Name: Analyse de lautophagie dans Penicillium chrysogenum À laide de famine Pads en association avec microscopie de fluorescence (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Découvrez comment induire et observer l'autophagie chez Penicillium chrysogenum en utilisant des coussinets de famine et la microscopie à fluorescence. Cette méthode permet de suivre la translocation des marqueurs fluorescents vers les vacuoles.

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CQS reçoit une bourse du LOEWE Excellence Cluster for Integrative Fungal Research (IPF). L’auteur tient à remercier Ida J. van der Klei pour les souches de P. chrysogenum utilisées dans ce travail et Andreas S. Reichert pour le don de la rapamycine.

1. Préparation de P. chrysogenum pour les expériences de famine <ol><li> Si l&#39;P. chrysogenum souche d&#39;intérêt est maintenu sur le riz (&#39;de riz vert »), placez 2-3 grains de riz recouvertes de sporulation mycélium dans un tube de 1,5 ml. Remplir avec 500 ul YGG (10 g / l de KCl, 20 g / l de glucose, 10 g / l de base azotée de levure, 5 g / l K 2 HPO 4, 20 g / l d&#39;extrait de levure). <ol><li> Vortex le tube pendant 30 secondes afin que les spores peuvent se détacher du riz efficacement. </li><li> Incuber le tube pendant 1 jour à la température ambiante (par exemple entre 20 et 25 ° C). </li><li> Préparer une dilution 1/50 de cette suspension de spores dans l&#39;eau du robinet stérile, bien mélanger. </li></ol></li><li> Si l&#39;P. chrysogenum souche d&#39;intérêt est maintenu sur une plaque de gélose (par exemple, YGG plaque de gélose), transférer de petits morceaux de mycélium dans un tube de 1,5 ml contenant 400 pi d&#39;eau du robinet stérile et environ 100 mg glperles de cul en utilisant un cure-dent stérile ou pointe de la pipette. <ol><li> Vortex le tube pendant 2 min afin que le mycélium est fragmenté. Utilisez le contenu du tube immédiatement. </li></ol></li></ol> 2. Les étapes préparatoires pour la culture de P. chrysogenum sur Pads de famine <ol><li> Mettre sur une plaque chauffante et mettez-le à environ 60 ° C. </li><li> Dissoudre 2 g d&#39;agarose dans 100 ml d&#39;eau du robinet par cuisson de la solution dans un four à micro-ondes. Veillez à ce que cette solution est tout à fait clair après chauffage. Si ce ne est pas, faire cuire à nouveau jusqu&#39;à ce que l&#39;agarose est complètement dissous. Laisser la solution d&#39;agarose à refroidir à environ 60 ° C avant utilisation. </li><li> Remplir tubes de 1,5 ml de microcentrifugation (4/2, en fonction du nombre d&#39;échantillons) avec 400 pi d&#39;eau du robinet stérile chacune (pas de composés additionnels ajoutés) ou 400-x pi (addition de x ul de solution de composé à l&#39;étape 2.5) et placez-les sur la plaque chauffante pendant au moins 1 min de sorte que le water obtient l&#39;intérieur chaud. </li><li> Placer des lames de microscope contenant une cavité centrale sur la plaque chauffante pendant au moins 1 min. </li><li> Ajouter 400 ul de 2% d&#39;agarose à la solution 1,5 ml dans des tubes de microcentrifugation et brièvement vortex. Après cette étape, si désiré, ajouter des composés supplémentaires (ce est à dire, une uM rapamycine). Si cela est fait, vortex brièvement après chaque substance supplémentaire est introduit à la pipette dans le tube. Mettez les tubes de retour sur la table de chauffage pour éviter la solidification prématurée. NOTE: Le volume total dans le tube à centrifuger devrait être de 800 pi. </li></ol> 3. Préparation de microscopiques contenant Pads famine <ol><li> Introduire à la pipette 140 ul de la solution d&#39;agarose dans la cavité de la lame de microscope (qui se trouve encore sur la plaque chauffante). Essayez d&#39;éviter de faire des bulles si possible. </li><li> Immédiatement placer une lamelle sur la solution d&#39;agarose. NOTE: Cela se traduira par une surface plane. </li><li> Mettez le microportée glisser sur le banc de laboratoire pendant environ quatre minutes pour permettre le pad agarose se solidifier. </li><li> Retirez délicatement la lamelle du tampon agarose en le faisant glisser à l&#39;aide d&#39;un pouce ou l&#39;index (porter des gants pour éviter la contamination!). </li><li> Placer la lame de microscope avec le patin dans une chambre humide pour éviter la dessiccation. Recommandation: Utilisez une boîte vide de la pointe qui a encore l&#39;insert de maintien des embouts de pipette. Ajouter de l&#39;eau stérile à la boîte de sorte que le fond est recouvert. Placer les lames de microscope sur l&#39;insert et fermer la boîte. </li></ol> 4. inoculation les Pads famine avec P. chrysogenum et incubation <ol><li> Introduire à la pipette 5 ul de la dilution 1/50 de spores (si les cultures ont été cultivées sur du riz) ou 5 ul de la solution non dilué contenant des fragments de mycélium (si les cultures ont été cultivées sur une plaque de gélose) sur le centre de la plaquette de famine. </li><li> Fermez la chambre humide et l&#39;envelopper dans un sac en plastique (cela sertune protection supplémentaire contre la dessiccation des plots de famine). Veillez à ne pas déplacer la boîte trop car sinon les gouttes d&#39;inoculation seront perturbées. </li><li> Rangez la boîte enveloppée à température ambiante pendant au moins 20 h avant d&#39;analyser les échantillons. </li></ol> 5. Analyse microscopique des échantillons <ol><li> Après 20 h d&#39;incubation, les échantillons sont prêts pour analyse microscopique; mis la lame de microscope sur papier de tissu sec (le fond tend à devenir humide). </li><li> Introduire à la pipette un petit volume d&#39;eau (environ 50 pi) sur le bloc de la famine. Mettez une lamelle sur le tampon et presser le surplus d&#39;eau. Retirer le surplus d&#39;eau avec un mouchoir en papier. </li><li> Mettre la lame de microscope sur la table d&#39;observation du microscope à fluorescence. Pour obtenir un aperçu de la croissance du mycélium, utilisez un objectif 20X. Utilisez 63X ou 100X objectifs pour étudier la localisation de la GFP dans les hyphes. Afin d&#39;éviter la dessiccation graduelle de l&#39;échantillon ne ont pas analyser les échantillons pourplus de 15 min avant de les remettre dans la chambre humide. </li><li> Répétez 5,3 à intervalles réguliers (par exemple, après 40 h et 60 h de la croissance). NOTE: L&#39;échantillon peut être remis dans la chambre humide. Il ne est pas nécessaire d&#39;enlever la lamelle couvre-objet en tant que cela ne affecte pas la croissance du mycélium. </li></ol>

<ol><li>Fischer, F., Hamann, A., Osiewacz, H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+quality+control%3A+an+integrated+network+of+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biochem.+Sci%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial quality control: an integrated network of pathways.</a> Trends Biochem. Sci. 37 (7), 284-292 (2012).</li>
<li>Pollack, J. K., Harris, S. D., Marten, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+in+filamentous+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Fungal+Genet.+Biol%22%5BJournal%5D)">Autophagy in filamentous fungi.</a> Fungal Genet. Biol. 46 (1), 1-8 (2009).</li>
<li>Scheckhuber, C. Q., Osiewacz, H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Podospora+anserina%3A+a+model+organism+to+study+mechanisms+of+healthy+ageing%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Genet.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Podospora anserina: a model organism to study mechanisms of healthy ageing.</a> Mol. Genet. Genomics. 280 (5), 365-374 (2008).</li>
<li>Pinan-Lucarré, B., Iraqui, I., Clavé, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Podospora+anserina+target+of+rapamycin%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Genet%22%5BJournal%5D)">Podospora anserina target of rapamycin.</a> Curr. Genet. 50 (1), 23-31 (2006).</li>
<li>Kikuma, T., Ohneda, M., Arioka, M., Kitamoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+analysis+of+the+ATG8+homologue+Aoatg8+and+role+of+autophagy+in+differentiation+and+germination+in+Aspergillus+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22Eukaryot.+Cell%22%5BJournal%5D)">Functional analysis of the ATG8 homologue Aoatg8 and role of autophagy in differentiation and germination in Aspergillus oryzae.</a> Eukaryot. Cell. 5 (8), 1328-1336 (2006).</li>
<li>Pinan-Lucarré, B., Balguerie, A., Clavé, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accelerated+cell+death+in+Podospora+autophagy+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Eukaryot.+Cell%22%5BJournal%5D)">Accelerated cell death in Podospora autophagy mutants.</a> Eukaryot. Cell. 4 (11), 1765-1774 (2005).</li>
<li>Veneault-Fourrey, C., Barooah, M., Egan, M., Wakley, G., Talbot, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagic+fungal+cell+death+is+necessary+for+infection+by+the+rice+blast+fungus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Autophagic fungal cell death is necessary for infection by the rice blast fungus.</a> Science. 312 (5773), 580-583 (2006).</li>
<li>Bartoszewska, M., Kiel, J. A., Bovenberg, R. A., Veenhuis, M., van der Klei, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+deficiency+promotes+beta-lactam+production+in+Penicillium+chrysogenum%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Autophagy deficiency promotes beta-lactam production in Penicillium chrysogenum.</a> Appl. Environ. Microbiol. 77 (4), 1413-1422 (2011).</li>
<li>Meijer, W. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peroxisomes+are+required+for+efficient+penicillin+biosynthesis+in+Penicillium+chrysogenum%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Peroxisomes are required for efficient penicillin biosynthesis in Penicillium chrysogenum.</a> Appl. Environ. Microbiol. 76 (17), 5702-5709 (2010).</li>
<li>Cubitt, A. B., Heim, R., Adams, S. R., Boyd, A. E., Gross, L. A., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding%2C+improving+and+using+green+fluorescent+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biochem.+Sci%22%5BJournal%5D)">Understanding, improving and using green fluorescent proteins.</a> Trends Biochem. Sci. 20 (11), 448-455 (1995).</li>
<li>Jung, C. H., Ro, S. H., Cao, J., Otto, N. M., Kim, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((mTOR+regulation+of+autophagy%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">mTOR regulation of autophagy.</a> FEBS Lett. 584 (7), 1287-1295 (2010).</li>
<li>Hickey, P. C., Read, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+living+cells+of+Aspergillus+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Mycol%22%5BJournal%5D)">Imaging living cells of Aspergillus in vitro.</a> Med. Mycol. 47, Suppl 1. S110-S119 (2009).</li>
</ol>

L’auteur n’a rien à divulguer.

La méthode présentée ici permet l&#39;étude pratique et reproductible de l&#39;autophagie dans P. chrysogenum. Par exemple, il peut être utilisé pour le criblage de l&#39;efficacité des différents composés se ils sont capables de moduler la réponse de l&#39;autophagie de ce champignon ou non. Les résultats démontrent que la rapamycine avec inhibition de la signalisation TOR conduit à une induction marquée de l&#39;autophagie dans P. chrysogenum qui a également été démontré pour d&#39;autres organismes ...

Les champignons filamenteux sont d&#39;excellents systèmes modèles pour l&#39;étude des processus de développement. Ils offrent plusieurs avantages expérimentaux comme la culture pas cher, un grand nombre de descendants et l&#39;accessibilité génétique. Le dernier point est particulièrement important pour la construction de transformants qui permettent enquête l&#39;importance des gènes so-far non caractérisées pour divers mécanismes cellulaires. Les champignons filamenteux ont joué un rôle pour l&#39;élucidation de plusieurs éléments et les mécanismes de voies cellulaires de contrôle de la qualité comme l&#39;activité de la protéase de la dégradation des protéines aberrantes, la dynamique mitochondriale pour maintenir l&#39;intégrité mitochondriale et l&#39;autophagie pour l&#39;élimination de l&#39;excédent et / ou des composants cellulaires dysfonctionnelles et pour le maintien la viabilité des cellules en temps de famine 1,2,3. Il existe plusieurs techniques expérimentales disponibles pour l&#39;étude de l&#39;autophagie dans champignons filamenteux 2: (i) l&#39;étude des vacuoles if ils contiennent des corps autophagiques denses lorsque proteases sont inhibées par microscopie électronique à transmission 4, (ii) visualisation de autophagosomes en surveillant GFP-Atg8 foyers par microscopie de fluorescence 5,6 et (iii) la détection des structures de autophagosomal acidifiés à l&#39;aide du colorant fluorescent monodansyl cadavérine 7. Ici, une nouvelle méthode de Penicillium chrysogenum croissante pour les études de l&#39;autophagie est présenté. L&#39;élément principal est le «pad de famine», qui consiste simplement à 1% d&#39;agarose dissous dans l&#39;eau du robinet stérilisée. Des composés supplémentaires (par exemple, les facteurs de stress, des charognards, des modulateurs de l&#39;autophagie) peuvent être ajoutés au pad tant qu&#39;ils ne se affichent pas auto-fluorescence. Le tampon est situé dans des lames de microscope qui contiennent une cavité centrale peu profonde. Ce coussin en inoculé soit avec une suspension de spores ou de petits fragments de mycélium. Ce dernier est conseillé si la souche d&#39;intérêt ne sporulate efficacement (par exemple, les souches de ATG1 Δ 8). Les lames sont placées dans des chambres humides (ceux-ci peuvent être facilement construits en utilisant des boîtes vides pointe de pipette) pour empêcher la dessiccation de l&#39;échantillon et on incube à la température ambiante. P. chrysogenum est capable de croître pendant quelques jours dans ces conditions. L&#39;autophagie peut être observée au microscope par l&#39;élargissement vacuolaire qui est un marqueur positif pour l&#39;autophagie fongique. Dans cette contribution, un P. chrysogenum souche (Wisconsin 54-1255) est utilisé qui forme une protéine fluorescente verte qui est ciblé vers les peroxysomes par sa séquence C-terminale &#39;SKL «9. Par conséquent, il est possible de surveiller la dégradation des peroxysomes. Il est possible de marquer également d&#39;autres compartiments de la cellule (par exemple, les mitochondries) en utilisant des signaux de localisation appropriés et pour analyser leur dégradation. Bien que les données de P. chrysogenum Ws54-1255 (GFP-SKL) est présenté ici, il est certainement possibled&#39;utiliser la méthode du «tapis de famine» aussi pour d&#39;autres champignons filamenteux (par exemple, Neurospora crassa, Sordaria macrospora, les espèces d&#39;Aspergillus, etc.).

<table><tbody><tr><td>Lames de microscope avec cavité centrale</td><td>Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Allemagne</td><td>H884.1</td><td>Celles-ci peuvent être utilisées plusieurs fois après le nettoyage.</td></tr><tr><td>Perles de verre</td><td>Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Allemagne</td><td>A553.1</td><td>Diamètre : 0,25 - 0,50 mm</td></tr></tbody></table>

analyse de l&#39;autophagie dans<em&gt; penicillium chrysogenum</em&gt; À l&#39;aide de famine pads en association avec microscopie de fluorescence

Analysis of Autophagy in Penicillium chrysogenum by Using Starvation Pads in Combination With Fluorescence Microscopy

L’étude des systèmes cellulaires de contrôle de la qualité est apparue comme un domaine de recherche contemporain très dynamique et pertinent. Il est devenu clair que les cellules possèdent plusieurs lignes de défense contre les dommages causés aux molécules biologiquement pertinentes comme les acides nucléiques, les lipides et les protéines. En plus de la dynamique des organites (fusion/fission/motilité/hérédité) et de l’activité étroitement contrôlée de la protéase, la dégradation des organites excédentaires, endommagés ou compromis par l’autophagie (« auto-alimentation » cellulaire) a reçu beaucoup d’attention de la part de la communauté scientifique. La régulation de l’autophagie est assez complexe et dépend de facteurs génétiques et environnementaux, dont beaucoup n’ont pas encore été élucidés. Ici, une nouvelle méthode est présentée qui permet d’étudier facilement l’autophagie chez le champignon filamenteux Penicillium chrysogenum. Il est basé sur la croissance du champignon sur ce que l’on appelle des « coussinets de famine » pour stimuler l’autophagie de manière reproductible. Les échantillons sont directement dosés par microscopie et évalués pour l’induction / la progression de l’autophagie. Le protocole présenté ici n’est pas limité à une utilisation avec P. chrysogenum et peut être facilement adapté pour une utilisation chez d’autres champignons filamenteux.

Pour démontrer l&#39;utilité du protocole détaillé ci-dessus dégradation des peroxysomes dans le P. chrysogenum souche Ws54-1255 (GFP-SKL) a été analysée. Dans cette souche GFP-SKL est généralement importé dans les peroxysomes neuf. Cela se traduit par l&#39;apparition de multiples formes sphériques quand l&#39;échantillon est analysé par microscopie à fluorescence. Si l&#39;autophagie se produit, vacuoles agrandir. GFP-SKL est incorporé dans des vacuoles par autophagie (pexophagy). En raison du fait...

Une méthode pratique et puissante pour étudier l’autophagie chez Penicillium chrysogenum en utilisant des coussinets de famine (mélanges d’agarose et d’eau du robinet dans une lame de microscope contenant une cavité centrale) est présentée ici.

Analyse de l&#39;autophagie dans<em&gt; Penicillium chrysogenum</em&gt; À l&#39;aide de famine Pads en association avec microscopie de fluorescence

The study of cellular quality control systems has emerged as a highly dynamic and relevant field of contemporary research. It has become clear that cells ...

L'objectif de cette procédure est d'induire et d'observer l'autophagie chez un champignon filamenteux. Cette étape est réalisée en inoculant d'abord de petits volumes de milieu contenant des nutriments avec des spores ou de petits fragments de mycélium. Dans une deuxième étape, des tampons de privation sont préparés dans les cavités de lamelles de microscope en verre, puis l'inoculum est transféré sur ces tampons.Dans la dernière étape, les boîtes de privation sont incubées dans une chambre humide afin d'induire l'autophagie. En fin de compte, l'autophagie peut être suivie en surveillant la translocation de protéines marqueurs fluorescentes d'intérêt vers les vacuoles à l'aide d'une microscopie en fluorescence. Cette méthode peut aider à étudier des questions clés dans le domaine de la biologie cellulaire, telles que l'identification de nouveaux composés modulant le processus d'autophagie.Pour préparer une expérience de privation, si la souche d'intérêt de P cresa genum est conservée sur du riz vert, placez d'abord deux à trois grains de riz recouverts de mycélium en satiété dans un tube de microcentrifugeuse de 1,5 µL, puis remplissez le tube avec 500 microlitres de milieu de croissance à l'extrait de levure et au glucose, ou milieu GG large. Vortexez ensuite le tube pendant 30 secondes afin que les spores se détachent du riz, puis incubez le tube pendant un jour à température ambiante. Le jour suivant, diluez la suspension de spores à une concentration de un à 50 dans de l'eau du robinet stérile et mélangez soigneusement si le p cryogène est conservé sur gélose.Utilisez une pipette pour transférer de petits morceaux de mycélium dans un tube de microcentrifugeuse de 1,5 millilitre contenant 400 microlitres d'eau du robinet stérile et environ 100 milligrammes de billes de verre. Ensuite, vortexez le tube pendant deux minutes afin que les mycéliums soient fragmentés. Pour cultiver le génome PCE sur un tampon de privation, chauffez d'abord la plaque chauffante à environ 60 degrés Celsius.Ensuite, faites chauffer deux grammes d'aros dans 100 millilitres d'eau du robinet au micro-ondes jusqu'à ce que la solution obtenue soit parfaitement claire, tout en laissant l'aros refroidir à environ 60 degrés Celsius. Étiquetez un tube micro-centrifuge de 1,5 millilitre par échantillon contenant 400 microlitres d'eau du robinet stérile ou d'une solution composée. Puis, réchauffez les tubes et les lames de microscope sur la plaque chauffante pendant au moins 60 secondes.Transférez 400 microlitres d’aros à 60 degrés Celsius dans tous les tubes, portant le volume total dans chaque tube à 800 microlitres, puis vortexez brièvement les tubes. Replacez ensuite les tubes sur la plaque chauffante afin d’éviter la solidification prématurée. Pipetez maintenant 140 microlitres de la solution d’aros appropriée dans la cavité de chaque lame de microscope. En prenant soin de ne pas former de bulles, aplatissez immédiatement l’aros à l’aide de lamelles, puis laissez reposer les lames environ quatre minutes.À température ambiante, une fois que les pastilles d'aros ont solidifié, utilisez le pouce ou l'index pour retirer délicatement les lamelles et placez les porte-objets avec les pastilles dans une chambre humide. Ensuite, pipetez cinq microlitres du P. entomophila précédemment préparé au centre de la pastille de privation, puis enveloppez la chambre humide dans un sac en plastique pour une protection supplémentaire contre le dessèchement, en prenant soin de ne pas trop déplacer la boîte ni perturber les cultures. Conservez ensuite les inoculats à température ambiante pendant au moins 20 heures avant d'analyser les échantillons.Le lendemain, transférez les lames sur du papier absorbant, puis déposez 50 microlitres d'eau sur chaque tampon de privation. Utilisez un couvre-objet pour expulser l'excès d'eau et retirez-le avec du papier absorbant propre. Ensuite, pour chaque lame, utilisez un objectif 20 x pour acquérir une vue d'ensemble de la croissance du mycélium.Pour évaluer la localisation de la GFP dans le Hy-Fi, ouvrez les images avec l'objectif 63 x ou 100 x. Enfin, replacez les lames dans la chambre humide après chaque observation jusqu'au prochain point temporel expérimental.Dans ces images, la souche G-F-P-S-K-L-P Creo Genum a été utilisée pour évaluer la dégradation des peroxysomes après 20 heures d'incubation. La GFP n'a pas été observée dans les vacuoles, et ces organites n'étaient pas non plus agrandis. Toutefois, après 40 heures de croissance, des vacuoles marquées par la GFP pouvaient être visualisées dans certains hyphes, indiquant l'activation de l'autophagie, avec une observation plus marquée de la fluorescence GFP et des vacuoles agrandies après 60 heures.Dans cette expérience, un mutant delta 80 G un de p caressa Genum a été utilisé comme témoin négatif. Remarquez l'absence d'agrandissement des vacuoles et de GFP, même après 60 heures de croissance. Comme témoin positif, le médicament stimulateur d'autophagie, la rapamycine, a été utilisé, comme observé avec la souche G-F-P-S-K-L non traitée. Les vacuoles marquées par la GFP sont devenues visibles après 40 heures de croissance, la Hy-Fi étant complètement remplie de grandes vacuoles contenant de la GFP au bout de 60 heures.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'analyser l'autophagie chez les champignons mentis.

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