Name: Génération et greffage des navires par ingénierie tissulaire dans un modèle de souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-03-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 4 s
Description: Découvrez la génération de greffes vasculaires par ingénierie tissulaire à partir de cellules souches pluripotentes partiellement induites et leur implantation chez la souris. Cette méthode avance la médecine régénérative.

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Effectuer toutes les expériences sur les animaux selon des protocoles approuvés par le Comité institutionnel pour entretien et utilisation des animaux de laboratoire. 1. Préparation de la Culture, des Médias <ol><li> Faire milieux de culture pour la lignée cellulaire de fibroblaste humain CCL-153 F-12K moyen, 10% de sérum bovin fœtal (FBS) et 100 U / ml de pénicilline et de la streptomycine. </li><li> Assurez Reprogrammation médias pour la production de l&#39;IPFPC: le milieu de l&#39;aigle modifiée de Knockout Dulbecco (DMEM) contenant 20% de remplacement Knockout de sérum, 0,1 mM β-mercaptoéthanol, 0,1 mM milieu essentiel minimum (MEM) acides aminés non essentiels, 10 ng / ml de facteur de croissance des fibroblastes de base 2 (bFGF-2) et 100 U / ml de pénicilline et de la streptomycine. Ajouter bFGF-2 fraîchement à chaque fois avant d&#39;utiliser les médias. </li><li> Faire différenciation Media (DM) pour induire des cellules musculaires lisses (SMC) différenciation: α-MEM contenant 10% de FBS, 0,1 mM de facteur de croissance β-mercaptoéthanol, 100 U / pénicilline et de streptomycine et 25 ml ng / ml dérivé des plaquettes(PDGF-ββ). </li><li> Assurez-endothéliale différenciation Media (EC-DM) pour induire des cellules endothéliales (CE) la différenciation: la croissance endothéliale médias 2 (EGM-2) des milieux contenant 50 ng / ml Vascular Endothelial Growth Factor (VEGF) et 100 U / ml de pénicilline et de la streptomycine. </li></ol> 2. reprogrammation des fibroblastes humains en cellules souches pluripotentes induites partiellement (IPFPC) <ol><li> Culture lignée cellulaire de fibroblaste humain CCL-153 à 0,04% de solution de gélatine dans des flacons revêtus de milieu de culture. </li><li> Passage de cellules tous les 3 jours à un rapport de 1: 6. Utilisez cellules avant passage 9 pour une efficacité optimale de la production de l&#39;IPFPC. Cellules sont prêtes pour la transfection en atteignant 80 à 90% de confluence. </li><li> Linéariser pCAG2LMKOSimO plasmidique polycistronique contenant quatre facteurs de reprogrammation octamère-facteur de transcription liant 4 (OCT4), SOX2, facteur Kruppel-like 4 (KLF4) et C-MYC (pCAG-OSKM). Digest 5 ug de plasmide avec 5 unités de l&#39;enzyme de restriction Pvul pendant 3 heures à 37 ° C. Purifierle plasmide avec un kit commercial selon le protocole du fabricant. </li><li> Transfecter 2 x 10 6 fibroblastes humains avec 4 pg de linéarisé pCAG-OSKM plasmide par électroporation avec le kit de fibroblastes dermiques humains (NHDF) de nucléofection selon le protocole du fabricant. Ensemencer en douceur les cellules transfectées sur pré 0,04% de gélatine revêtu flacon T25 contenant 5 ml de pré-chauffé Reprogrammation médias. </li><li> Après 24 h, avec des suppléments changer moyen de 25 ug / ml de néomycine pour sélectionner une population pure de cellules transfectées. </li><li> Changer le milieu tous les deux jours jusqu&#39;à ce jour 4. Remarque: Des fibroblastes humains deviennent IPFPC après 4 jours de reprogrammation. </li></ol> 3. Différenciation de l&#39;IPFPC en endothéliales et les cellules musculaires lisses <ol><li> Seed IPFPC sur les plats collagène IV pré-enduits contenant DM pour quatre jours pour induire la différenciation en SMC. Changer le milieu tous les deux jours jusqu&#39;à ce jour 4. </li><li> Seed IPFPC sur le collagène IV pré-enduits plats contenant endothéliale-DM pour 6 jours pour induire la différenciation en cellules endothéliales. Changer le milieu tous les jours jusqu&#39;au jour 6. </li></ol> 4. décellularisée Aorte Graft Préparation Remarque: Toutes les solutions et les équipements doivent être stériles. <ol><li> Sacrifiez la souris par dislocation cervicale et fixer la souris dans une position couchée dans la dissection microscope. </li><li> Couper à travers le sternum et autour de la cage thoracique pour ouvrir la cavité thoracique. Retirer le cœur, les poumons et de l&#39;œsophage pour exposer l&#39;aorte. Retirez délicatement la graisse péri-aorte avec une pince. </li><li> Couper l&#39;aorte de l&#39;extrémité antérieure avec des ciseaux et tenir doucement la fin avec une pince contondants. Détachez l&#39;aorte de la colonne de la colonne vertébrale derrière par dissection. Fermer soigneusement toutes les artères de branchement de l&#39;aorte par ligature avec un électrocoagulateur bipolaire et la coupe de l&#39;extrémité de la ligature avec des ciseaux. </li><li> Utilisez une seringue de 5 ml pour rincer la lumière de l&#39;aorte avec 3 ml de solution saline contenant 100 U d&#39;héparine pour empêcher la formation de caillots sanguins. </li><li> Coupez l&#39;extrémité postérieure de l&#39;aorte saisi branches dans le rénale. Maintenir l&#39;intégrité de l&#39;aorte est très important au cours de toute la procédure. </li><li> Rincer la lumière de l&#39;aorte avec 5 ml de 0,075% de dodécylsulfate de sodium (SDS) dilué dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS). </li><li> Faire tremper l&#39;aorte thoracique en solution SDS 0,075% dans une boîte de 10 cm de Pétri. Placer la boîte de Pétri sur un agitateur orbital pendant 2 heures à 150 tours par minute à température ambiante. </li><li> Rincer la lumière de l&#39;aorte avec 5 ml de PBS. </li><li> Faire tremper l&#39;aorte dans du PBS dans un plat 10 cm Petri. Placer la boîte de Pétri sur l&#39;agitateur orbital pendant 2 heures à 150 tours par minute à température ambiante. Actualiser PBS toutes les 20 min. </li><li> Rincer la lumière de l&#39;aorte avec 5 ml de PBS. </li><li> Gardez décellularisée greffe de l&#39;aorte dans du PBS à 4 ° C pendant jusqu&#39;à une semaine. </li></ol> 5. Double semis de l&#39;IPFPC et bioréacteur climatisé Remarque: Tous solutions et l&#39;équipement doivent être stériles. Effectuer toutes les opérations dans une hotte de culture de tissu. <ol><li> Assembler le circuit d&#39;écoulement du bioréacteur, comme illustré sur la figure 1. Connecter chambre d&#39;incubation, réservoir à fluide, la pompe péristaltique et la chambre de conformité avec les tubes. Volume minimal de milieu nécessaire pour la circulation est de 40 ml. </li><li> La condition préalable de la cuve décellularisé avec du milieu de culture par trempage de l&#39;aorte dans un milieu de DM dans une boîte de Petri de 10 cm. Placer la boîte de Pétri sur l&#39;agitateur orbital pendant 1 heure à 50 tours par minute à température ambiante. </li><li> Insérer les tubes 1 cm longueur de nylon (OD 0,9 mm, 0,75 mm ID) dans les deux extrémités de l&#39;enceinte sous microscope décellularisé. Attachez le navire et les tubes avec 8-0 sutures de soie. </li><li> Assembler le greffon aortique décellularisé dans la chambre d&#39;incubation en reliant les tubes en nylon avec les orifices d&#39;entrée et de sortie (1/32 &quot;) de tubes de la paroi de la chambre. Maintenir chambre d&#39;incubation avec 5 ml de milieu à chaque fois. </li><li> Trypsiniser IPFPC en ajoutant préchauffétrypsine pour couvrir la boîte de culture et de bercer doucement le plat 10 fois. Jeter la trypsine et de laisser le plat dans l&#39;incubateur pour les 2-3 min. Ajouter milieu de culture préchauffé dans le plat et mélangez le milieu avec les cellules. </li><li> Compter le nombre de cellules en utilisant un hémocytomètre. Centrifugeuse deux aliquotes de suspensions cellulaires contenant 5 x 10 5 cellules chacun pendant 5 minutes à 300 x g. Aspirer le surnageant complètement. </li><li> Après aspiration du surnageant complètement, remettre en suspension une pastille de The Pips culots cellulaires dans 50 pi de DM. Injecter cette suspension de cellules dans la lumière du vaisseau décellularisé. </li><li> Ensuite, remettre en suspension le culot PiPS autre des cellules dans 100 ul de Matrigel. Pipetter prudemment le mélange sur la greffe de l&#39;aorte décellularisée. </li><li> Attendre 10 à 15 min jusqu&#39;à ce que le mélange se transforme en un état de gel et se enroule autour de la surface extérieure de la cuve uniformément. Remplir la chambre d&#39;incubation avec DM. </li><li> Placer l&#39;ensemble dans l&#39;établissement d&#39;un incubateur à CO2 à 5% bioréacteur à 37 ° C. Faire tourner manuellement le greffon décellularisé 90 ° autour de l&#39;axe longitudinal de toutes les demi-heures pendant les 2 premières heures. </li><li> Garder culture statique pendant 12 heures pour permettre l&#39;adhésion cellulaire. </li><li> Délivrer DM à travers la lumière par la pompe péristaltique pour induire la différenciation des cellules des muscles lisses. Lancer débit initial à 5 ​​ml / min et augmentation progressive à 20 ml / min pendant 24 h. </li><li> Gardez le débit moyen de circulation à 20 ml / min pendant 24 heures. </li><li> Arrêter l&#39;écoulement moyen et déplacer le réglage de l&#39;incubateur bioréacteur. </li><li> Re-graines de la lumière de la greffe avec l&#39;IPFPC. Trypsiniser, compter et centrifuger 1 x 10 6 IPFPC comme dans les étapes 5.5 à 5.6. Remettre en suspension les cellules dans 50 ul de milieu EGM-2 contenant 50 ng / ml de VEGF. Injecter le mélange de cellules dans la lumière du greffon. </li><li> Changer le milieu dans la chambre d&#39;incubation et de la circulation de tout le milieu EGM-2 contenant le VEGF 50 ng / ml pour induire la différenciation endothéliale. </li><li> Déplacez le bioréacteur mise revenir à the incubateur. Faites tourner manuellement la greffe 90 ° toutes les 30 min dans les 2 premières heures, puis maintenir une culture statique pendant 12 heures. </li><li> Lancer flux circulant à partir de 5 ml / min et augmentation progressive à 35 ml / min. Gardez le débit à 35 ml / min pendant cinq jours. Changer de circulation et le milieu de la chambre tous les deux jours. </li><li> Récolter la greffe d&#39;ingénierie pour de plus amples greffage souris. </li></ol> 6. Intensification des Double-tête de série IPFPC Graft à des souris <ol><li> Utilisez NOD.CB17-Prkdc SCID / NcrCrl souris mâles que les greffés du navire. Toujours se assurer que les souris sont âgés d&#39;environ 10 semaines, pèsent environ 25 à 35 g, et sont dans de bonnes conditions de santé. </li><li> Anesthetize souris receveuse par administration d&#39;une combinaison d&#39;Hypnorm (25 mg / kg) et Hypnovel® (25 mg / kg) par voie intraperitoneale. Appliquer la vaseline pommade ophtalmique sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. Confirmez anesthésie efficace en se assurant que les souris ont des muscles détendus et respirent régulièrement. <ol><li> Fixer la souris dans une position couchée avec son cou rasé et étendu. Administrer le sulfate d&#39;atropine (1,7 mg / kg) en combinaison avec les anesthésiques pour se assurer que les voies respiratoires de la souris reste claire. </li></ol></li><li> Préparer une incision médiane de la mandibule pour sternum de la souris. Sous un microscope de dissection avec 5 à 10 fois amplification, lever les glandes salivaires droite latéralement et retirer le muscle cleidomastoid droit d&#39;exposer le droit artère carotide commune. </li><li> Retirez délicatement les tissus attachés à mobiliser le droit artère carotide commune de l&#39;extrémité distale vers l&#39;extrémité proximale. Ligaturer la partie centrale de l&#39;artère carotide commune à deux reprises avec une suture de soie 8-0 et disséquer entre les deux traverses. </li><li> Traverser un brassard en nylon tube autoclavable dans chaque extrémité de l&#39;enceinte et fixer chaque extrémité avec des colliers de microhemostat. </li><li> Retirer tie suture à une extrémité et appliquer une goutte de l&#39;héparine (100 U / ml). Immédiatement après, inverser l&#39;extrémité distale du the artère pour couvrir l&#39;ensemble du corps de gaine et fixer le navire inversée avec une suture de soie 8-0 à la manchette. <ol><li> Répéter la même opération à l&#39;autre partie de l&#39;artère. Artère Rincer avec une solution saline pour éliminer les caillots sanguins. </li></ol></li><li> Implanter un greffon de vaisseau décellularisé entre deux extrémités de l&#39;artère carotide par coulissement les extrémités des vaisseaux de la décellularisées sur les poignets de l&#39;artère et le fixant avec des sutures en soie 8-0. Retirer de clamps vasculaires soit se termine avant l&#39;évaluation de la pulsation de la greffe. </li><li> Placez la glande salivaire de retour à sa position initiale. Fermer la peau à l&#39;emplacement chirurgical avec une suture interrompue en utilisant une suture 6-0 de polyglactine. </li><li> Constamment observer les signes vitaux de souris après la procédure est terminée, jusqu&#39;à ce qu&#39;il reprenne conscience. Sacrifiez souris receveuses par dislocation et des vaisseaux de la récolte des greffons col de l&#39;utérus soit 24 h ou trois semaines plus tard pour une analyse ultérieure. </li></ol>

<ol><li>Kurobe, H., Maxfield, M. W., Breuer, C. K., Shinoka, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concise+Review%3A+Tissue-Engineered+Vascular+Grafts+for+Cardiac+Surgery%3A+Past%2C+Present%2C+and+Future%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Concise Review: Tissue-Engineered Vascular Grafts for Cardiac Surgery: Past, Present, and Future.</a> Stem Cells Transl Med. 1 (7), 566-571 (2012).</li>
<li>Jonas, R. A., Freed, M. D., Mayer, J. E. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+follow-up+of+patients+with+synthetic+right+heart+conduits%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Long-term follow-up of patients with synthetic right heart conduits.</a> Circulation. 72, II77-II83 (1985).</li>
<li>Heureux, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technology+insight%3A+the+evolution+of+tissue-engineered+vascular+grafts-from+research+to+clinical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Clin+Pract+Cardiovasc+Med%22%5BJournal%5D)">Technology insight: the evolution of tissue-engineered vascular grafts-from research to clinical practice.</a> Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 4, 389-395 (2007).</li>
<li>Zhang, W. J., Liu, W., Cui, L., Cao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+of+blood+vessel%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering of blood vessel.</a> J Cell Mol Med. 11, 945-957 (2007).</li>
<li>Cearbhaill, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+mesenchymal+stem+cells+to+the+biomechanical+environment+of+the+endothelium+on+a+flexible+tubular+silicone+substrate%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Response of mesenchymal stem cells to the biomechanical environment of the endothelium on a flexible tubular silicone substrate.</a> Biomaterials. 29, 1610-1619 (2008).</li>
<li>Gong, Z., Niklason, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small-diameter+human+vessel+wall+engineered+from+bone+marrow-derived+mesenchymal+stem+cells+%28hMSCs%29%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Small-diameter human vessel wall engineered from bone marrow-derived mesenchymal stem cells (hMSCs).</a> FASEB J. 22, 1635-1648 (2008).</li>
<li>Wong, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Over-expression+of+HSP47+augments+mouse+embryonic+stem+cell+smooth+muscle+differentiation+and+chemotaxis%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Over-expression of HSP47 augments mouse embryonic stem cell smooth muscle differentiation and chemotaxis.</a> PLoS One. 9 (1), e86118(2014).</li>
<li>Park, S. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+differentiation+of+human+pluripotent+stem+cells+into+functional+CD34%2B+progenitor+cells+by+combined+modulation+of+the+MEK%2FERK+and+BMP4+signaling+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Efficient differentiation of human pluripotent stem cells into functional CD34+ progenitor cells by combined modulation of the MEK/ERK and BMP4 signaling pathways.</a> Blood. 116, 5762-5772 (2010).</li>
<li>Samuel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+functionally+competent+and+durable+engineered+blood+vessels+from+human+induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Generation of functionally competent and durable engineered blood vessels from human induced pluripotent stem cells.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 110, 12774-12779 (2013).</li>
<li>Margariti, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reprogramming+of+fibroblasts+into+endothelial+cells+capacble+of+angiogenesis+and+reendothelialization+in+tissue-engineered+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Reprogramming of fibroblasts into endothelial cells capacble of angiogenesis and reendothelialization in tissue-engineered vessels.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 109, 13793-13798 (2012).</li>
<li>Karamariti, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Smooth+muscle+cells+differentiated+from+reprogrammed+embryonic+lung+fibroblasts+through+DKK3+signaling+are+potent+for+tissue+engineering+of+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Smooth muscle cells differentiated from reprogrammed embryonic lung fibroblasts through DKK3 signaling are potent for tissue engineering of vascular grafts.</a> Circ Res. 112, 1433-1443 (2013).</li>
<li>Udelsman, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+an+operator-independent+method+for+seeding+tissue-engineered+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">Development of an operator-independent method for seeding tissue-engineered vascular grafts.</a> Tissue Eng Part C Methods. 17 (7), 731-736 (2011).</li>
<li>Cearbhaill, E. D., Murphy, M., Barry, F., McHugh, P. E., Barron, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior+of+human+mesenchymal+stem+cells+in+fibrin-based+vascular+tissue+engineering+constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Behavior of human mesenchymal stem cells in fibrin-based vascular tissue engineering constructs.</a> Ann Biomed Eng. 38 (3), 649-657 (2010).</li>
<li>Wong, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophages+control+vascular+stem%2Fprogenitor+cell+plasticity+through+tumor+necrosis+factor-%CE%B1-mediated+nuclear+factor-%CE%BAB+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Macrophages control vascular stem/progenitor cell plasticity through tumor necrosis factor-α-mediated nuclear factor-κB activation.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34 (3), 635-643 (2014).</li>
<li>Wong, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sirolimus+stimulates+vascular+stem%2Fprogenitor+cell+migration+and+differentiation+into+smooth+muscle+cells+via+epidermal+growth+factor+receptor%2Fextracellular+signal-regulated+kinase%2F%CE%B2-catenin+signaling+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Sirolimus stimulates vascular stem/progenitor cell migration and differentiation into smooth muscle cells via epidermal growth factor receptor/extracellular signal-regulated kinase/β-catenin signaling pathway.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (10), 2397-2406 (2013).</li>
<li>Lee, J., Cuddihy, M. J., Kotov, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+cell+culture+matrices%3A+State+of+the+art%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional cell culture matrices: State of the art.</a> Tissue Eng Part B Rev. 14, 61-86 (2008).</li>
<li>Hung, H. S., Hsu, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+Advances+of+stem+cell-based+approaches+to+tissue-engineering+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22OA+Tissue+Engineering%22%5BJournal%5D)">Current Advances of stem cell-based approaches to tissue-engineering vascular grafts.</a> OA Tissue Engineering. 1 (1), 2(2013).</li>
<li>Quint, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularized+tissue-engineered+blood+vessel+as+an+arterial+conduit%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Decellularized tissue-engineered blood vessel as an arterial conduit.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 108 (22), 9214-9219 (2011).</li>
<li>Zhang, X., Xu, Y., Thomas, V., Bellis, S. L., Vohra, Y. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+an+antiplatelet+adhesion+layer+on+an+electrospun+scaffold+using+porcine+endothelial+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">Engineering an antiplatelet adhesion layer on an electrospun scaffold using porcine endothelial progenitor cells.</a> J Biomed Mater Res A. 97 (2), 145-151 (2011).</li>
<li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+the+use+of+an+induced+puripotent+stem+cell+sheet+for+the+construction+of+tissue-engineered+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Evaluation of the use of an induced puripotent stem cell sheet for the construction of tissue-engineered vascular grafts.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 143 (3), 696-703 (2012).</li>
<li>Zhao, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+strategy+to+engineer+small-diameter+vascular+grafts+from+marrow-derived+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Artif+Organs%22%5BJournal%5D)">A novel strategy to engineer small-diameter vascular grafts from marrow-derived mesenchymal stem cells.</a> Artif Organs. 36 (1), 93-101 (2012).</li>
<li>Tsai, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+stem+cells+to+neointimal+formation+of+decellularized+vessel+grafts+in+a+novel+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Contribution of stem cells to neointimal formation of decellularized vessel grafts in a novel mouse model.</a> Am J Pathol. 181 (1), 362-373 (2012).</li>
<li>Kasimir, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+different+decellularization+procedures+of+porcine+heart+valves%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Artif+Organs%22%5BJournal%5D)">Comparison of different decellularization procedures of porcine heart valves.</a> Int J Artif Organs. 26 (5), 421-427 (2003).</li>
<li>Stephenson, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Derivation+and+propagation+of+human+embryonic+stem+cell+lines+from+frozen+embryos+in+an+animal+product-free+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Derivation and propagation of human embryonic stem cell lines from frozen embryos in an animal product-free environment.</a> Nature Protocols. 7, 1366-1381 (2012).</li>
<li>Takahashi, K., Okita, K., Nakagawa, M., Yamanaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+pluripotent+stem+cells+from+fibroblast+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Induction of pluripotent stem cells from fibroblast cultures.</a> Nature Protocols. 2, 3081-3089 (2007).</li>
<li>McCall, F. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+infarction+and+intramyocardial+injection+models+in+swine%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine.</a> Nature Protocols. 7, 1479-1496 (2012).</li>
<li>Olausson, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+an+allogeneic+vein+bioengineered+with+autologous+stem+cells%3A+a+proof-of-concept+study%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Transplantation of an allogeneic vein bioengineered with autologous stem cells: a proof-of-concept study.</a> Lancet. 380 (9838), 230-237 (2012).</li>
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Les auteurs ne ont aucun intérêts financiers divergents.

Le protocole actuel indique un son, rapide, stratégie simple, efficace et reproductible dans lesquelles les navires de l&#39;ingénierie tissulaire fonctionnels peuvent être générés en utilisant l&#39;IPFPC à partir de fibroblastes humains. Cette technique représente un outil précieux pour la médecine régénérative, l&#39;ingénierie tissulaire et la thérapie cellulaire potentiellement patient spécifique dans le proche avenir. Des mesures essentielles pour assurer l&#39;efficacité du protocole comprennent la préparation de...

La construction de conduits vasculaires est une stratégie fondamentale pour la réparation chirurgicale des vaisseaux endommagés et les blessés résultant de maladies cardiovasculaires. À ce jour, les matériaux utilisés dans la chirurgie de greffe comprennent les polymères synthétiques biocompatible (polytétrafluoroéthylène [Teflon], polytétrafluoroéthylène expansé [ePTFE; Gore-Tex] ou polyéthylène téréphtalate [Dacron]), allogreffes, tissus autologues (péricarde ou la veine saphène) et une xénogreffes. Alors que les greffes artificiels (par exemple, Gore-Tex et Dacron) sont les plus couramment utilisés, ces matériaux est susceptible de causer de nombreuses complications à court et à long terme qui incluent la sténose, le dépôt de calcium, thrombo-embolisation et les infections. Bien que les patients avec des greffes biologiques présents à une diminution des événements thrombo-emboliques, ils rencontrent encore des limitations comme échec de la greffe secondaire et la durabilité raccourcie en raison de la dégradation de la calcification 2. Par conséquent, malgré des améliorations significatives chirurgicale techniques au cours des années, les chercheurs et les cliniciens sont encore accablés par la nécessité d&#39;identifier le conduit idéal pour les maladies vasculaires. Plus récemment, le domaine de l&#39;ingénierie tissulaire vasculaire de recherche a généré un concept dans lequel les cellules sont incorporées dans des échafaudages biodégradables, avec le but de créer un environnement biomimétique qui incarne un navire fonctionnel pour une greffe réussie. Fondamentalement, le succès des constructions vasculaires dépendent de trois composantes essentielles; cellules qui comprennent l&#39;échafaudage, ce est à dire, une couche interne de cellules endothéliales et une couche de cellules de muscle lisse, un échafaudage contenant la matrice extracellulaire approprié pour fournir des propriétés mécaniques comparables au système vasculaire d&#39;origine, et la signalisation moléculaire / cellulaire qui est nécessaire pour initier / régulation réparation. Longue perméabilité du greffon à long terme et le développement durable des néo-tissus sont fortement tributaires de l&#39;ensemencement des cellules efficace des échafaudages, eereby rendu la décision du type d&#39;une importance critique de la cellule. Plusieurs rapports démontrent l&#39;utilisation de endothéliales matures et les cellules musculaires lisses de diverses sources pour développer conduits de petit diamètre 3-6. Bien que prometteuse, le manque de navires autologues suffisantes pour obtenir endothéliales matures et les cellules musculaires lisses restent un fardeau considérable. Plus récemment, les cellules souches provenant de diverses sources ont été exploitées pour des applications de génie tissulaire vasculaires. Cellules mononucléaires effet, les cellules souches pluripotentes une variété de types de cellules souches, y compris les cellules souches embryonnaires 7, induite (iPSCs) 8,9, Institut 10,11, dérivées de moelle osseuse 12, les cellules souches mésenchymateuses 13, les cellules progénitrices endothéliales et les parois des vaisseaux adultes -derived cellules souches antigène-1 (Sca-1) + cellules souches / progénitrices 14,15 ont tous été démontré être capable de différenciation en cellules endothéliales soit fonctionnel ou musculaires lisses en réponse à des milieux définis etconditions de culture. En outre, la capacité d&#39;auto-renouvellement illimité des cellules souches rendre de meilleurs candidats contrairement endothéliales matures et les cellules musculaires lisses qui ne peut diviser un nombre fini de fois avant de subir arrestation et la sénescence croissance. Le choix du matériel d&#39;échafaudage puissent générer des tissus succès navire conçu pour la greffe dépend de plusieurs facteurs tels que la biocompatibilité, propriétés biomécaniques, et le taux de biodégradation. Fondamentalement, les matériaux utilisés pour créer des échafaudages pour les greffes devrait être biodégradable et ne seront pas monter réponses immunitaires bénéficiaires inutile. En outre, elle doit englober une porosité appropriée pour la fixation et de la microstructure et la survie cellulaire ultérieure. À ce jour, les matériaux les plus couramment utilisés pour les échafaudages en ingénierie tissulaire vasculaire comprennent les polymères d&#39;acide glycolique, acide polylactique, et poly ε-caprolactone 16. Plus récemment, des matériaux biologiques ont décellulariséeségalement été appliquée avec un certain succès. Plusieurs laboratoires ont montré que l&#39;ensemencement des navires porcine humaine décellularisée, canin ou avec des cellules autologues fourni une greffe biologique qui a résisté à la coagulation et l&#39;hyperplasie intimale 17-19. Autres stratégies en génie tissulaire vasculaire comprennent extracellulaires greffes vasculaires base-protéines de la matrice par exemple des cellules d&#39;ensemencement en gel de fibrine et 13 feuilles de cellules générant sans le soutien d&#39;échafaudage 20, 21. Le protocole actuel démontre la différenciation de l&#39;Institut humaine dans l&#39;endothélium fonctionnel et les cellules musculaires lisses, la génération d&#39;un bioréacteur constitué d&#39;un échafaudage de vaisseau décellularisé pour héberger des cellules vasculaires Institut dérivés fonctionnels, et le greffage des vaisseaux de l&#39;ingénierie tissulaire en déficit immunitaire combiné sévère (SCID ) souris. IPFPC sont un type de cellule optimale à utiliser pour l&#39;ingénierie tissulaire des greffes de vaisseaux parce que ces cellules ne forment pas de tumeurs chez la souris ou soulèvent éthique etréponses allo-immunes. En outre, nous avons montré que la stratégie pour générer des cellules musculaires pips-cellules endothéliales et les pépins-lisses est efficace et reproductible 10,11. Par la suite, nous avons conçu un vaisseau décellularisé pour l&#39;ensemencement de cellules vasculaires dérivés de l&#39;Institut pour imiter étroitement les protéines de la matrice qui existent au sein d&#39;un vaisseau natif, améliorant ainsi l&#39;efficacité de greffage et de survie. En outre, la décellularisation des vaisseaux avant IPFPC ensemencement empêche l&#39;apparition de réactions inflammatoires montés par des types de cellules immunitaires telles que les macrophages. Plus important encore, ce protocole ne représente pas seulement une méthodologie pour générer promettant conduits vasculaires pour la traduction dans les humains, mais fournit également des moyens précieux d&#39;étudier et de comprendre les mécanismes moléculaires qui régissent la régénération des tissus vasculaires grâce à des modèles de souris.

<table><tbody><tr><td>Fibroblastes humains CCL-153</td><td>ATCC</td><td>CCL-153</td><td>Fibroblastes embryonnaires humains prénataux</td></tr><tr><td>ATCC F-12K Medium (modification de Kaighn du milieu F-12 de Ham)</td><td>ATCC</td><td>30-2004</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovin Serum</td><td>ATCC</td><td>30-2020</td><td></td></tr><tr><td>Knockout DMEM medium optimisé pour les cellules souches embryonnaires</td><td>Life technologies (Gibco)</td><td>12660-012</td><td></td></tr><tr><td>Technologies de remplacement du sérum knockout</td><td>Life (Invitrogen)</td><td>10828-028</td><td></td></tr><tr><td>Human Basic FGF-2&nbsp ;</td><td>Miltenyi Biotech</td><td>130-093-837</td><td></td></tr><tr><td>alpha-MEM medium</td><td>Life technologies (Invitrogen)</td><td>32571093</td><td></td></tr><tr><td>Humain PDGF</td><td>R& D System</td><td>120-HD-001</td><td></td></tr><tr><td>Solution de gélatine 2 %</td> <td>Sigma</td><td>G1393</td><td></td></tr><tr><td>Plasmide 20866 : pCAG2LMKOSimO (SOX2, OCT4, KLF4, C-MYC)</td><td>Addgene</td><td>20866</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; Enzyme de restriction PvuI</td><td>New England Biolabs</td><td>RO150S</td><td></td></tr><tr><td>SureClean Plus</td><td>Bioline</td><td>BIO-37047</td><td></td></tr><tr><td>Kit de nucelofection (kit NHDF)</td><td>LONZA</td><td>VPD-1001</td><td></td></tr><tr><td>Neomycin</td><td>SIGMA</td><td>G418</td><td></td></tr><tr><td>KL 1500 LCD, Éclairage pour microscopie stéréo</td><td>SCHOTT</td><td>KL 1500 LCD</td><td>Éclairage à lumière froide pour microscopie stéréo</td></tr><tr><td>Nikon Zoom Stéromicroscope SMZ800</td><td>Nikon</td><td>SMZ800</td><td></td></tr><tr><td>Héparine sel de sodium</td><td>Sigma</td><td>H3393</td><td></td></tr><tr><td>10 % SDS Stock Solution Biologie moléculaire</td><td>Réactif Severn Biotech</td><td>CAS 151-21-3</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline</td><td>Sigma</td><td>D8537</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel (10mg/ml)</td><td>BD</td><td>A6661</td><td></td></tr><tr><td>Shaker IKA Vibrax avec plate-forme vibrante VX 7&nbsp ;</td><td>Jepson Bolton’s, Janke& Kunkel</td><td>S32-102</td><td></td></tr><tr><td>Masterflex L/S Entraînement de pompe numérique</td><td>Cole-Parmer</td><td>WZ-07523-80</td><td></td></tr><tr><td>Tête de pompe à 6 canaux et 6 rouleaux Masterflex L/S</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-07519-15</td><td></td></tr><tr><td>Grandes cartouches Masterflex L/S pour tête de pompe</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-07519-75</td><td></td></tr><tr><td>Tube de pompe en silicone durci au platine Masterflex, L/S 14, 25 ft</td><td>Cole-Parmer&nbsp ;</td><td>WZ-96410-14</td><td>Le tube passe par la pompe péristaltique</td></tr><tr><td>0,5 mm de diamètre intérieur, 0,8 mm de diamètre extérieur Le tube en silicone</td><td>SILEX</td><td>N/A</td><td>Les tubes relient la chambre d’incubation, le réservoir de média et la chambre de conformité.</td></tr><tr><td>Raccord Réducteur 0,5 à 1,6, polypropyline naturelle</td><td>Ibidi</td><td>10829</td><td>Adaptateur connecter ci-dessus deux types de tubes</td></tr><tr><td>1/32 » Tube, ID 0,01 » (250&micro ; m) Matériel : PEEK</td><td>LabSmith</td><td>T-132-010P</td><td>Tube à travers la paroi de la chambre d’incubation qui relie le greffon avec le tube extérieur</td></tr><tr><td>Raccords monoblocs&nbsp ;</td><td>LabSmith</td><td>T-132-100</td><td>Fixez les tubes ci-dessus à travers la paroi de la chambre d’incubation</td></tr><tr><td>Tubes en nylon (OD 0,9 mm, ID 0,75 mm)&nbsp ;</td><td>Les tubes Smiths Medical</td><td>N/A</td><td>s’insèrent dans les deux extrémités du NOD du greffon d’aorte</td></tr><tr><td>. CB17-Prkdcscid/NcrCrl</td> souris <td>Charles River</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sutures chirurgicales, 8-0 soie</td><td>ETHICON</td><td>W819</td><td></td></tr><tr><td>Hypnorm</td><td>Vetapharm</td><td>Vm21757/4000</td><td>Neuroleptanalgésique pour souris</td></tr><tr><td>Hypnovel (Midazolam)</td><td>Roche</td><td>59467-70-8</td><td>Induction de l’anesthésie</td></tr><tr><td>Microscope de dissection</td><td>Carl Zeiss</td><td>Stemi 2000</td><td></td></tr><tr><td>Tube en nylon</td><td>Portex LTD</td><td>800/200/100/200</td><td>0,65 mm de diamètre et 1 mm de longueur ; pour fabriquer un ballonnet artériel</td></tr><tr><td>Électrocoagulateur</td><td>Martin&nbsp ;</td><td>SN 54.131</td><td>Ligature des branches artérielles sur l’aorte</td></tr><tr><td>Pince bipolaire micro-hémostatique</td><td>Martin</td><td>80-91-12-04</td><td>Fixation des extrémités des</td></tr><tr><td>vaisseaux Dilatateur de vaisseaux</td><td>S& T</td><td>JFX-7</td><td></td></tr><tr><td>Dilatateur de cuve</td><td>S& T</td><td>JFL-3dZ</td><td></td></tr><tr><td>Dilatateur de cuve</td><td>S& T</td><td>D-5aZ</td><td></td></tr><tr><td>Mini apploir&nbsp ;</td><td>AESCULAP</td><td>FE572K</td><td></td></tr><tr><td>Micro clips d’hémostats</td><td>AESCULAP</td><td>FE720K</td><td></td></tr><tr><td>Sutures chirurgicales, 6-0 VICRYL</td><td>ETHICON</td><td>V489</td><td></td></tr></tbody></table>

génération et greffage des navires par ingénierie tissulaire dans un modèle de souris

Generation and Grafting of Tissue-engineered Vessels in a Mouse Model

La construction de conduits vasculaires est une stratégie fondamentale pour la réparation chirurgicale des vaisseaux endommagés et blessés résultant de maladies cardiovasculaires. Le protocole actuel présente une stratégie efficace et reproductible dans laquelle des greffes de vaisseaux fonctionnels issus de l’ingénierie tissulaire peuvent être générées à l’aide de cellules souches pluripotentes partiellement induites (PiPSC) à partir de fibroblastes humains. Nous avons conçu un bioréacteur d’échafaudage de vaisseaux décellularisés, qui imite étroitement la structure des protéines matricielles et le flux sanguin existant dans un vaisseau natif, pour l’ensemencement de cellules endothéliales PiPSC ou de cellules musculaires lisses avant la greffe chez la souris. Cette approche s’est avérée avantageuse car les souris immunodéficientes greffées avec les greffons dérivés de PiPSC présentaient un taux de survie nettement accru 3 semaines après la chirurgie. Ce protocole représente un outil précieux pour la médecine régénérative, l’ingénierie tissulaire et la thérapie cellulaire potentiellement spécifique au patient dans un avenir proche.

La production réussie de l&#39;Institut a été confirmé 4 jours après nucleofecting fibroblastes humains avec un plasmide linéarisé pCAG2LMKOSimO portant quatre facteurs de transcription, Oct4, Sox2 Klf4 et c-Myc (OSKM). IPFPC affiché un phénotype nettement distincte par rapport aux fibroblastes (figure 2A) et a exprimé les facteurs de reprogrammation au 4 ARNm (figure 2B) et de protéines (figure 2C) 10 niveaux. L&#39;efficacité d&#39;une greffe vasculaire bas...

Ici, nous présentons un protocole pour générer de l&#39;ingénierie tissulaire greffes de vaisseaux qui sont fonctionnels pour le greffage dans des souris en double ensemencement partiellement induite sur les cellules souches pluripotentes (IPFPC) - dérivé des cellules musculaires lisses et l&#39;IPFPC - cellules endothéliales dérivées sur une décellularisée navire échafaudage bioréacteur.

Génération et greffage des navires par ingénierie tissulaire dans un modèle de souris

The construction of vascular conduits is a fundamental strategy for surgical repair of damaged and injured vessels resulting from cardiovascular diseases. ...

L'objectif général de cette procédure est de produire des greffons vasculaires ingénierisés fonctionnels pour la greffe chez la souris. Cette étape est réalisée en reprogrammant d'abord des fibroblastes humains en cellules souches pluripotentes partiellement induites in vitro, capables de se différencier en cellules endothéliales et en cellules musculaires lisses. Une aorte est ensuite prélevée sur une souris sacrifiée et décellularisée à l'aide d'une solution de dodécylsulfate de sodium ou solution SDS afin de préparer les greffons aortiques décellularisés.Ensuite, le circuit d'écoulement du bioréacteur est configuré pour l'ensemencement double de cellules souches pluripotentes partiellement induites. La dernière étape consiste en la greffe du greffon de cellules souches pluripotentes partiellement induites, préalablement ensemencé deux fois, chez des souris. Enfin, l'analyse des taux de mortalité chez les souris trois semaines après la greffe permet de démontrer le fonctionnement des greffons vasculaires conçus par génie tissulaire.Les implications de cette technique s'étendent vers le traitement des maladies cardiovasculaires, car il a été démontré qu'elle permet de générer effi

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Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Nous décrivons une technique dans laquelle une section de l'aorte abdominale d'une souris est transplanté orthotopique juste au-dessous des artères rénales dans un receveur allogène ou syngéniques. Cette technique peut être utile dans les études où la transplantation de grandes artères de taille uniforme est jugée avantageuse.

Transplantation orthotopique aortique chez la souris pour l&#39;étude des maladies vasculaires

Nous décrivons les protocoles de nos arteriosclerois de greffe de souris (GA) des modèles qui impliquent interposition d'un segment de vaisseau de la souris sur un receveur de la même souche consanguine. Par rétrocroisant changements génétiques dans le donneur de navire, le modèle permet d'évaluer l'effet de gènes spécifiques sur GA.

Les modèles de souris pour l&#39;artériosclérose Graft

Le modèle de transplantation cardiaque col de l'utérus de souris est bien adapté pour immunologique ainsi que des études de lésions d'ischémie reperfusion. Nous avons modifié la procédure en utilisant une technique de manchette non-suture et effectué plus de 1.000 transplantations réussies avec cette approche.  Ici, nous fournissons des détails supplémentaires de cette technique pour compléter la vidéo.

Murin col de l&#39;utérus Cœur, la transplantation en utilisant une technique de modification de manchette

Pour améliorer notre connaissance de la formation néo-tissu cellulaire et moléculaire, un modèle murin de la TEVG a été récemment mis au point. Les greffons ont été implantés en sous-rénaux des greffes de la veine cave d'interposition de souris C57BL / 6. Ce modèle permet d'obtenir des résultats similaires à ceux obtenus dans notre étude clinique, mais sur un temps bien sûr beaucoup plus courte.

Implantation de veine cave inférieure interposition de greffe en modèle de souris

Un protocole étape par étape pour le placement inter-position des navires de l'ingénierie tissulaire (de TeV) dans l'artère carotide d'un mouton en utilisant une anastomose de bout en bout et l'évaluation numérique en temps réel in vivo jusqu'au sacrifice des animaux.

Technique chirurgicale pour l&#39;implantation de l&#39;ingénierie tissulaire vasculaires greffes et suivantes<em&gt; In Vivo</em&gt; Surveillance

Pour étudier l’allotransplantation combinée d’organe solide et de composite vascularisé, nous décrivons un nouveau modèle hétérotopique de paroi thoracique, de thymus et de transplantation cardiaque en bloc chez la souris en utilisant une technique de brassard cervical sans suture.

A Novel Microsurgical Modèle pour Heterotopic, en bloc de la paroi thoracique, Thymus, et Transplantation cardiaque chez la souris

Nous présentons un modèle d’aortique transplantation orthotopique utilisant la technique de la manche chez les souris. C’est une méthode très rapide d’anastomose, qui peut être utilisée dans les études des maladies vasculaires.

Utilisant la Technique de la manche dans un modèle murin de la greffe aortique - une vidéo d’instruction

Sténose de la greffe constitue un obstacle critique en remplacement de tissu conçu des voies respiratoires. Afin d’étudier les mécanismes cellulaires qui sous‑tendent la sténose, nous utilisons un modèle murin de remplacement trachéale tissu machiné avec ensemencé la moelle osseuse des cellules mononucléaires (BM-MNC). Ici, nous détaillons notre protocole, y compris la fabrication d’échafaudages, BM-MNC isolement, semis de la greffe et l’implantation.

Ensemencement et Implantation d’un greffon biosynthétique de trachéale tissulaire dans un modèle murin

Les modèles de transplantation cardiaque de souris représentent des outils de recherche précieux pour étudier l’immunologie de la transplantation. Le présent protocole détaille la transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris qui implique la mise en place de brassards sur l’artère carotide commune du receveur et le tronc de l’artère pulmonaire du donneur pour permettre le flux sanguin laminaire.

Transplantation cardiaque cervicale hétérotopique de souris utilisant des brassards vasculaires

Ici, un protocole est présenté pour l’implantation d’un greffon vasculaire issu de l’ingénierie tissulaire dans l’artère carotide de souris à l’aide de la technique du ballonnet, fournissant un modèle animal approprié pour l’étude des mécanismes de régénération du tissu vasculaire.

Implantation d’une greffe vasculaire issue de l’ingénierie tissulaire dans l’artère carotide de souris via la technique du brassard

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Implantation d’une greffe vasculaire fémorale dans un modèle porcin pour tester des greffes vasculaires de petit diamètre

Découvrez la génération de greffes vasculaires par ingénierie tissulaire à partir de cellules souches pluripotentes partiellement induites et leur implantation chez la souris. Cette méthode avance la médecine régénérative.

Génération et greffage des navires par ingénierie tissulaire dans un modèle de souris

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