.</a> Anal. Chem. 66 (20), 3371-3378 (1994).</li>
<li>Gschwind, S., Hagendorfer, H., Frick, D. A., Günther, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+quantification+of+nanoparticles+by+single+droplet+calibration+using+inductively+coupled+plasma+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Mass quantification of nanoparticles by single droplet calibration using inductively coupled plasma mass spectrometry.</a> Anal. Chem. 85 (12), 5875-5883 (2013).</li>
<li>Garcia, C. C., Murtazin, A., Groh, S., Horvatic, V., Niemax, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+single+Au+and+SiO2+nano-+and+microparticles+by+ICP-OES+using+monodisperse+droplets+of+standard+solutions+for+calibration%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anal.+At.+Spectrom%22%5BJournal%5D)">Characterization of single Au and SiO2 nano- and microparticles by ICP-OES using monodisperse droplets of standard solutions for calibration.</a> J. Anal. At. Spectrom. 25 (5), 645-653 (2010).</li>
<li>Shigeta, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sample+introduction+of+single+selenized+yeast+cells+%28Saccharomyces+cerevisiae%29+by+micro+droplet+generation+into+an+ICP-sector+field+mass+spectrometer+for+label-free+detection+of+trace+elements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anal.+At.+Spectrom%22%5BJournal%5D)">Sample introduction of single selenized yeast cells (Saccharomyces cerevisiae) by micro droplet generation into an ICP-sector field mass spectrometer for label-free detection of trace elements.</a> J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 637-645 (2013).</li>
<li>Orlandini v. Niessen, J. O., Schaper, J. N., Petersen, J. H., Bings, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+characterization+of+a+thermal+inkjet-based+aerosol+generator+for+micro-volume+sample+introduction+in+analytical+atomic+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anal.+At.+Spectrom%22%5BJournal%5D)">Development and characterization of a thermal inkjet-based aerosol generator for micro-volume sample introduction in analytical atomic spectrometry.</a> J. Anal. At. Spectrom. 26 (9), 1781-1789 (2011).</li>
<li>Orlandini v. Niessen, J. O., Petersen, J. H., Schaper, J. N., Bings, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+novel+and+conventional+calibration+techniques+for+the+analysis+of+urine+samples+using+plasma+source+mass+spectrometry+combined+with+a+new+dual-drop-on-demand+aerosol+generator%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anal.+At.+Spectrom%22%5BJournal%5D)">Comparison of novel and conventional calibration techniques for the analysis of urine samples using plasma source mass spectrometry combined with a new dual-drop-on-demand aerosol generator.</a> J. Anal. At. Spectrom. 27 (8), 1234-1244 (2012).</li>
<li>Shigeta, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+a+micro-droplet+generator+for+an+ICP-sector+field+mass+spectrometer+-+optimization+and+analytical+characterization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anal.+At.+Spectrom%22%5BJournal%5D)">Application of a micro-droplet generator for an ICP-sector field mass spectrometer - optimization and analytical characterization.</a> J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 646-656 (2013).</li>
<li>Teh, S. -Y., Lin, R., Hung, L. -H., Lee, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Droplet+microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Droplet microfluidics.</a> Lab on a Chip. 8 (2), 198-220 (2008).</li>
<li>Zheng, B., Tice, J. D., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+arrayed+droplets+by+soft+lithography+and+two-phase+fluid+flow%2C+and+application+in+protein+crystallization%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Mater%22%5BJournal%5D)">Formation of arrayed droplets by soft lithography and two-phase fluid flow, and application in protein crystallization.</a> Adv. Mater. 16 (15), 1365-1368 (2004).</li>
<li>Theberge, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+platform+for+combinatorial+synthesis+in+picolitre+droplets%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Microfluidic platform for combinatorial synthesis in picolitre droplets.</a> Lab Chip. 12 (7), 1320-1326 (2012).</li>
<li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoliter+microfluidic+hybrid+method+for+simultaneous+screening+and+optimization+validated+with+crystallization+of+membrane+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Nanoliter microfluidic hybrid method for simultaneous screening and optimization validated with crystallization of membrane proteins.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (51), 19243-19248 (2006).</li>
<li>Zhang, Q., Liu, X., Liu, D., Gai, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultra-small+droplet+generation+via+volatile+component+evaporation%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Ultra-small droplet generation via volatile component evaporation.</a> Lab Chip. 14 (8), 1395-1400 (2014).</li>
<li>Baret, J. C., Beck, Y., Billas-Massobrio, I., Moras, D., Griffiths, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+cell-based+reporter+gene+assays+using+droplet-based+microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Biol%22%5BJournal%5D)">Quantitative cell-based reporter gene assays using droplet-based microfluidics.</a> Chem. Biol. 17 (5), 528-536 (2010).</li>
<li>Brouzes, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Droplet+microfluidic+technology+for+single-cell+high-throughput+screening%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Droplet microfluidic technology for single-cell high-throughput screening.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (34), 14195-14200 (2009).</li>
<li>Pei, J., Li, Q., Lee, M. S., Valaskovic, G. A., Kennedy, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+samples+stored+as+individual+plugs+in+a+capillary+by+electrospray+ionization+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Analysis of samples stored as individual plugs in a capillary by electrospray ionization mass spectrometry.</a> Anal. Chem. 81 (15), 6558-6561 (2009).</li>
<li>Kelly, R. T., Page, J. S., Marginean, I., Tang, K., Smith, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dilution-free+analysis+from+picoliter+droplets+by+nano-electrospray+ionization+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Angew.+Chem.%2C+Int.+Ed%22%5BJournal%5D)">Dilution-free analysis from picoliter droplets by nano-electrospray ionization mass spectrometry.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 48 (37), 6832-6835 (2009).</li>
<li>Küster, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interfacing+droplet+microfluidics+with+matrix-assisted+laser+desorption%2Fionization+mass+spectrometry%3A+label-free+content+analysis+of+single+droplets%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Interfacing droplet microfluidics with matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: label-free content analysis of single droplets.</a> Anal. Chem. 85 (3), 1285-1289 (2013).</li>
<li>Pabst, M., Jefimovs, K., Zenobi, R., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-Resolution+Droplet-Based+Fractionation+of+Nano-LC+Separations+onto+Microarrays+for+MALDI-MS+Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">High-Resolution Droplet-Based Fractionation of Nano-LC Separations onto Microarrays for MALDI-MS Analysis.</a> Analytical Chemistry. 86 (10), 4848-4855 (2014).</li>
<li>Verboket, P. E., Borovinskaya, O., Meyer, N., Günther, D., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+New+Microfluidics-Based+Droplet+Dispenser+for+ICPMS%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">A New Microfluidics-Based Droplet Dispenser for ICPMS.</a> Analytical Chemistry. 86 (12), 6012-6018 (2014).</li>
<li>Ammerman, C. N., You, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+the+boiling+enhancement+mechanism+caused+by+surfactant+addition+to+water%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Heat+Transfer%22%5BJournal%5D)">Determination of the boiling enhancement mechanism caused by surfactant addition to water.</a> J. Heat Transfer. 118 (2), 429-435 (1996).</li>
<li>Samel, B., Chowdhury, M. K., Stemme, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fabrication+of+microfluidic+structures+by+means+of+full-wafer+adhesive+bonding+using+a+poly%28dimethylsiloxane%29+catalyst%5BTitle%5D)+AND+%22J+Micromech+Microeng%22%5BJournal%5D)">The fabrication of microfluidic structures by means of full-wafer adhesive bonding using a poly(dimethylsiloxane) catalyst.</a> J Micromech Microeng. 17 (8), 1710-1714 (2007).</li>
<li>Basu, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Droplet+morphometry+and+velocimetry+%28DMV%29%3A+a+video+processing+software+for+time-resolved%2C+label-free+tracking+of+droplet+parameters%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Droplet morphometry and velocimetry (DMV): a video processing software for time-resolved, label-free tracking of droplet parameters.</a> Lab Chip. 13 (10), 1892-1901 (2013).</li>
<li>Dziewatkoski, M. P., Daniels, L. B., Olesik, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-resolved+inductively+coupled+plasma+mass+spectrometry+measurements+with+individual%2C+monodisperse+drop+sample+introduction%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Time-resolved inductively coupled plasma mass spectrometry measurements with individual, monodisperse drop sample introduction.</a> Anal. Chem. 68 (7), 1101-1109 (1996).</li>
<li>Abate, A. R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+injection+with+microfluidics+using+picoinjectors%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).</li>
<li>Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decompressing+emulsion+droplets+favors+coalescence%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+Lett%22%5BJournal%5D)">Decompressing emulsion droplets favors coalescence.</a> Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501(2008).</li>
<li>Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pillar-induced+droplet+merging+in+microfluidic+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits.</a> Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).</li>
<li>Song, H., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Millisecond+kinetics+on+a+microfluidic+chip+using+nanoliters+of+reagents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents.</a> J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).</li>
<li>Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reactions+in+droplets+in+microflulidic+channels%5BTitle%5D)+AND+%22Angew.+Chem.%2C+Int.+Ed%22%5BJournal%5D)">Reactions in droplets in microflulidic channels.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).</li>
<li>Lombardi, D., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Droplet+microfluidics+with+magnetic+beads%3A+a+new+tool+to+investigate+drug-protein+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Bioanal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions.</a> Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).</li>
<li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compartmentalization+of+chemically+separated+components+into+droplets%5BTitle%5D)+AND+%22Angew.+Chem.%2C+Int.+Ed%22%5BJournal%5D)">Compartmentalization of chemically separated components into droplets.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).</li>
<li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capillary+electrophoresis+separation+in+the+presence+of+an+immiscible+boundary+for+droplet+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis.</a> Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).</li>
<li>Baret, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence-activated+droplet+sorting+%28FADS%29%3A+efficient+microfluidic+cell+sorting+based+on+enzymatic+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity.</a> Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).</li>
<li>Agresti, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrahigh-throughput+screening+in+drop-based+microfluidics+for+directed+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Bien que la fabrication des puces est très sûre, il ya certains points critiques au cours de la fabrication qui requièrent une attention particulière. Tout d&#39;abord, la propreté pendant le montage est très important pour éviter la contamination de la puce par la poussière. La poussière peut bloquer les canaux et prévenir une génération de gouttelettes stable. Deuxièmement, il est particulièrement important que la pointe est coupée orthogonal au canal de buse. L&#39;angle de la coupe influence fortement l&#39;angle d&...

L&#39;analyse élémentaire d&#39;échantillons liquides par couplage inductif spectrométrie de masse à plasma (ICP-MS) est couramment effectué en utilisant des nébuliseurs, en combinaison avec des chambres de pulvérisation en tant que système d&#39;introduction 1. Dans ce système d&#39;introduction de l&#39;échantillon, l&#39;échantillon est pulvérisée par un nébuliseur pour produire un aérosol polydispersé. Une chambre de pulvérisation en aval est utilisé pour filtrer les grosses gouttelettes. Cette méthode est associée à une forte consommation de l&#39;échantillon (&gt; 0,3 ml min -1) 2 et un transport de l&#39;échantillon incomplètes. Ainsi, il devient impossible pour les applications où des volumes d&#39;échantillon ne microlitres sont disponibles, comme dans les études biologiques, légistes, toxicologiques et cliniques 3. Pour réduire la consommation de l&#39;échantillon, nébuliseurs avec des dimensions de buses plus petites ont été développés 3. Cependant, la taille de la buse réduit augmente le risque de colmatage lorsque des échantillons de liquides biologiques non digérés ou des solutions salines concentrées doivent être analysés 3. et al. 4. Les auteurs injecte un liquide dans ICPMS sous la forme de microgouttelettes discrètes, monodisperses qui ont été produites par une micropompe entraîné piézo-électrique. Même si ce système n&#39;a pas trouvé très large application, l&#39;ouverture de la poursuite du développement du concept de l&#39;introduction discrète de gouttelettes dans ICPMS. Aujourd&#39;hui, entraînée piézo-électrique, systèmes qui peuvent produire des gouttelettes de taille de 30, 50, 70 et 100 um et à des fréquences de 100-2,000 Hz distribution, peut être acheté. Les gouttelettes peuvent être transportés dans ICPMS avec près de 100% d&#39;efficacité 5. Ces distributeurs de microgouttelettes ont été appliquées pour mesurer quantitativement nanoparticules simples 5,6 ainsi que la caractérisation des cellules biologiques individuelles 7. Un système similaire basé sur la technologie jet d&#39;encre thermique 8 a été testé pour l&#39;analyse des échantillons biologiques 9. Bien que le disposystèmes gouttelettes d&#39;introduction simples lable sont très efficaces, peut être utilisé pour de petits volumes d&#39;échantillon et sont prometteurs pour l&#39;analyse de nanoparticules et de cellules, ils ont plusieurs limitations. Pour une taille fixe de la buse, la taille des gouttelettes peut varier que légèrement (à moins que des paramètres personnalisés sont utilisées 10). Les modifications des propriétés physiques du liquide (pH, teneur en sel) peuvent modifier les caractéristiques de gouttelettes (taille, vitesse d&#39;injection). En outre, ces dispositifs sont assez coûteux, sujettes à encrassement et sont difficiles à nettoyer. Un autre procédé pour générer des gouttelettes est connu dans le domaine de la microfluidique gouttelettes 11. Au cours des dernières années gouttelettes microfluidique a suscité un intérêt pour les (bio) réactions chimiques 12-15 et pour les études de cellules individuelles 16,17. De plus, cette technique a été appliquée pour l&#39;introduction des échantillons dans la spectrométrie de masse à ionisation par électronébulisation et 18,19 pour la préparation d&#39;échantillons à laser assistée par matrice de désorption / ionization spectrométrie de masse 20,21. Récemment, nous avons introduit un système de microfluidique pour l&#39;échantillon introduction en ICP-MS 22. L&#39;élément clé de notre système d&#39;introduction est le liquide assistée éjection de gouttelettes (LADE) puce. Cette puce se compose entièrement de poly (diméthylsiloxane) (PDMS). Dans le premier canal de jonction se écouler mise au point est utilisé pour générer des gouttelettes monodispersées d&#39;une solution aqueuse de l&#39;échantillon (figure 1). A cet effet, le très volatile (point de 58-60 ° C 23 d&#39;ébullition) et le transporteur non miscible phase de perfluorohexane (PFH) est utilisé (Figure 1). Ces propriétés permettent PFH une génération stable de gouttelettes et l&#39;enlèvement rapide de la phase de la porteuse. Changements dans les propriétés de l&#39;influence échantillon liquide cette méthode de génération moins, par rapport à d&#39;autres générateurs de gouttelettes. La taille des gouttelettes est réglable sur une large gamme en modifiant le taux de la phase aqueuse et le flux PFH. Dans un SECONDAIRE avaly jonction, et plus PFH est ajouté pour augmenter la vitesse d&#39;écoulement à au moins 1 m sec -1. A cette vitesse, le liquide peut être éjecté de la puce dans jet stable et droite (Figure 1) sans destruction de gouttelettes (Figure 1 encadré). Cette conception à double jonction permet de contrôler la stabilité de jet indépendante de la génération de gouttelettes. Les gouttelettes sont transportés vers les ICPMS avec un système de transport sur mesure. Ce système comprend un tube descendant et un desolvator à membrane pour éliminer la PFH. Les résidus secs des gouttelettes aqueuses sont ensuite ionisées dans le plasma de l&#39;ICPMS et un détecteur mesure de masse des ions. La partie avant de la puce est d&#39;assurer une liaison étanche avec le système de transport de gouttelettes en forme de tonneau. L&#39;éjection de l&#39;échantillon aqueux sous forme de gouttelettes dans PFH est bénéfique, parce que le contact avec la buse est évitée. Cela réduit considérablement le risque de bouchage des buses, ce qui peut être un problème lorsque l&#39;on travaille avec des suspensions de cellules ou de codes solutions salines ncentrated. Les puces LADE, fabriqués par PDMS lithographie douce, ne coûtent pas cher (2 coût matériel d&#39;environ $ par puce), jetable et facile à modifier. En combinaison avec la fabrication qui nécessite seulement une petite quantité de travail manuel chaque expérience peut être réalisée avec une nouvelle puce. Par conséquent, un nettoyage laborieux ne est pas nécessaire et la contamination croisée est minimisée. Ici, la fabrication de la puce LADE par lithographie douce et son application pour ICPMS sont décrits. Des exemples de mesures avec une solution aqueuse et une suspension cellulaire sont présentées.

<table><tbody><tr><td>Plaquette de silicium 100 mm</td><td>Si-Mat (Kaufering, Allemagne)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2002</td><td>Microchem Corp. (Massachusetts, États-Unis)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2050</td><td>Microchem Corp. (Massachusetts, États-Unis)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acétone</td><td>Merk VWR (Darmstadt, Allemagne)</td><td>100014</td><td></td></tr><tr><td>MR-developer 600</td><td>Microresist Technology GmbH (Berlin, Allemagne)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Merk VWR (Darmstadt, Allemagne)</td><td>109634</td><td></td></tr><tr><td>1H,1H,2H,2H-perfluorodécyltrichlorosilane</td><td>ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Allemagne)</td><td>AB111155</td><td></td></tr><tr><td>Kit d’élastomère de silicone Sylgard 184 (PDMS)</td><td>Dow Corning (Michigan, États-Unis)</td><td>39100000</td><td></td></tr><tr><td>Perfluorohexane 99</td><td> % Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.)</td><td></td><td></td>281042</tr><tr><td>FC-40</td><td>ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Allemagne)</td><td>AB103511</td><td></td></tr><tr><td>Saline tamponnée au phosphate&nbsp ;</td><td>Life Technologies (Paisley, Royaume-Uni)&nbsp ;</td><td>10010-015</td><td></td></tr><tr><td>Globules rouges dans une solution saline tamponnée au phosphate</td><td>Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvanie, États-Unis)&nbsp ;</td><td>R400-0100</td><td></td></tr><tr><td>Solutions standard mono-éléments Na, Fe</td><td>Inorganic Ventures (Virginie, États-Unis)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solution standard multi-éléments&nbsp ;</td><td>Merck Millipore (Massachusetts, États-Unis)</td><td>IV</td><td></td></tr><tr><td>Acide nitrique</td><td>Sous-bouilli Eau</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ultra-haute pureté</td><td>Merck Millipore (Massachusetts, États-Unis)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plaque chauffante HP 160 III BM</td><td>Sawatec (Sax, Suisse)</td><td></td><td>utilisée pour la préparation de plaquettes</td></tr><tr><td>Modules de centrifugation SM 180 BM</td><td>Sawatec (Sax, Suisse)</td><td></td><td>utilisée pour la préparation de plaquettes</td></tr><tr><td>Masque photo à film haute résolution</td><td>Microlitho (Essex, Royaume-Uni)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Profileur d’étapes Dektak XT advanced</td><td>Bruker&nbsp ; (Massachusetts, États-Unis)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plaque chauffante MR 3002</td><td>Heidolph (Schwabach, Allemagne)</td><td></td><td>utilisée pour le moulage de répliques&nbsp ;</td></tr><tr><td>Perforateur de biopsie 1,5 mm</td><td>Miltex (Pennsylvanie, États-Unis)</td><td>33-31AA/33-31A</td><td></td></tr><tr><td>Coucheuse par centrifugation WS-400 BZ-6NPP/LITE</td><td>Laurell (Pennsylvanie, États-Unis)</td><td></td><td>utilisé pour le collage</td></tr><tr><td>Pousse-seringue neMESYS</td><td>Cetoni (Korbussen, Allemagne)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 1 ml&nbsp ;</td><td>Codan (Lensahn, Allemagne)&nbsp ;</td><td>62.1002</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 5 ml&nbsp ;</td><td>B. Braun (Melsungen, Allemagne)&nbsp ;</td>Tube PTFE <td>4606051V</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ;</td><td>PKM SA (Lyss, Suisse)&nbsp ;</td><td>PTFE-AWG-TFT20. N</td><td></td></tr><tr><td>ICPMS basé à Quadrupole, ELAN6000</td><td>PerkinElmer (Massachusetts, États-Unis)&nbsp ;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Désolvateur membranaire CETAC6000AT+</td><td>CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.)&nbsp ;</td><td></td><td>seule l’unité de désolvateur est utilisée</td></tr><tr><td>Caméra haute vitesse Miro M110</td><td>Vision Research (New Jersey, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Programme d’analyse de données Origin pro</td><td>OriginLab Corp. (Massachusetts, États-Unis)</td><td>version 8.6</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Olympus (Tokyo, Japon)</td><td>IX71</td><td></td></tr></tbody></table>

une puce microfluidique pour icpms présentation échantillon

A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Ce protocole traite de la fabrication et l&#39;utilisation d&#39;un faible coût puce microfluidique jetable système d&#39;introduction d&#39;échantillon pour couplage inductif spectrométrie de masse à plasma (ICP-MS). La puce produit monodisperses gouttelettes d&#39;échantillon aqueux dans perfluorohexane (PFH). La taille et la fréquence des gouttelettes aqueuses peuvent varier dans l&#39;intervalle de 40 à 60 um et de 90 à 7000 Hz, respectivement. Les gouttelettes sont éjectées à partir de la puce avec un deuxième flux de PFH et restent intactes lors de l&#39;éjection. Un système de désolvatation sur mesure supprime la PFH et transporte les gouttelettes dans les ICP-MS. Ici, les signaux très stables avec une étroite répartition de l&#39;intensité peut être mesurée, montrant la monodispersité des gouttelettes. Nous montrons que le système d&#39;introduction peut être utilisé pour déterminer quantitativement le fer dans des cellules individuelles de globules rouges de bovin. Dans l&#39;avenir, les capacités de l&#39;appareil d&#39;introduction peut être facilement étendu par l&#39;intégration de modules microfluidiques supplémentaires.

Le système présenté peut être utilisé pour mesurer de petits volumes de solutions ou de suspensions contenant des cellules ou des nanoparticules. Des exemples d&#39;une mesure d&#39;une solution standard et la caractérisation des cellules individuelles sont montrés ici. D&#39;autres exemples peuvent être trouvés dans Verboket et al. 22. Typiquement, le signal d&#39;une seule goutte d&#39;une solution est un événement très court. Il dure généralement quelques 100 ps 2...

Nous présentons un système d&#39;introduction de l&#39;échantillon des gouttelettes discret pour couplage inductif spectrométrie de masse à plasma (ICP-MS). Il est basé sur une puce microfluidique pas cher et jetable qui génère des gouttelettes hautement monodisperses dans une gamme de taille de 40 à 60 um à des fréquences de 90 à 7000 Hz.

Une puce microfluidique pour ICPMS Présentation échantillon

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

L'objectif général de cette procédure est de générer et d'analyser quantitativement la composition élémentaire de microgouttelettes monodisperses contenant des cellules uniques ou des solutions aqueuses par I-C-P-M-S. Cela est réalisé en premier lieu par la fabrication d'une puce microfluidique utilisant un moulage par réplique avec du PDMS. La deuxième étape consiste à connecter des pompes à seringue à la puce microfluidique.Les pompes fourniront l'échantillon aqueux et la phase porteuse hautement volatile et admissible ou organique, le PFH. Lorsque la pompe à seringue est activée, la puce microfluidique génère des gouttelettes monodispersées de la solution d'échantillon aqueux ou d'une suspension cellulaire par focalisation d'écoulement avec le PFH, puis éjecte ces gouttelettes avec du PFH supplémentaire depuis la puce sous forme de jet liquide. La dernière étape consiste à insérer la puce dans un ensemble de transport composé d'un réchauffeur cartouche qui évapore les gouttelettes et d'un déshydrateur à membrane qui élimine les solvants avant l'ionisation et la détection du contenu des gouttelettes par un I-C-P-M-S.En fin de compte, les signaux enregistrés et une mesure d'étalon

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Une puce microfluidique pour ICPMS Présentation échantillon

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