Name: Lutilisation de Chironomidae (Diptera) Surface-Flottant nymphose exuvies comme un protocole Rapid Bioassessment des plans deau (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Découvrez les techniques de collecte et de traitement des exuvies nymphales flottantes de Chironomidae pour l'évaluation rapide de la qualité des eaux. Cette méthode économique s'applique dans presque tous les environnements aquatiques.

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Financement pour la composition et la publication de ce document a été fourni à travers de multiples subventions et des contrats à Research Group Chironomidae (LC Ferrington, Jr., PI) dans le département d&#39;entomologie à l&#39;Université du Minnesota. Merci à Nathan Roberts pour le partage de photographies de terrain utilisés comme des figures dans la vidéo associée à ce manuscrit.

1. Préparation du terrain Collection Fournitures <ol><li> Déterminer le nombre d&#39;échantillons SFPE qui devraient être recueillies sur la base de la conception de l&#39;étude et acquièrent un pot de l&#39;échantillon (par exemple, 60 ml) pour chaque échantillon. </li><li> Préparer deux étiquettes de date et localité pour chaque pot de l&#39;échantillon. Placer une à l&#39;intérieur et fixer l&#39;autre à l&#39;extérieur du bocal. Assurez-vous que chaque étiquette de la date et de la localité comprend les informations suivantes: pays, état, comté, ville, plan d&#39;eau, coordonnées GPS, la date et le nom de la personne (s) de collecte de l&#39;échantillon. </li><li> Rassemblez d&#39;autres matériaux et de l&#39;équipement (voir le tableau de matériaux spécifiques / Équipement) spécifiques. </li></ol> Collection champ 2. <ol><li> Maintenez un plateau larvaire dans une main et un tamis dans l&#39;autre. Trempez le plateau des larves dans l&#39;eau où SFPE accumuler (par exemple, les accumulations de mousse, des chicots, la végétation émergente, de débris, de retour tourbillons, et le long des bords de la banque) (figure 2A), permettent water, exuvies, et les débris d&#39;entrer dans le bac larvaire, et versez ce matériau à travers le tamis. Si l&#39;échantillonnage dans un système lotique, commence à l&#39;extrémité aval de l&#39;échantillon portée et de travailler en amont (figure 2B). Si l&#39;échantillonnage dans un système lentique, commencera à la côte sous le vent. <ol><li> Répétez l&#39;étape 2.1 pour 10 min (ou qui est définie pour un régime spécifique d&#39;échantillonnage) au sein de chaque portée de l&#39;échantillon pré-défini (généralement 100-200 m pour les échantillons collectés dans les rivières, mais dépend de la surface globale du site de surveillance aquatique); déplacer entre les zones d&#39;accumulation SFPE le cas échéant. </li></ol></li><li> Concentrez débris dans une zone du tamis en utilisant un vaporisateur rempli d&#39;eau à partir du site de l&#39;échantillon et transférer soigneusement échantillon SFPE d&#39;effectuer une pré-étiquetés pot de l&#39;échantillon à l&#39;aide d&#39;une pince et un flux d&#39;éthanol à partir d&#39;une bouteille d&#39;injection. Remplissez pot de l&#39;échantillon avec de l&#39;éthanol. </li><li> Répétez les étapes 2.1 à 2.2 pour tous les échantillons. </li></ol> 3. Cueillette de l&#39;échantillon NOTE: Le reste de ce protocole se rapporte à un sous-échantillon de 300 SFPE et peut-être besoin d&#39;être modifié pour d&#39;autres tailles de sous-échantillon. Voir 9 sous-échantillonnage et la fréquence d&#39;échantillonnage des lignes directrices de Bouchard et Ferrington pour adapter les méthodes de SFPE pour atteindre les objectifs et les ressources spécifiques à une étude. <ol><li> Allouer un flacon de 1 dram pour chaque échantillon SFPE; préparer une étiquette de la date et de la localité de placer à l&#39;intérieur de chaque flacon et remplir le flacon ¾ avec de l&#39;éthanol. </li><li> Retirer le couvercle du pot de l&#39;échantillon correspondant et vérifier exuviae pupe ci-joint. Rincer délicatement le contenu hors du couvercle sur une boîte de Pétri en utilisant un vaporisateur rempli avec de l&#39;éthanol. Localiser et retirer l&#39;étiquette de l&#39;intérieur du pot de l&#39;échantillon en utilisant une pince et rincez délicatement le contenu hors l&#39;étiquette sur la boîte de Pétri. Réglez l&#39;étiquette de côté. </li><li> Transférer le contenu de la fiole d&#39;échantillon dans un bac larvaire, le rinçage avec de l&#39;éthanol pour assurer SFPE pas rester dans le pot de l&#39;échantillon. Transférer une partie de l&#39;exuvie nymphale, Resiraison, et de l&#39;éthanol à partir du bac à la boîte de Pétri. Assurez-vous que l&#39;échantillon est traité dans l&#39;éthanol. </li><li> Placer la boîte de Pétri sous un microscope stéréo. Analyser systématiquement le contenu de la boîte de Pétri pour exuviae chrysalide. Cueillez tous les dépouilles des pupes de la boîte en utilisant une pince et le lieu dans le flacon. Ne pas ramasser des spécimens qui sont cassés (à savoir, ne pas avoir au moins la moitié du céphalothorax et l&#39;abdomen), séché, comprimé ou d&#39;éviter des problèmes d&#39;identification plus tard. NOTE: L&#39;identification des espèces nécessite souvent que l&#39;ensemble du spécimen est présent, bien que dans certains cas, l&#39;identification du niveau de genre peut être possible avec des échantillons partiels. <ol><li> Swirl plat et rechercher les dépouilles supplémentaires pupe, y compris celles qui pourraient être collé sur les côtés du plat, ainsi que d&#39;éventuelles petites et translucides spécimens qui peuvent ne pas avoir être détectée initialement. Répétez jusqu&#39;à ce que deux analyses consécutives ne révèlent aucun exuvie nymphale supplémentaire. </li></ol></li><li> Répétez les étapes 3,3 et3.4 jusqu&#39;à ce que tous ou 300 dépouilles des pupes ont été cueillis. Lorsque 300 dépouilles des pupes ont été cueillis, retourner le résidu de la boîte de Pétri sur le plateau des larves et rincer la boîte de Pétri avec de l&#39;éthanol. Ensuite, transférer le résidu du bac larvaire à l&#39;échantillon pot vide, ajouter la date et la localité étiquette, et de mettre le couvercle sur le pot. Conserver ou éliminer des résidus selon des protocoles spécifiques au projet. </li></ol> 4. Exemple de tri <ol><li> Verser les recueille tous exuviae pupe du flacon marqué dans une boîte de Pétri remplie de suffisamment d&#39;éthanol pour couvrir tout spécimens. </li><li> Sous un microscope stéréo, spécimens séparés en groupes morphologiques distinctes (c.-à-morphotaxons) et placer chaque morphotaxons en flacons étiquetés séparément un remplis 3/4 ème complète avec de l&#39;éthanol. <ol><li> Utiliser caractéristiques morphologiques externes pour séparer chironomes morphotaxons. Par exemple, à partir du céphalothorax, utiliser les différences dans la présence, la taille, la forme etcoloration des tubercules céphaliques, verrues frontaux, soies frontales, et corne thoracique. De l&#39;abdomen, utiliser épines, hookrows, galuchat, soies, et contreforts des segments abdominaux, en plus des lobes anales pour la séparation de morphotaxons (figure 4A). Voir Ferrington, et al. 5, Sæther 26, Pinder et Reiss 27 pour les descriptions et les figures de caractéristiques morphologiques supplémentaires. </li><li> Utiliser de l&#39;éthanol supplémentaire si spécimens commencent à sécher. </li></ol></li></ol> 5. Faites glisser montage <ol><li> Remplir un puits d&#39;une plaque multi-puits pour chaque morphotaxons avec 95% d&#39;éthanol. <ol><li> Placer plusieurs représentations (par exemple, 25% du total) de chaque morphotaxons à coulisseau monté dans des puits individuels de la plaque. Autoriser les spécimens de siéger dans le bien pendant au moins 10 min pour déshydrater suffisamment. </li></ol></li><li> Les marquer avec site approprié, la collecte et informati d&#39;identificationsur (Figure 3). </li><li> Placer la lame sur le microscope stéréo. NOTA: Le modèle de la diapositive enregistrée à l&#39;étape est utile pour le placement uniforme. </li><li> Placer une goutte de Euparal sur la lame; répandre la Euparal de sorte qu&#39;il se rapproche de la taille de la lamelle. Utilisez une ventilation adéquate lorsque vous travaillez avec Euparal. NOTE: Utilisez une ventilation adéquate lorsque vous travaillez avec Euparal. </li><li> Incluez un représentant de la première morphotaxons dans le Euparal aide d&#39;une pince. REMARQUE: Pour annuler un excès d&#39;éthanol à partir de l&#39;échantillon, à l&#39;aide d&#39;une pince, tapotez doucement échantillon sur laboratoire lingettes avant l&#39;enrobage dans Euparal. </li><li> Séparer le céphalothorax de l&#39;abdomen en utilisant une pince à pointe fine et / ou des sondes de dissection (figure 4A). <ol><li> Diviser le long de la suture cephalothorax ecdysial (figure 4B) et ouvrir la cephalothorax sorte que les bords de suture sont sur ​​des côtés opposés (Figure 4C). </li><li> Orientez le cephalothorax de sorte que la face ventrale est orientée vers le haut (figure 4C). </li><li> Placez la face dorsale de l&#39;abdomen jusqu&#39;à; placer immédiatement sous le céphalothorax (figure 4C). </li></ol></li><li> Déposer une lamelle couvre-objet sur le spécimen. Tenez lamelle à un angle, avec un bord de toucher la lame, puis abaissez lentement et déposer la lamelle pour réduire la formation de bulles d&#39;air. Appuyez légèrement sur la lamelle pour aplatir le spécimen. </li><li> Répétez les étapes 5.3 à 5.7 pour tous les spécimens déshydratés. </li></ol> 6. Genre identification <ol><li> Déterminer genre de spécimens de diapositives montées à l&#39;aide d&#39;un microscope composé. Identifier les spécimens au genre en utilisant les touches et les diagnostics en Wiederholm 28 et Ferrington, et al. 5. Si nécessaire, confirmer l&#39;identification du niveau de la famille à l&#39;aide Ferrington, et al. 5. NOTE: Il ya eu de nombreuses descriptions génériques et les révisions depuis Wiederholm 28 et Ferrington,et al. 5, par conséquent, ces touches et les diagnostics sont incomplètes et doivent être complétées avec la littérature primaire. </li></ol>

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<li>Ekrem, T., Willassen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+Tanytarsini+Relationships+%28Diptera%3A+Chironomidae%29+using+Mitochondrial+COII+Gene+Sequences%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Systematics+%26+Evolution%22%5BJournal%5D)">Exploring Tanytarsini Relationships (Diptera: Chironomidae) using Mitochondrial COII Gene Sequences.</a> Insect Systematics & Evolution. 35, 263-276 (2004).</li>
<li>Ekrem, T., Willassen, E., Stur, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Comprehensive+DNA+Sequence+Library+is+Essential+for+Identification+with+DNA+Barcodes%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Phylogenetics+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">A Comprehensive DNA Sequence Library is Essential for Identification with DNA Barcodes.</a> Molecular Phylogenetics and Evolution. 43, 530-542 (2007).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun intérêt financier concurrentes.

Les étapes les plus critiques pour la réussite de la collecte de l&#39;échantillon SFPE, la cueillette, le tri, montage diapositive, et l&#39;identification sont: (1) la localisation des zones de forte accumulation SFPE au sein de la zone d&#39;étude lors de la collecte de terrain (figure 2A); (2) balayer lentement le contenu de la boîte de Pétri pour la détection de tous SFPE pendant échantillon cueillette; (3) développer la dextérité manuelle nécessaire pour disséquer le céphalothorax de l&#39;abdomen...

Programmes de surveillance biologique, qui utilisent des organismes vivants pour évaluer la santé de l&#39;environnement, sont souvent utilisés pour évaluer la qualité de l&#39;eau ou de surveiller le succès des programmes de restauration de l&#39;écosystème. Protocoles d&#39;évaluation biologique rapide (RBP) en utilisant les assemblages de macroinvertébrés benthiques ont été populaire parmi les agences des ressources en eau de l&#39;Etat depuis 1989 1. Les méthodes traditionnelles d&#39;échantillonnage des macroinvertébrés benthiques pour les pratiques commerciales restrictives, telles que l&#39;épuisette, Surber sampler, et Hess sampler 2, peut être Time- , coûteux, et ne peut mesurer les assemblages à partir d&#39;un micro-habitat particulier 3. Un efficace, RBP alternative pour générer des informations biologiques sur une masse d&#39;eau donnée implique la collecte des Chironomidae exuviae pupe flottant en surface (SFPE) 3. Le Chironomidae (Insecta: Diptera), communément connu sous le nom de moucherons piqueurs non, sont les mouches holométaboles, qui surviennent généralement dans les milieux aquatiques avant d&#39;émerger comme des adultes<html> 60, sur la surface de l&#39;eau. La famille de chironomes est riche en espèces, avec environ 5.000 espèces décrites dans le monde entier; Cependant, autant que 20.000 espèces sont estimées à exister 4. Chironomes sont utiles dans la documentation de l&#39;eau et de la qualité de l&#39;habitat dans de nombreux écosystèmes aquatiques en raison de leur grande diversité et le niveau de tolérance de la pollution variables 5. En outre, ils sont souvent les macroinvertébrés benthiques les plus abondantes et généralisées dans les systèmes aquatiques, représente généralement 50% ou plus de l&#39;espèce dans la communauté 5,6. Suite à l&#39;émergence de l&#39;adulte terrestre, le exuviae pupe (jeter la peau pupe) reste flottant à la surface de l&#39;eau (Figure 1). Exuviae pupes accumulent le long des berges ou derrière les obstacles grâce à l&#39;action du vent ou de l&#39;eau courante et peuvent être facilement et rapidement collectés pour donner un échantillon complet des espèces de chironomes qui ont émergé au cours de la précédente 24-48 h 7. ntent &quot;&gt; L&#39;abondance relative et la composition taxonomique des collectées SFPE reflète la qualité de l&#39;eau, étant donné que certaines espèces sont la pollution très tolérante, tandis que d&#39;autres sont très sensibles 5 La méthode SFPE présente de nombreux avantages par rapport aux techniques traditionnelles d&#39;échantillonnage de l&#39;chironomes larvaire y compris:. (1) minimale , le cas échéant, la perturbation de l&#39;habitat se produit à une zone d&#39;échantillonnage; (2) échantillons ne se concentrent pas sur la collecte des organismes vivants, mais plutôt la peau non-vivant, de sorte que la trajectoire de la dynamique de la communauté ne sont pas affectés; (3) l&#39;identification de genre, et souvent des espèces, est relativement facile étant donné les clés et descriptions 3 appropriées; (4) la collecte, le traitement et l&#39;identification des échantillons est efficace et économique par rapport aux méthodes traditionnelles d&#39;échantillonnage 3,8,9; (5) dépouilles accumulées représentent taxons qui sont issus de un large éventail de microhabitats 10; (6) la méthode est applicable dans presque tous les environnements aquatiques, y compris les ruisseaux et les rivières, les estuaires, lakes, les étangs, les piscines de roche, et les zones humides; et (7) SFPE peut-être être un indicateur plus sensible de la santé des écosystèmes, car ils représentent des individus qui ont terminé tous les stades immatures et devenir des adultes 11. La méthode SFPE est pas une nouvelle approche pour recueillir des informations sur les communautés de chironomes. L&#39;utilisation de SFPE a d&#39;abord été suggérée par Thienemann 12 au début des années 1900. Une variété d&#39;études ont utilisé SFPE pour les enquêtes taxonomiques (par exemple, 13-15), de la biodiversité et des études écologiques (par exemple 7,16-19), et des évaluations biologiques (par exemple, 20-22). En outre, certaines études ont abordé différents aspects de la conception de l&#39;échantillon, taille de l&#39;échantillon, et le nombre d&#39;événements d&#39;échantillon requis pour la réalisation de différents niveaux d&#39;espèces ou genres (par exemple, 8,9,23) détection. Ces études indiquent que des pourcentages relativement élevés d&#39;espèces ou genres peuvent être détectés avec effor modéréet ou frais associés à la transformation de l&#39;échantillon. Par exemple, Anderson et Ferrington 8 déterminé que basé sur un sous-échantillon de 100 comte, 1/3 moins de temps a été nécessaire pour prendre des échantillons SFPE rapport à l&#39;épuisette échantillons. Une autre étude a déterminé que les échantillons 3-4 SFPE pourraient être classés et identifiés pour chaque échantillon à l&#39;épuisette et que les échantillons SFPE étaient plus efficaces que les échantillons de l&#39;épuisette à la détection des espèces comme la richesse en espèces ont augmenté de 3. Par exemple, sur les sites avec la richesse en espèces des valeurs de 15-16 espèces, l&#39;efficacité épuisette moyenne était de 45,7%, tandis que les échantillons étaient SFPE 97,8% efficace 3. Surtout, la méthode SFPE a été normalisé dans l&#39;Union européenne 24 (connu sous le nom technique de chironomes pupe exuvies (CPET)) et en Amérique du Nord 25 pour l&#39;évaluation écologique, mais la méthode n&#39;a pas été décrite en détail. Une application de la méthode a été décrite par SFPE Ferrington, et al. <sjusqu&#39;à&gt; 3; Cependant, l&#39;objectif principal de cette étude était d&#39;évaluer l&#39;efficacité, l&#39;efficience et l&#39;économie de la méthode SFPE. Le but de ce travail est de décrire toutes les étapes de la méthode SFPE en détail, y compris la collecte de l&#39;échantillon, le traitement en laboratoire, montage diapositive, et l&#39;identification de genre. Le public cible comprend les étudiants des cycles supérieurs, chercheurs et professionnels intéressés par l&#39;expansion des efforts traditionnels de surveillance de la qualité de l&#39;eau dans leurs études.

<table><tbody><tr><td>Éthanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25309B</td><td>De 70 à 95 %</td></tr><tr><td>Flacons de lavage en plastique</td><td>Fisher Scientific</td><td>0340923B</td><td></td></tr><tr><td>Pot d’échantillon</td><td>Fisher Scientific</td><td>0333510B</td><td>Verre ou plastique, 60 mL recommandé</td></tr><tr><td>Tamis d’essai</td><td>Advantech</td><td>120SS12F</td><td>Maille de 125 microns</td></tr><tr><td>Plateau à larves</td><td>BioQuip</td><td>5524</td><td>Blanc</td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flacons en verre</td><td>Fisher Scientific</td><td>0333926B</td><td>Compte-gouttes</td></tr><tr><td>en plastique</td><td>Thermo Scientific</td><td>1371110</td><td>30 à 35 gouttes/mL</td></tr><tr><td>Pince fine</td><td>BioQuip</td><td>4524</td><td>#5</td></tr><tr><td>Boîte de Pétri</td><td>Carolina</td><td>741158</td><td>Verre ou plastique</td></tr><tr><td>Plaque multipuits</td><td>Thermo Scientific</td><td>144530</td><td></td></tr><tr><td>Microlames en verre</td> ou en plastique <td>Thermo 3010002 scientifique</td><td></td><td>3 x 1 po.</td></tr><tr><td>Couvercles en verre</td><td>Thermo Scientific</td><td>12-519-21G</td><td>Milieu</td></tr><tr><td>de montage Euparal</td> circulaire ou carré<td>BioQuip</td><td>6372B</td><td></td></tr><tr><td>Stylo Pigma</td><td>BioQuip</td><td>1154F</td><td>Sonde noire</td></tr><tr><td></td><td>BioQuip</td><td>4751</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Professionnel&commerce ;</td><td>Référence 34120</td><td></td></tr></tbody></table>

l&#39;utilisation de chironomidae (diptera) surface-flottant nymphose exuvies comme un protocole rapid bioassessment des plans d&#39;eau

Use of Chironomidae (Diptera) Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

Protocoles de bioévaluation rapide en utilisant les assemblages de macroinvertébrés benthiques ont été utilisés avec succès pour évaluer les impacts humains sur la qualité de l&#39;eau. Malheureusement, les méthodes d&#39;échantillonnage traditionnelles benthiques larvaires, comme l&#39;épuisette, peuvent prendre beaucoup de temps et coûteux. Un autre protocole implique la collecte des Chironomidae exuvies de pupe flottant en surface (SFPE). Chironomidae est une famille de mouches (diptères) dont les stades immatures se produire généralement dans des habitats aquatiques riches en espèces. Chironomes adultes émergent de l&#39;eau, laissant leurs peaux de nymphe, ou exuvie, flottant à la surface de l&#39;eau. Exuviae accumulent souvent le long des berges ou derrière les obstructions par action du vent ou de l&#39;eau courante, où ils peuvent être collectées pour évaluer la diversité et la richesse de chironomes. Chironomes peuvent être utilisés comme indicateurs biologiques importants, car certaines espèces sont plus tolérantes à la pollution que d&#39;autres. Par conséquent, la composition d&#39;abondance relative et les espèces d&#39;collectées SFPE reflètechangements dans la qualité de l&#39;eau. Ici, les méthodes associées à la collecte sur le terrain, le traitement en laboratoire, montage diapositive, et l&#39;identification des chironomes SFPE sont décrites en détail. Avantages de la méthode SFPE comprennent une perturbation minimale à une zone d&#39;échantillonnage, la collecte de l&#39;échantillon efficace et économique et de la transformation de laboratoire, la facilité d&#39;identification, d&#39;application dans presque tous les milieux aquatiques, et une mesure potentiellement plus sensibles de stress de l&#39;écosystème. Limitations comprennent l&#39;incapacité de déterminer l&#39;utilisation de micro-habitat larvaire et incapacité à identifier exuvie nymphale aux espèces si elles ne sont pas associées avec des mâles adultes.

La figure 1 illustre le cycle de vie de chironomes; stades immatures (œuf, larve, nymphe) ont généralement lieu dans, ou étroitement associées à un environnement aquatique. À la fin du stade larvaire, la larve construit un abri en forme de tube et se fixe avec des sécrétions de soie au substrat environnante et se transforment en chrysalides. Une fois que l&#39;adulte en développement a mûri, la nymphe se libère et nage à la surface de l&#39;eau où l&#39;adulte peut émerger de la exuviae chrysalide. Le d...

Des protocoles de bioévaluation rapide utilisant des macroinvertébrés benthiques sont souvent utilisés pour surveiller et évaluer la qualité de l’eau. Un protocole efficace implique des collectes d’exuvies nymphles flottant en surface (SFPE). Ici, les techniques de collecte sur le terrain, de traitement en laboratoire, de montage de lames et d’identification des Chironomidae SFPE sont décrites.

L&#39;utilisation de Chironomidae (Diptera) Surface-Flottant nymphose exuvies comme un protocole Rapid Bioassessment des plans d&#39;eau

Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrate assemblages have been successfully used to assess human impacts on water quality. ...

L'objectif général de cette procédure est de décrire les techniques permettant de collecter et de traiter des échantillons de chironomidés, pupes flottant en surface, pour l'évaluation de la qualité de l'eau. Cela est réalisé en premier lieu par la collecte d'échantillons de terrain de Chironomidae provenant de milieux aquatiques. Dans une deuxième étape, un sous-échantillon de 300 spécimens est prélevé à partir de chaque échantillon de terrain, puis les échantillons sont séparés en groupes morphologiques distincts.Dans la dernière étape, plusieurs représentants de chaque groupe sont montés sur des lames de microscope en verre. En fin de compte, les spécimens sont identifiés jusqu'au niveau du genre ou de l'espèce afin d'évaluer les conditions de qualité de l'eau. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que l'échantillonnage traditionnel des macroinvertébrés benthiques, est que la collecte et le traitement des échantillons sont efficaces, économiques et applicables dans presque tous les environnements aquatiques.L'utilisation de cette technique fournit des informations précieuses pour les études de suivi biologique et peut offrir des aperçus sur la manière dont les sites évoluent dans le temps en raison de perturbations, d'événements de pollution ou de changements climatiques. Bien que nous nous concentrions sur la façon dont cette technique peut être utilisée dans un habitat de cours d'eau, elle peut facilement être appliquée à d'autres systèmes aquatiques tels que les rivières, les lacs, les étangs, les marais, les zones humides ou les mares rocheuses. Avant de se rendre sur le terrain, placer une étiquette de date et de localité à l'intérieur et une étiquette à l'extérieur d'un bocal d'échantillonnage pour chaque échantillon à prélever.Ensuite, pour chaque échantillon, tenant une plaque à larves dans une main et un tamis dans l'autre, plongez la plaque à larves dans l'eau où s'accumulent les exsudats pupillaires lorsque l'eau, les exsudats pupillaires et les débris pénètrent dans la plaque à larves ou dans l'échantillon à travers le tamis. Après 10 minutes de collecte, utilisez une bouteille remplie d'eau prélevée sur le site d'échantillonnage pour concentrer tous les débris dans une zone précise du tamis. Puis, à l'aide de pinces et d'un filet d'éthanol, transférez soigneusement les exsudats pupillaires dans le flacon d'échantillonnage préalablement étiqueté et remplissez le flacon d'éthanol.Pour commencer le prélèvement des échantillons, placez l'étiquette indiquant la date et le lieu appropriés dans un tube de Vial pour chaque échantillon d'exsudat pupillaire et remplissez le tube aux trois quarts avec de l'éthanol. Ensuite, retirez le couvercle du bocal correspondant et vérifiez la présence d'un exsudat pupillaire éventuellement fixé sur le couvercle. À l'aide d'une bouteille pulvérisatrice d'éthanol, rincez délicatement le contenu du couvercle dans une boîte de Pétri.Ensuite, retirez l'étiquette de l'intérieur du bocal d'échantillon. Rincez délicatement le contenu de l'étiquette dans la boîte de Pétri et mettez l'étiquette de côté. Transférez ensuite le contenu du bocal dans un plateau blanc pour larves et rincez le bocal avec de l'éthanol afin de s'assurer qu'aucun exsudat pupaire ne reste dans le bocal.Transférez un échantillon du résidu d'exsudat pupal et de l'éthanol depuis la plaque larvaire vers la boîte de Pétri. Veillez à ce que l'échantillon soit entièrement recouvert d'éthanol. Placez ensuite la boîte de Pétri sous un microscope stéréoscopique et examinez-la systématiquement à la recherche des organismes.Ensuite, utilisez une pince pour transférer l'exsudat pupillaire depuis la boîte vers le flacon correspondant approprié. Essayez d'éviter de prélever des exsudats pupillaires rompus ou desséchés afin de prévenir des problèmes d'identification ultérieurs. Lorsque tous les exsudats pupillaires visibles ont été transférés, agitez doucement et examinez la boîte trois fois supplémentaires à la recherche de spécimens supplémentaires, y compris ceux qui pourraient être collés aux parois de la boîte.Lorsque 300 pupes exe ont été sélectionnées, remettez le résidu provenant de la boîte de Pétri dans le plateau larvaire et rincez la boîte de Pétri avec de l'éthanol. Ensuite, transférez le résidu du plateau larvaire dans le bocal d'échantillonnage vide. Ajoutez l'étiquette de date et de localité sur le bocal et placez le couvercle par-dessus le bocal pour trier les échantillons.Verser les spécimens d'exus de l'échantillon provenant du flacon étiqueté dans une boîte de Pétri remplie d'éthanol en quantité suffisante pour recouvrir juste les spécimens. Ensuite, au microscope stéréo, utiliser les caractéristiques morphologiques externes de l'ex de Chiron Pub pour séparer les spécimens en morpho-espèces, puis transférer les différentes morpho-espèces dans des flacons étiquetés séparément. Remplir les flacons aux trois quarts avec de l'éthanol. Par exemple, lors de la classification selon la thaxe ciliaire, utiliser les différences concernant la présence, la taille, la forme et la coloration de la corne thoracique afin de distinguer les spécimens.Pour la classification selon l'abdomen, utilisez les épines, les poils et les éperons des segments abdominaux et du lobe anal afin de distinguer les morphes. Après le tri, remplissez un puits d'une plaque multipuits pour chaque axon de morphe avec de l'éthanol à 95 % et placez plusieurs représentants de chaque taxon morphologique dans des puits individuels de la plaque pendant au moins 10 minutes afin de permettre une dessiccation suffisante. Ensuite, pendant que les échantillons sèchent, étiquetez des lames avec les informations appropriées concernant le lieu de prélèvement et l'identification afin de monter les *people exus*.Fixez avec du ruban adhésif un gabarit de lame sur la platine d'un microscope et placez une lame par-dessus ce gabarit. Ensuite, étalez une goutte de URL sur la lame de manière à ce qu'elle ait approximativement la taille d'une lamelle et utilisez une pince pour tapoter délicatement un axone morphologique représentatif sur un essuie-tout de laboratoire afin d'éliminer tout excès d'éthanol. Incorporez ensuite l'échantillon dans le URL et utilisez une pince à pointe fine et une sonde de dissection pour séparer le sepha thax de l'abdomen.L'aspect le plus difficile de cette procédure consiste à développer la dextérité manuelle nécessaire pour disséquer le thorex céphalique à partir de l'abdomen lors du montage sur lame. Pour garantir la réussite de la dissection, utilisez des pinces à pointe fine ou des sondes de dissection afin de séparer l'exe entre le thorex céphalique et le premier segment abdominal. Comme indiqué, divisez le thorex céphalique le long de la suture esale.Ensuite, ouvrez le thorex céphalique de manière à ce que les bords de la suture se trouvent de part et d'autre, puis orientez-le de façon à ce que la face ventrale soit dirigée vers le haut. Placez l'abdomen avec la face dorsale vers le haut et positionnez-le immédiatement sous le thorex céphalique. Ensuite, tenez une lamelle en biais, un pouce touchant la lame, puis abaissez lentement et laissez tomber la lamelle afin de réduire la formation de bulles d'air.Enfin, appuyez doucement sur la lame couvre-objet pour aplatir l'échantillon et utilisez un microscope composé pour déterminer le genre de l'organisme monté sur la lame. Sur ces graphiques, les courbes d'accumulation taxonomique des échantillons d'excréments d'élèves prélevés dans 16 lacs urbains du Minnesota, afin de déterminer le nombre d'espèces présentes dans chaque lac, sont présentées. Chaque ligne de données représente l'un des lacs, et chaque point de données correspond à un échantillon mensuel prélevé de avril à octobre 2005, ce qui montre que la collecte de quatre échantillons par lac permet de recenser la majorité de la communauté de Chironomidae et de détecter d'importantes variations saisonnières au sein des lacs. Des études de suivi à long terme des chironomes peuvent être utilisées pour évaluer les effets du changement climatique sur les lacs du Minnesota, car les modifications de variables environnementales telles que la profondeur du lac et la concentration en phosphore peuvent influencer le nombre cumulé d'espèces détectées le long d'un gradient de chimies lacustres.En effet, comme le montre ce graphique, le nombre cumulé d'espèces rencontrées augmente avec le rapport entre la concentration moyenne en phosphore et la profondeur moyenne. L'étape la plus critique pour une collecte réussie des exsudats pupillaires consiste à localiser les zones de forte accumulation d'exsudat au sein de la zone d'étude. Lors de la préparation initiale des échantillons en laboratoire, il est important d'examiner lentement le contenu de la boîte de Pétri, car certains spécimens peuvent être faiblement pigmentés et adhérer à la surface de la boîte.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de collecter et de traiter des échantillons de flottaison oculaire de surface pour des projets visant à surveiller et évaluer la qualité de l'eau.

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