Name: Instrumentation de Near terme fœtus de mouton pour multivariées chroniques enregistrements non anesthésiés (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 40 s
Description: Découvrez l'instrumentation du fœtus de mouton pour des enregistrements physiologiques chroniques non anesthésiés. Ce modèle permet l'accès vasculaire et la surveillance bioélectrique in utero.

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auteurs remercient la Fondation de recherche périnatale Molly Towell, les Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC), le Fonds de recherche du Québec – Santé (FRQS) (à la FGSM) et le Réseau de formation en recherche périnatale des IRSC-Québec (QTNPR) (à LDD).
Les auteurs tiennent à remercier Esther Simard, Marco Bosa, Carl Bernard et Carmen Movila pour leur assistance technique.

Soins aux animaux a suivi les lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux et de l&#39;approbation par le Conseil de l&#39;Université de Montréal sur la protection des animaux (protocole N ° 10-Rech-1560). Des informations détaillées sur les matériaux et les méthodes utilisées est fourni dans le tableau 1. 1. Anesthésie <ol><li> Insérer un cathéter à lumière unique dans une veine jugulaire. </li><li> Sedate la brebis utilisant acépromazine (Atravet 10 mg / mL) 2 mg par voie intraveineuse environ 30 min avant l&#39;induction de l&#39;anesthésie, afin de réduire le stress associé à la procédure qui à son tour réduit les niveaux de cortisol. </li><li> Administrer le diazépam (Diazepam 5 mg / ml) 20 mg, la kétamine (Ketalar 100 mg / ml) 05.04 mg / kg et de propofol (10 mg de propofol / mL) de 0,5 à 1 mg / kg par voie intraveineuse pour induire une anesthésie générale. </li><li> Insérer un cathéter d&#39;échange des voies respiratoires dans la trachée en utilisant un laryngoscope avec une lame de type Wisconsin (extra-longues de 350 mm Gauchers lame) pour faciliter l&#39;intubation avec. Faites glisser la sonde endotrachéale de silicium (diamètre de 9 à 12 mm Intérieur) hors du cathéter d&#39;échange des voies respiratoires et dans la trachée. Cette technique facilite le processus d&#39;intubation. Gonfler le ballonnet de la sonde endotrachéale avec soin pour éviter une ulcération de la trachée induite par la pression et fixer le tube à la tête de la brebis. </li><li> Branchez la sonde endotrachéale au circuit respiratoire de l&#39;appareil d&#39;anesthésie et de commencer immédiatement la ventilation mécanique. Réglez les paramètres de ventilation pour maintenir un P a CO 2 dans les limites normales de 35 à 45 mmHg. </li><li> Insérer un cathéter dans l&#39;artère auriculaire (22 à 20 g; 1 dans [0,9 x 25 mm] à 1,16 dans [1,1 x 30 mm]) et se connecter à tube non conforme à surveiller directement la pression artérielle. </li><li> Utilisez un moniteur physiologique multi-paramètre à enregistrer l&#39;électrocardiogramme, pression artérielle directe, la saturation en oxygène (SpO 2), la capnographie (P ET CO 2), et la température toutes les 5 min. Transférer tout physiologic données via un câble série à un ordinateur central de recueil des données physiologiques. Maintenir la température normale du corps en utilisant une couverture à circulation d&#39;eau. </li><li> Administrer une solution de poly-ionique équilibrée à 10 mL / kg pour la première heure de l&#39;anesthésie générale, puis de réduire à 5 ml / kg / h. </li><li> Administrer triméthoprime-sulfadoxine 5 mg / kg IV de la brebis juste avant l&#39;incision de la peau que l&#39;antibioprophylaxie. </li><li> Utilisez des techniques aseptiques en standard avec toutes les manipulations chirurgicales de la brebis et le fœtus. </li><li> Barrière infirmière les brebis à tout moment. Cela inclut également le personnel non-chirurgicales. Cela permettrait de minimiser le potentiel pour enzootique par exemple, Coxiella burnetii. Utiliser des gants et des masques N-95 (type) en tout temps. </li></ol> 2. Présentation de la procédure chirurgicale <ol><li> Faire une incision médiane de 20 cm à travers la paroi abdominale inférieure immédiatement crânienne à la mamelle par le biais de la ligne blanche pour minimiser les dommages des muscles abdominaux. <ol><li> Retract grand épiploon crânienne et les cornes utérines sont palpés manuellement. Palper chaque corne du corps de l&#39;utérus à la pointe de la corne de remarquer le nombre de fœtus et de leur taille. Si il ya plus d&#39;un fœtus, choisir le plus grand fœtus en évaluant manuellement la taille de la tête et la largeur entre les orbites. </li><li> Maintenir la tête du fœtus choisi fermement dans l&#39;utérus partiellement extériorisé. Effectuer un 10 cm hysterotomy sur la grande courbure avec des ciseaux de Metzenbaum. Mettez immédiatement au-dessus de la tête un gant chirurgical stérile sans latex rempli de solution saline stérile comme si elle était un coup de main. Sinon, utilisez 4x4 humides de garder la tête fœtale humide. Fixez l&#39;utérus à la paroi abdominale. <ol><li> Extérioriser les droites et gauches membres thoraciques et tirez doucement le foetus de l&#39;utérus jusqu&#39;à l&#39;appendice xiphoïde. </li></ol></li><li> Insérez cathéters de polyvinyle dans la droite et brachial gauche veine et les artères en utilisant une technique de coupe-bas standard. Insérez another polyvinylique cathéter dans la cavité amniotique fixateur par son extrémité sur le sternum du fœtus. <ol><li> Utilisez cathéters stériles seulement. Nous recommandons la stérilisation de gaz dans votre installation standard. Attacher chaque cathéter à une aiguille et l&#39;aiguille à une double robinet d&#39;arrêt pour permettre le prélèvement de sang ou plus tard surveillance de la pression. </li></ol></li><li> Suturer électrodes en acier inoxydable pour le manubrium, pointe du sternum et à chaque point de l&#39;épaule pour surveiller l&#39;électrocardiogramme (ECG). </li><li> Retour du fœtus dans l&#39;utérus. Tous les cathéters et les électrodes de sortie via une petite incision dans le flanc gauche. </li><li> Fermez la laparotomie utilisation d&#39;une fermeture à trois couches. Suturer la paroi abdominale avec un monofilament synthétique résorbable suture USP 2 en mode continu simple. Fermez l&#39;espace sous-cutanée avec un synthétique résorbable tressée USP 0 en mode continu simple. Utilisez chirurgicales agrafes en acier inoxydable pour fermer l&#39;incision de la peau. </li></ol></li><li&gt; Description détaillée de la procédure chirurgicale <ol><li> Retirer la laine en rasant le processus xiphoïde à la glande mammaire et le long du pli du flanc de chaque côté avec une lame # 40. Nettoyer l&#39;abdomen ventral puis à fond avec un gluconate de chlorhexidine à 4% et une brosse douce pendant 3 min. <ol><li> Effectuez un gommage stérile standard avec le gluconate de chlorhexidine 4% à partir du centre de l&#39;abdomen et de progresser de manière centrifuge pendant 3 min. Verser une solution saline stérile sur l&#39;abdomen pour enlever le savon désinfectant. Pour l&#39;étape finale de la préparation chirurgicale, effectuer trois passages alternés de solution de gluconate de chlorhexidine à 2% et de l&#39;alcool isopropylique à 70%. </li></ol></li><li> Vérifiez que la profondeur de l&#39;anesthésie est adéquat avant l&#39;incision. Faire une incision laparotomie norme de l&#39;ombilic à juste crânienne à la mamelle par le biais de la ligne blanche pour minimiser les dommages des muscles abdominaux. </li><li> Insérez une longue pince éponge dans l&#39;abdomen le long de la paroi abdominale gauche jusqu&#39;àà la position de sortie prévue pour les cathéters dans la région paracostal. <ol><li> Poussez les conseils de la pince contre le mur jusqu&#39;à ce qu&#39;un assistant peut localiser et confirmer le site approprié. Ouvrez légèrement (1 cm) les mâchoires de la pince et laissez l&#39;assistant faire une incision de 2 cm d&#39;épaisseur totale. </li><li> Extérioriser les conseils de la pince dans l&#39;incision, ouvrir à nouveau, et de saisir délicatement les cathéters avec la pince qui est finalement sorti de l&#39;abdomen à travers l&#39;incision abdominale ventrale. Fait à noter, certains groupes implanter les cathéters et extériorisent eux. Ceci présente l&#39;inconvénient que intraoperatorie surveillance ECG foetal est impossible. </li></ol></li><li> Palper l&#39;utérus pour déterminer la position et le nombre foetal. Déterminer le fœtus plus grand en utilisant la distance inter-auriculaire. Inciser la paroi utérine sur la grande courbure dessus du dos de la tête, en évitant les cotylédons. <ol><li> Insérez une canule émoussée à travers les membranes placentaires pour obtenir une améchantillon de fluide niotic sans hémorragie. Inciser les membranes placentaires l&#39;aide de ciseaux. </li></ol></li><li> Extérioriser la moitié du crâne du foetus à travers cette incision. Placez un gant en latex non chirurgical stérile rempli de solution saline stérile à 37 ° C sur la tête du fœtus pour aider à maintenir la normothermie. <ol><li> Lors du retrait de la partie supérieure du corps du foetus de l&#39;utérus, ont l&#39;assistant de tenir le haut de l&#39;Babcock pour éviter la perte de liquide amniotique. Puis, en utilisant de nouveau la pince Babcock, serrer les membranes fœtales et paroi utérine de la peau pour prévenir la contamination abdominale avec le liquide amniotique. </li><li> Exposer seules les parties du corps du foetus qui doivent être instrumenté et de garder les autres parties à l&#39;intérieur de l&#39;utérus ou couvertes par des tissus stériles chaudes et humides (37 ° C), respectivement. </li></ol></li><li> Enlever les deux membres thoraciques pour faciliter l&#39;exposition de l&#39;artère brachiale et la veine bilatéralement. Inciser le long de la face interne des deux antebrachium et les soinsdisséquer entièrement autour de l&#39;artère brachiale et la veine. </li><li> Insérez cathéters de polyvinyle dans le droit et les artères brachial gauche et le brachial gauche veine en utilisant une technique de coupe-bas standard. <ol><li> Libérer le navire à être sondé de tissus adjacents de plus de 1 cm. Ligaturer la partie distale du récipient avec une suture absorbable synthétique 2-0 USP tressé. Preplace une ligature à la partie proximale du navire, mais le garder déliée. <ol><li> Avec des ciseaux Castroviejo, couper transversalement le navire à environ 30% de son diamètre. Arrêter l&#39;écoulement de sang partiellement en tirant sur le fil de suture proximal. Insérer le cathéter dans une direction proximale. </li></ol></li><li> Insérez le polyvinyle cathéter jusqu&#39;à 8 cm proximalement ou jusqu&#39;à ce que la résistance est détectée puis tirez légèrement vers l&#39;arrière. Fixer temporairement l&#39;aspect proximal du cathéter à l&#39;aide d&#39;une pince vasculaire. Placer un autre fil de suture à la fois autour de l&#39;aspect proximal et distal du cathéter. Un assistant est en permanence aspirating et rinçage du cathéter pour assurer la perméabilité du cathéter. </li><li> Fermez la peau du fœtus en utilisant une suture tressée synthétique résorbable USP 2-0, avec un motif de suture continue. </li></ol></li><li> Pour le droit et l&#39;épaule gauche, manubrium et le processus xiphoïde, fixer une électrode en acier inoxydable isolé pour faciliter la surveillance de l&#39;ECG foetal. </li><li> Suturer la pression amniotique et l&#39;échantillonnage cathéter au sternum. Ce cathéter est fenêtrée à son extrémité. </li><li> Fixez tous les cathéters sur le dos du fœtus en utilisant une tresse matériel de suture absorbable USP 2-0 synthétique. </li><li> Avant le remplacement du foetus dans l&#39;utérus avant, le clenbutérol administrer 30 pg lentement IV plus de 15 min pour éviter une hypotension et pour fournir la relaxation de l&#39;utérus. </li><li> Suturer les membranes foetales utilisant USP 4-0 matériau tressé de suture absorbable synthétique avec un motif continu. Incorporer un seul cathéter ou électrode à la fois dans les closure pour assurer une fermeture étanche. Utilisez un modèle à double couche de Cushing en respectant les principes Halsted pour fermer la couche musculaire de l&#39;utérus en utilisant un matériau de suture USP 0 tressé synthétique résorbable. Enterrer soigneusement les noeuds chirurgicaux. </li><li> Utilisation d&#39;un modèle de suture en bourse, sécuriser tous les cathéters et les câbles ECG à leur sortie de l&#39;incision paracostal gauche. </li><li> Utilisation d&#39;un monofilament synthétique matériel de suture absorbable USP 2 sécuriser la ligne blanche avec un motif continu. Fermez les tissus sous-cutanés utilisant USP 2-0 tressé matériel de suture absorbable synthétique avec un motif continu. Fixez la couche de la peau avec des agrafes chirurgicales. </li><li> Administrer 250 mg d&#39;ampicilline par voie intraveineuse et à nouveau via le cathéter amniotique dans la cavité amniotique. Remplacez les liquides amniotiques perdus avec une solution saline chaude. </li><li> Placez tous les cathéters extériorisés et électrodes ECG dans un endroit sac pour maintenir la stérilité. Placez un jersey autour du torse de la brebis pour sécuriser toute la une de cathétersélectrodes D du corps de la brebis. </li><li> Arrêtez anesthésie générale, et l&#39;extubation la brebis fois réflexes laryngés sont revenues à la normale. </li><li> Retour à la brebis à une cage métabolique, une fois qu&#39;elle est stable après une anesthésie générale. La brebis résidera dans la cage métabolique pendant toute la durée de l&#39;expérience. La brebis doit être capable de se tenir debout, se coucher et manger ad libitum tout en surveillant le fœtus non-anesthésiés sans sédatif la mère. </li><li> Pour les trois jours suivants, administrer des antibiotiques à titre prophylactique pour la brebis (triméthoprime sulfadoxine 5 mg / kg) et le fœtus (250 mg d&#39;ampicilline par voie intraveineuse et à nouveau via le cathéter amniotique). </li><li> Évaluer l&#39;état métabolique des deux brebis et le foetus en utilisant analyses de sang gaz. </li><li> Rincez tous les cathéters avec le volume minimal de solution saline héparinée possible. Attention - Ne pas dépasser la dose quotidienne de l&#39;héparine et fluides admissible pour le fœtus. Il est possible de surcharger le fluide fœtus. Rincer une fois lentementune journée ~ 5 ml de NaCl par ligne après une prophylaxie antibiotique. </li></ol></li><li> L&#39;enregistrement et l&#39;analyse des données <ol><li> Pendant l&#39;opération, éventuellement enregistrer les taux de l&#39;ECG et cardiaques maternels et fœtaux ainsi que la mère de la pression artérielle et de la pression des voies aériennes (Paw) en continu (figure 1). Utilisez la fenêtre Moniteur vie pour acquérir toutes les données ECG maternels exception. Flux ces données dans le convertisseur analogique-numérique avec des signaux ECG foetaux et maternels; passer ECG maternelle et fœtale abord dans 1 901 pré-amplificateur. Enregistrer et afficher toutes les données dans le logiciel du fabricant. </li><li> Il suffit mL de l&#39;échantillon 1 artérielle simultanément à partir de la brebis et le foetus pour l&#39;analyse des gaz du sang artériel, le lactate, le glucose et l&#39;excès de base détermination (dans le plasma) en commencer de la chirurgie fœtale (immédiatement après l&#39;insertion du premier cathéter artériel) et après la fermeture de l&#39;utérus . </li><li> Lors de la récupération post-opératoire, prendre un 3 mL de l&#39;échantillon de sang fœtal pour mesurer l&#39;IL-6 et de TNF-α Inflammprofils toires. Centrifuger le plasma à 4 ° C (4 min, 4000 g), transférer et stocker le plasma à -80 ° C pour les tests ELISA ultérieure. Note: Pour l&#39;application des résultats représentatifs rapportés, six jours après la chirurgie, les animaux ont été sacrifiés en utilisant une injection intraveineuse de pentobarbital de sodium 20 mL. La croissance fœtale a été évaluée par le corps, le cerveau, le foie et le poids maternels. La durée de la période expérimentale varie évidemment en fonction du design choisi pour la question de recherche particulière, et peut atteindre ~ 6 semaines. </li></ol></li><li> Analyses de cytokines (étape optionnelle) <ol><li> Déterminer les concentrations de cytokine (IL-6, TNF-a) dans le plasma en utilisant un sandwich à-spécifique ovine ELISA. Des anticorps anti-mouton monoclonaux pré-couche souris (capture anticorps IL-6) ou anticorps monoclonal de souris anti-bovine (TNF-α) à une concentration de 4 pg / ml sur la plaque ELISA à 4 ° C pour O / N, après 3 fois laver avec du tampon de lavage (0,05% de Tween 20 dans du PBS, du PBST). </li><li>Bloquer les plaques pendant 1 h avec 1% de BSA dans du PBST. Laver les plaques avec du tampon de lavage 3 fois. </li><li> Utilisez des protéines recombinantes de moutons (IL-6, TNF-a) en standard ELISA, préparer un dilutions en série vont de la norme 1 de 2000 ng / ml à la norme 7 de 31,25 pg / ml. </li><li> Charge 50 pi de normes de protéines diluées en série et échantillons par puits et incuber pendant 2 heures à température ambiante, laver les plaques 3 fois. Exécuter toutes les normes et les échantillons en double. </li><li> Appliquer 50 pi d&#39;anticorps polyclonaux de lapin anti-mouton (anticorps de détection IL-6) ou le lapin anticorps polyclonal anti-bovine (TNF-a) à une dilution de 1: 250 dans des puits et incuber pendant 30 min à température ambiante. Laver les plaques avec le tampon de lavage 5 fois. </li><li> Ajouter 50 ul de la chèvre anti-lapin conjugué IgG-HRP (dilution 1: 5000) pendant 30 min. </li><li> Incuber avec 50 ul de solution de substrat TMB par puits. </li><li> Arrêtez couleur réaction de développement au moment désiré avec 25 pi de 2 N d&#39;acide sulfurique. </li><li> Lire la plAtes sur lecteur de plaque ELISA à 450 nm, avec une correction de longueur d&#39;onde 570 nm. Remarque: Au cours de nos essais, la sensibilité du test ELISA d&#39;IL-6 était de 16 pg / ml, la sensibilité du test ELISA de TNF-a était de 13,9 pg / ml, respectivement. Pour tous les essais, les intra-dosage et inter-dosage coefficients de variance a été &lt;5% et &lt;10%, respectivement. </li></ol></li><li> analyses statistiques Remarque: Les méthodes statistiques exacts dépendront de la question de recherche. Nous rapportons ici les méthodes utilisées pour tester les différences significatives dans les gaz du sang présentés dans le tableau 2. <ol><li> Testez la distribution normale des données en utilisant le test de Kolmogorov-Smirnov suivie par des tests paramétriques ou non paramétriques avec ajustement pour les comparaisons multiples, le cas échéant. </li><li> Utilisez K-moyens d&#39;analyse de cluster pour identifier les fœtus dans la cohorte qui étaient spontanément hypoxique et de déterminer le Pô 2 et O 2 valeurs Sam respectifs (considérer M 2 &lt;20 mmHg ou O 2 Sam &lt;55% fetal hypoxie). 44-48 </li><li> Utilisez un logiciel statistique comme SPSS pour les analyses. </li><li> Présenter les données sous forme de moyenne ± écart-type avec des différences statistique à p &lt;0,05 considéré comme significatif. </li></ol></li></ol>

Aucune divulgation n’a été faite.

L&#39;anesthésique et les procédures chirurgicales sont présentés qui sont nécessaires à l&#39;établissement d&#39;un modèle animal pour l&#39;étude de la physiologie et de la pathophysiologie du fœtus: le mouton fœtal non-anesthésié chroniquement instrumentés. Quatre étapes critiques dans le protocole doivent être soulignés. Tout d&#39;abord, passer les cathéters et les électrodes à travers le flanc maternelle: il est important que cela soit fait à la fois d&#39;éviter les blessures des org...

Une variété de modèles animaux existent pour l&#39;étude de deux grossesses normales et compromis, y compris les rongeurs de laboratoire, les primates non humains et les ruminants domestiques. 1,2,3,4,5 La brebis gestantes chroniquement instrumentés a été largement utilisé pendant 50 ans un modèle de développement et les réponses foetal humain à des stimuli physiopathologiques tels que le lipopolysaccharide (LPS). 6-10 Les lésions après une exposition de LPS imitent exactement ce que l&#39;on voit chez les prématurés avec leucomalacie périventriculaire, qui est due à un profil de maturation similaire des deux espèces. 11, 12 Autres complications de la grossesse ont également été étudiés dans les moindres détails comme la découverte que les glucocorticoïdes prénatales promouvoir le développement du poumon 13-15 et la compréhension de l&#39;impact de la restriction de croissance intra-utérin (RCIU) sur le fœtus 16,17. L&#39;utilisation intensive du modèle de fœtus de mouton est due à la unique susceptibilité du mouton fœtal non-anesthésié à la mise en place et la maintenance des cathéters et des électrodes chirurgicale, ce qui permet le prélèvement de sang répétitif, l&#39;enregistrement de l&#39;activité bioélectrique, l&#39;application de la stimulation électrique et en imagerie cérébrale in vivo. 18 La télémétrie est également possible, bien que moins fréquemment utilisé encore en raison de la sophistication supérieur à mettre en place ainsi que le coût initial et de maintenance. 19 En outre, le modèle de fœtus de mouton est très polyvalent autant de variantes de l&#39;instrumentation sont possibles en fonction des mesures d&#39;intérêt. Par exemple, il est possible d&#39;enregistrer plus de jours à quelques semaines des signaux multivariés en temps réel tels que les mouvements fœtaux de respiration, l&#39;activité électrique du cerveau, les réponses cardiovasculaires, électrocardiogramme, le débit sanguin régional à une gamme d&#39;organes utilisant des sondes ou des microsphères flux, etc. Merci à cette polyvalence, un large éventail d&#39;études ont été menées, y compris le développement de la cardigansystème ovascular 20,21, hypothalamo-hypophyso-surrénalien (HHS) 22, le développement du cerveau de développement et 23 états de sommeil en particulier 24, effets de l&#39;hypoxie / 25 asphyxie, hypothermie thérapeutique 26, inflammation 6-11, combinaison des deux 27, glucocorticoïdes 28,29, anti-dépresseurs 30, dysplasie broncho-pulmonaire (BPD) 31,32, programmation fœtale 33,34,35,36,37,38,39 ou le développement de nouvelles modalités de surveillance du fœtus avant et pendant le travail au nom mais à quelques domaines d&#39;investigation. 40,41,42,43 L&#39;objectif global de la méthode présentée est de montrer la mise en œuvre de base de ce modèle polyvalent. Il permet d&#39;établir une grande variété de protocoles expérimentaux aiguës et chroniques étudier la physiologie et la physiopathologie fœtal sur la intégrative, orgue, les niveaux cellulaire et moléculaire.

<table><tbody><tr><td>ACE Source lumineuse</td><td>Schott-Fostec</td><td>A20500</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de dissection</td><td>Outils de science fine</td><td>14060 - 11</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de dissection coudés</td><td>Outils de science fine</td><td>15006 - 09</td><td></td></tr><tr><td>Manche de scalpel</td><td>Outils de science fine</td><td>10003 - 12</td><td>Outil de dissection alternée</td></tr><tr><td>Lames de scalpel courbes #12</td><td>Outils de science fine</td><td>10012 - 00</td><td>outil de dissection alternée</td></tr><tr><td>Ciseaux à os</td><td>Outils pour les sciences fines</td><td>16044 - 10</td><td></td></tr><tr><td>S & Pince à suture en T</td><td>Fine Science Tools</td><td>00272 - 13</td><td></td></tr><tr><td>Pince Dumont SS - coudée</td><td>Fine Science Tools</td><td>11203 - 25&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Suture en soie tressée taille 6-0</td><td>Teleflex Medical</td><td>07 - 30&nbsp ; - 10</td><td></td></tr><tr><td>Medical Tape</td><td>transpore</td><td>3M</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhydrate de kétamine 100 mg/ml</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409 - 2051 - 05</td><td>Final Does est de 80 mg/kg</td></tr><tr><td>Tranqui Ved Injection (xylazine 100 mg/ml)</td><td>Vecdo</td><td>NDC 50989 - 234 - 11</td><td>Final Does est de 10 mg/kg</td></tr><tr><td>Reactive orange 14</td><td>Sigma - Aldrich</td><td>R - 8254</td><td></td></tr><tr><td>Ringers Solution Components La</td><td></td><td></td><td>solution est équilibrée en gaz avec 95 % d’O2 et 5 % de CO2, pH final 7,4</td></tr><tr><td>Chlorure de sodium</td><td>Sigma - Aldrich</td><td>S7653</td><td>Concentration finale : 118 mM</td></tr><tr><td>Chlorure de potassium</td><td>Fisher Scientific</td><td>P217 - 3</td><td>Concentration finale : 4,7 mM</td></tr><tr><td>Chlorure de calcium dihydraté</td><td>Fisher Scientific</td><td>C79 - 500</td><td>Concentration finale : 2,5 mM</td></tr><tr><td>Phosphate de potassium monobasique</td><td>Fisher Scientific</td><td>P -285</td><td>Concentration finale : 1,2 mM</td></tr><tr><td>Sulfate de magnésium</td><td>J.T. Baker</td><td>Jan-00</td><td>Concentration finale : 0,57 mM</td></tr><tr><td>Acide 4-(2-hydroxyéthyl)pipérazine-1-éthanesulfonique (HEPES)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP 310 - 500</td><td>Concentration finale : 5,95 g/L</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma - Aldrich</td><td>G8270</td><td>Concentration finale : 5,5 mM</td></tr><tr><td>LifeWindow</td><td>Digicare Biomedical Technology</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Unités de bioamplificateur et de contrôle ADC CED</td><td>Cambridge Electronic Design Limited, Unit 4, Science Park, Milton Road, Cambridge CB4 0FE ANGLETERRE.</td><td>Bioampli : 1902 ; ADC : micro1401 ; Logiciel d’acquisition de données : Spike 2, V7.13</td><td></td></tr><tr><td>Bioamplificateur de signal analogique Neurolog</td><td>Digitimer Ltd 37 Hydeway Welwyn Garden City Hertfordshire, AL7 3BE, Angleterre</td><td>NL108A</td><td></td></tr><tr><td>ABL800Flex</td><td>Radiometer Canada ; 200 Aberdeen Dr, London, ON N5V 4N2</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf 5804R</td><td>Eppendorf Canada ; 2810 Argentia Road, #2 Mississauga, Ontario, L5N 8L2</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kit de cathétérisme jugulaire</td><td>Arrow Arrow International, Inc., 2400 Bernville Road, Reading, PA 19605 États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Atravet</td><td></td><td></td><td>10 mg/ml</td></tr><tr><td>Diazépam</td><td></td><td></td><td>5 mg/ml</td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>Ketalar</td><td></td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Propofol</td><td></td><td></td><td>10 mg/ml</td></tr><tr><td>SurgiVeT</td><td>Tubes endotrachéaux ; Smiths Medical ASD, Inc. St. Paul, MN 55112, États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cook Cathéter d’échange des voies respiratoires avec adaptateurs RAPI-FIT Cook</td><td>Critical Care 750, Bloomington IN 47402-0489 États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dispomed Ventilator</td><td>Dispomed Ltd., 745 Nazaire-Laurin, Joliette, Québec J6E 0L6</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BD Insyte-W</td><td>Becton Dickinson, Infusion Therapy Systems Inc., 9450 S State St, Sandy Utah 84070 États-Unis</td><td></td><td>22 à 20 g ; 1 po [0,9 x 25 mm] à 1,16 po [1,1 x 30 mm]</td></tr><tr><td>Edwards Lifesciences Réf : PX272 Kit de surveillance de la pression avec TruWave Disposable Pressure</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>LifeWindow LW6000</td><td>Digicare Biomedical Technology 107 Commerce Road, Boynton Beach, FL 33426-9365 États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cathéters</td> en polyvinyle Gaymar <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Babcock</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>SCI (Scientific Commodities Inc.)</td><td></td><td>2 mètres</td></tr><tr><td>2-0 Vicryl</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo ciseaux</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>électrocardiogramme (ECG)</td><td>LIFYY, Metrofunk Kabel-Union, Berlin, Allemagne</td><td></td><td>quatre électrodes en cuivre dans une gaine simple, 2 mètres</td></tr><tr><td>2-O Vicryl</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3-0 Vicryl</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDS II USP</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Triméthoprime sulfadoxine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ampicilline Robinet d’arrêt</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Argon Medical, Cat&nbsp ; 041220001A</td><td></td><td>Double robinet d’arrêt à 4 voies avec luer lock mâle</td></tr><tr><td>Aiguilles</td><td>Tyco Healthcare 8881202389</td><td></td><td>Aiguilles émoussées à moyeu en aluminium Monoject, 22Gx, 0.7mmx 38.1mm : pour cathéters artériels et veineux fœtaux</td></tr><tr><td>Aiguilles</td><td>Tyco Healthcare 8881202322</td><td></td><td>Aiguilles émoussées à moyeu en aluminium Monoject, 16Gx, 1.6mmx38.1mm : pour cathéters amniotiques</td></tr></tbody></table>

instrumentation de near terme fœtus de mouton pour multivariées chroniques enregistrements non anesthésiés

Instrumentation of Near-term Fetal Sheep for Multivariate Chronic Non-anesthetized Recordings

La brebis gestante instrumentée de manière chronique a été utilisée comme modèle du développement du fœtus humain et des réponses à des stimuli physiopathologiques tels que les endotoxines, les bactéries, les occlusions du cordon ombilical, l’hypoxie et divers traitements pharmacologiques. Les pratiques cliniques salvatrices du traitement aux glucocorticoïdes chez les fœtus à risque de naissance prématurée et de l’hypothermie thérapeutique ont été développées dans ce modèle. Cela est dû à la facilité unique des moutons fœtaux non anesthésiés à la mise en place chirurgicale et à l’entretien des cathéters et des électrodes, ce qui permet des prélèvements sanguins répétitifs, des injections de substances, l’enregistrement de l’activité bioélectrique, l’application d’une stimulation électrique et l’imagerie d’organes in vivo. Nous décrivons ici la procédure d’instrumentation chirurgicale nécessaire pour obtenir un modèle de mouton fœtal non anesthésié stable, instrumenté de manière chronique, y compris la caractérisation de la récupération postopératoire des gaz du sang, du métabolisme et de l’inflammation.

38 brebis de temps datée enceintes ont été instrumentés à 128 ± 2 jours de gestation (DGA, ~ 0,88 gestation, terme 145 DGA) avec artérielle, veineuse et cathéters amniotique et l&#39;électrocardiogramme (ECG) électrodes avec une technique stérile sous anesthésie générale (deux brebis et le fœtus ). En cas de grossesse gémellaire le plus grand fœtus a été choisi sur la base de la palpation et estimer le diamètre intertemporelle; alternativement, le fœtus doit être instrumenté peut être choisi au hasard pour éviter tout b...

Le modèle chroniquement instrumentés de fœtus de mouton non anesthésié est utilisée pour étudier le développement du fœtus humain dans la santé et la maladie, car elle permet le placement chirurgical et l&#39;entretien des cathéters et des électrodes, prises de sang répétitif, l&#39;injection d&#39;une substance, un enregistrement de l&#39;activité bioélectrique et l&#39;imagerie in vivo. Nous décrivons les procédures nécessaires pour établir ce modèle.

Instrumentation de Near terme fœtus de mouton pour multivariées chroniques enregistrements non anesthésiés

The chronically instrumented pregnant sheep has been used as a model of human fetal development and responses to pathophysiologic stimuli such as ...

L'objectif général de cette procédure est de décrire l'instrumentation du fœtus ovins pour une surveillance physiologique à long terme en réponse à toute perturbation physiologique. Ce modèle de recherche permet un accès vasculaire ainsi qu'une surveillance électrocardiographique et d'autres mesures bioélectriques du fœtus non anesthésié in utero. Cela nous permet de mieux comprendre les modifications survenant lors d'une perturbation physiologique, telle qu'une occlusion vasculaire ou l'injection d'un médiateur pro-inflammatoire. Ce modèle présente une pertinence clinique pour l'étude du développement fœtal dans des états sains comme pathologiques.Toutes les procédures animales présentées ici ont été approuvées par le Comité d'éthique pour l'utilisation des animaux de l'Université de Montréal et ont suivi les lignes directrices établies par le Conseil canadien pour la protection des animaux. Il s'agit d'une expérience non-survivante. Le protocole anesthésique décrit ici a des effets minimes sur la réponse inflammatoire.L'ajout d'une faible dose de propofol réduit les réflexes laryngés, facilitant ainsi l'intubation. Un moniteur physiologique multiparamétrique est utilisé tout au long de la période anesthésique. Tous les paramètres physiologiques maternels mesurés peuvent être observés ici.L'électrocardiogramme, la pression artérielle directe, la pression des voies respiratoires, l'oxymétrie de pouls, la capnographie, la température du niveau d'anesthésique expiré, ainsi que l'analyse des gaz du sang artériel sont reliés au moniteur maternel par un dispositif d'acquisition de données électroniques conçu par Cambridge. L'utilisation d'un câble d'interface sur mesure permet l'affichage synchronisé des données physiologiques maternelles et fœtales. L'abdomen du U est préparé selon des techniques aseptiques standardisées.Le U est légèrement incliné vers la droite afin de permettre l’acheminement des cathéters vasculaires et du câble d’ECG avant et pendant la chirurgie. La profondeur de l’anesthésie est évaluée à l’aide de plusieurs réflexes neurologiques, tels que la position des yeux, le réflexe palpébral, le tonus mandibulaire et la réponse à la stimulation chirurgicale. Une incision médiane est réalisée à l’aide d’un bistouri.Les techniques d'hémostase utilisées dans cette étude consistaient soit en la ligature des vaisseaux, soit en une simple compression. La veine abdominale sous-cutanée médiane est ligaturée. La graisse sous-cutanée est disséquée de manière tranchante jusqu'à ce que le ligament arqué soit clairement identifié.L’incision linéaire est soigneusement pratiquée au niveau de l’ombilic. Un doigt est ensuite introduit par cette petite incision afin de s’assurer qu’il n’y a pas d’adhérences ni de structures vitales immédiatement sous-jacentes. Le manche de la pince de Nason Brown peut être utilisé pour protéger le tranchant de la lame de bistouri pendant l’incision, protégeant ainsi les structures anatomiques sous-jacentes.Initialement, l'utérus est palpé afin d'identifier les deux cornes utérines et de compter le nombre de fœtus présents. Les naissances triples sont possibles, mais la probabilité de mener à bien le traitement avec succès est plus faible. Par conséquent, nous ne recommandons pas d'utiliser des triplés.Le fœtus le plus gros est sélectionné à l’aide de la distance interorale ramenée à l’abdomen afin de permettre l’insertion des cathéters vasculaires, et une pince en éponge pour câble d’ECG est insérée dans la partie gauche de la cavité abdominale le long de la paroi abdominale, puis repoussée contre le flanc gauche. Une petite incision est pratiquée au-dessus de cette pince. Les cathéters vasculaires et le câble d’ECG sont ensuite passés par cette incision et sortis par l’incision abdominale.Il est important de vérifier que vous disposez de tous les cathéters vasculaires et du câble de l'ECG avant de commencer le reste de l'intervention chirurgicale. La tête du fœtus est extériorisée et une zone de l'utérus, dépourvue de cotyledon, est identifiée. Le point d'application des électrodes est repéré le long de la grande courbure.Une petite incision est d'abord pratiquée à l’aide d’une lame de scalpel. Cette incision peut ensuite être étendue au niveau de la tête du fœtus à l’aide de ciseaux, en prenant soin de laisser l’amnios intact afin de minimiser le risque de lésion. Le liquide amniotique est prélevé à l’aide d’un cathéter à extrémité émoussée avant d’ouvrir l’amnios, afin de réduire au minimum la contamination par le sang.Cet échantillon peut être utilisé pour détecter la présence de modifications inflammatoires. La tête est retirée des membranes fœtales et placée immédiatement dans un gant chirurgical. Le gant est rempli d’eau tiède afin d’aider à maintenir une normothermie. Des pinces de Babcock sont positionnées sur les membranes fœtales, l’utérus et la peau pour réduire la perte de liquide amniotique et les lésions du tonus placentaire dues à la manipulation chirurgicale.Le champ opératoire est isolé à l'aide de champs stériles. La première étape de l'instrumentation fœtale consiste à insérer un cathéter artériel. Une incision est pratiquée sur toute la longueur de la face médiale de l'humérus.Au milieu de l'humerus, l'artère brachiale est disséquée par émoussage entre les ventres musculaires. Une boucle de fil de suture résorbable est ensuite passée sous l'artère. La boucle est alors coupée et les deux morceaux de fil de suture sont tirés vers chaque extrémité de l'artère.L'extrémité distale de l'artère est ligaturée. Une boucle est formée autour de l'extrémité proximale et utilisée pour exercer une traction sur l'artère, facilitant ainsi la réalisation d'une petite incision dans l'artère à l'aide de ciseaux RS. Un cathéter micro-médical en vinyle est inséré dans l'artère à l'aide de pinces.Une alternative à la pince est l'utilisation d'un dilatateur de vaisseau. La pointe d'un dispositif dilatateur de vaisseau peut être insérée dans l'incision pour faciliter l'introduction du cathéter. Des graduations sur le cathéter permettront de s'assurer qu'une longueur adéquate de cathéter est insérée.Une pince vasculaire est placée sur le cathéter entre la ligature proximale et le site d'insertion afin d'éviter toute fuite de sang. La ligature proximale est ensuite serrée autour du vaisseau et du cathéter. La pince vasculaire peut maintenant être retirée.Une seconde ligature est placée autour de la partie proximale. Les extrémités libres de la ligature distale sont fixées autour du cathéter. Tout au long de ce processus, un assistant aspire et rince continuellement le cathéter afin de garantir sa perméabilité et de s'assurer que les ligatures ne sont pas trop serrées autour du cathéter.Il est important de minimiser le volume de sérum physiologique injecté afin d'éviter une surcharge hydrique du fœtus. Une analyse du gaz sanguin fœtal peut désormais être réalisée pour évaluer l'état de santé du fœtus. Un cathéter veineux peut être mis en place en utilisant exactement la même technique.La veine céphalique peut être localisée au niveau de la partie proximale de l'incision. La veine est stabilisée à l'aide de deux ligatures placées autour de la veine. La ligature proximale n'est pas serrée avant l'insertion du cathéter dans la veine.Encore une fois, à l'aide de notre paire de ciseaux, un petit trou est pratiqué dans le vaisseau. Le cathéter est inséré et fixé à la fois proximalement et distalement par rapport au point d'insertion. L'emplacement exact de ces cathéters vasculaires dépendra des besoins du modèle de recherche et des organes cibles étudiés.Les deux cathéters, veineux et artériel, sortent par le même site d'incision. L'incision cutanée est ensuite fermée à l'aide d'un point simple continu en une seule couche. Les cathéters sont fixés à l'antébrachial en différents points afin de permettre la flexion du membre.En position normale, les cathéters sont fixés à l'épaule, puis entre les omoplates. Un second cathéter artériel est placé du côté controlatéral afin de servir de secours, permettant ainsi d'obtenir une pression artérielle et des prélèvements sanguins artériels pendant la période postopératoire. Quatre câbles électrocardiographiques sont fixés à l'aide d'une aiguille de calibre 16, que l'on passe sous-cutanément.Remarquez la section dénudée du fil, qui est finalement positionnée sous la peau, et le fil inséré à travers l'oblique de l'aiguille. L'aiguille est retirée, laissant le fil sous la peau. Deux nœuds carrés sont utilisés pour fixer le fil.Après cela, de la colle de cyanoacrylate est également appliquée sur chacun des nœuds. Un câble est placé sur chaque articulation de l'épaule, le manubrium et l'apophyse xiphoïde. Un cathéter fenêtré est fixé au sternum afin de permettre la mesure de la pression intra-utérine et des prélèvements répétés de liquide amniotique avant le retour du fœtus dans l'utérus.30 microgrammes de clenbutérol. Un agoniste bêta-2 est administré lentement par voie intraveineuse afin d'assurer une relaxation utérine. Le clenbutérol réduit également les inconforts abdominaux potentiels dus à la manipulation de l'utérus.Les quatre membres sont soigneusement repositionnés dans l'utérus, ou les cathéters vasculaires et le câble d'ECG sont passés sur la face dorsale du cou, où ils sont suturés à la peau tout au long de l'intervention chirurgicale. Il est important de baigner le fœtus avec du sérum physiologique tiède afin d'éviter le dessèchement des tissus exposés et de maintenir le fœtus au chaud. Le gant chirurgical est retiré au dernier moment et la tête est remise en place dans l'utérus.La fermeture de l'utérus commence maintenant. Tout d'abord, les pinces de Babcock sont retirées de l'incision utérine. Un point simple continu est utilisé pour fermer les membranes fœtales à l’aide d’un fil synthétique multifilament absorbable de calibre quatre zéro.Chacun des cathéters et du câble d'ECG est intégré séparément dans la fermeture. Cela permet une fermeture plus étanche, empêchant ainsi toute fuite. Une fermeture en double couche du tissu musculaire pariétal est réalisée à l'aide d'un point de suture de type Cushing et d'un fil synthétique multifilament résorbable de calibre O.Ce point de suture inversé permet ainsi de minimiser la formation d'adhérences et les fuites. Là encore, les cathéters et le câble d'ECG sont intégrés séparément à la fermeture. Une fois l'utérus fermé, du sérum physiologique est perfusé dans l'utérus par le biais du cathéter amniotique afin de remplacer le liquide amniotique perdu.Pendant l'opération. La fermeture utérine est ensuite recouverte par l'omentum majus. Un fil de suture en polydione est utilisé pour fermer l'incision linéaire du coude.Un motif continu simple est utilisé. Il est important de s'assurer que la gaine rectale abdominale est incluse à chaque passage de l'aiguille, comme indiqué. Ici, le chirurgien a choisi de fermer l'incision linéaire en deux étapes.Un point simple continu est également utilisé pour fermer les tissus sous-cutanés. À ce stade, le chirurgien assistant place un point en surjet autour des cathéters vasculaires et du câble d'ECG au niveau du flanc gauche, là où ils sortent. Des agrafes cutanées sont utilisées pour la fermeture de la peau, ce qui accélérera le temps de fermeture.Les plaies chirurgicales sont nettoyées et un pansement non occlusif est appliqué sur les sites. Un pansement en filet de contention est placé sur le tronc de l'U. Dans l'heure suivant l'intervention chirurgicale, l'U est debout, marche à nouveau et recommence à s'alimenter d'une manière calme et curieuse. Un traitement à la buprénorphine et un traitement analgésique sont administrés pendant cette période, tout au long du processus chirurgical.Les paramètres physiologiques maternels ont été enregistrés à l'aide d'un moniteur physiologique multiparamétrique. L'ECG maternel et la pression des voies respiratoires ont été synchronisés avec les données physiologiques fœtales à l'aide d'un câble personnalisé reliant le moniteur électronique de Cambridge. Les variabilités du rythme cardiaque fœtal et maternel peuvent être déduites de ces données.Un exemple des données physiologiques enregistrées est montré ici. Des prélèvements appariés de gaz du sang artériel maternel et fœtal ont été effectués à des moments prédéterminés pendant les périodes chirurgicale et postopératoire afin de garantir leur état de santé. Les paramètres du ventilateur, la thérapie de remplissage et le débit de perfusion de la dobutamine ont tous été ajustés en fonction de ces résultats afin d'assurer une ventilation et une perfusion adéquates tant de la mère que du fœtus ; une oxygénothérapie par voie nasale a été instaurée.Une fois que le U a été extubé, la thérapie par fluides a été poursuivie. En cas de trouble acido-basique ou électrolytique détecté, nous avons émis l'hypothèse que la raison de l'acidose métabolique légère transitoire observée chez le fœtus était due à la réduction de la perfusion utérine associée à l'emploi d'une anesthésie douce.Pour plus d'informations concernant les résultats, veuillez vous référer à l'article écrit. En résumé, ce modèle décrit l'implantation chirurgicale de base de deux cathéters artériels, d'un cathéter veineux, du positionnement des câbles d'ECG et d'un cathéter amniotique. Ces dispositifs permettront la surveillance de l'électrocardiogramme, le prélèvement de sang artériel et veineux, ainsi que le suivi de la pression hydrostatique intra-utérine.Nous tenons à remercier les personnes suivantes pour leur précieuse aide dans ce projet de recherche intensif. Nous aimerions également remercier les Instituts de recherche en santé du Canada. Lafon effectue des recherches au Québec sur Santi et la Fondation de recherche périnatale Twell pour leur soutien financier apporté à ce projet.

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Developmental Biology

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