Neural activité Propagation dans un hippocampe Préparation déplié avec un pénétrant Micro-réseau d'électrodes

Nous avons développé un dépliée hippocampe in vitro qui préserve CA1-CA3 réseau de neurones. En combinaison avec le réseau de pénétration de micro-électrode, l'activité neuronale peut être contrôlée dans les deux orientations longitudinale et transversale. Cette méthode présente des avantages par rapport aux préparations de tranche de l'hippocampe que la propagation dans tout l'hippocampe peuvent être enregistrées simultanément.

L’objectif global de cette procédure est d’introduire le processus de dépliage de l’hippocampe de rongeur et de placer la préparation du tissu plat sur le réseau de micro-électrodes pénétrantes. Pour l’enregistrement. Ceci est accompli en isolant d’abord l’hippocampe d’une souris de la moitié de son cerveau.

La deuxième étape consiste à déplier la structure incurvée de l’hippocampe à l’aide d’outils sur mesure. Ensuite, l’hippocampe déplié est transféré dans la chambre d’enregistrement et placé sur le réseau d’enregistrement. La dernière étape consiste à retirer l’hippocampe déplié du réseau après l’expérience.

En fin de compte, la méthode de cartographie de normalisation individuelle est utilisée dans l’analyse des données pour montrer la propagation de l’activité neuronale enregistrée par le réseau de micro-électrodes pénétrantes. Eh bien, le principal avantage de cette technique est qu’elle nous permet d’enregistrer l’activité neuronale dans deux directions transversales et longitudinales. Afin de voir la propagation réelle de l’activité neuronale, vous avez besoin d’un hippocampe intact, de dérouler les bocaux et de vous coucher à plat dans une chambre d’enregistrement, et la propagation aura alors lieu dans des directions transversales et longitudinales.

Et nous avons ensuite pu déterminer la vitesse de propagation du tissu. Nous étions de l’activité dans les deux sens, et nous avons pu étudier les mécanismes de propagation, en particulier, les mécanismes non synaptiques. Nous avons pu voir l’activité se propager avec cette transmission synaptique avec ces jonctions lacunaires, et en raison de la vitesse, nous savons que ce n’est pas de la diffusion.

Nous essayons maintenant de comprendre les mécanismes réels de cette propagation. En général, les personnes qui ne connaissent pas cette technique auront du mal à raison des procédures difficiles de dépliage de l’hippocampe et de placement de la préparation du tissu plat sur ce réseau de micro-électrodes pénétrantes sans endommager le tissu ou le réseau. Pour commencer cette procédure, placez la tête de souris dans du saccharose oxygéné glacé.

Un LCR utilise une paire de ciseaux fins pour enlever la peau du crâne. Ensuite, coupez le crâne le long de la ligne médiane et les deux extrémités près du lobe temporal. Épluchez ensuite le crâne coupé vers les côtés de la tête.

Afin d’exposer le cerveau, retirez soigneusement le cerveau du crâne avec la spatule. Après cela, placez le cerveau sur une étape chirurgicale glacée recouverte de papier filtre humide. Retirez le cervelet à l’aide d’une lame glacée.

Par la suite, séparez les deux hémisphères en coupant la ligne médiane du cerveau. Placez ensuite les deux hémisphères séparés dans un bécher rempli de saccharose glacé. Un LCR bouillonnant avec 95 % d’oxygène, 5 % de dioxyde de carbone.

Transférez un hémisphère à l’étape glacée recouverte de papier filtre. Placez des serviettes en papier ordinaires ou des papiers filtres autour du cerveau pour absorber la solution supplémentaire. Ensuite, utilisez deux pipettes en verre poli au feu pour séparer le cortex de la partie centrale du cerveau afin d’exposer l’hippocampe.

Ensuite, appliquez deux à trois gouttes de liquide auriculaire glacé sur le tissu et retirez la solution supplémentaire. Coupez les connexions avec le cortex aux deux extrémités de l’hippocampe. Ensuite, disséquez l’hippocampe du cerveau avec les outils en verre poli au feu.

Séparez ensuite tout l’hippocampe avec son côté ous vers le haut et le sillon de l’hippocampe vers le bas Appliquez rapidement deux à trois gouttes de sase glacée CSF sur le tissu à nouveau et retirez la solution supplémentaire autour de celui-ci. Ensuite, utilisez l’outil en verre poli au feu pour retourner tout l’hippocampe. Pour exposer le sillon, utilisez une lame glacée pour couper les extrémités septale et temporale de l’hippocampe.

Si nécessaire, insérez une aiguille de verre sur mesure dans le sillon et coupez la piste de fibre de DG à environ trois. Ensuite, utilisez une boucle de fil métallique pour tirer le DG et déplier l’hippocampe. L’ensemble du processus chirurgical dure généralement environ deux minutes.

Appliquez encore deux à trois gouttes de saccharose A glacé sur le tissu et retirez la solution supplémentaire autour de celui-ci. Coupez ensuite les bords de l’hippocampe déplié avec une lame glacée. Transférez la préparation dans la chambre de récupération remplie de LCR A normal et bouillonnée avec 95 % d’oxygène et 5 % de dioxyde de carbone à température ambiante pendant une heure avant de la transférer dans la chambre d’enregistrement.

Dans cette procédure, remplissez une bouteille avec du LCR A normal et une autre bouteille avec quatre bulles de LCR AP A. Les solutions avec 95 % d’oxygène, 5 % de dioxyde de carbone dès le début des expériences. Utilisez un connecteur trivalve pour contrôler la solution qui sera sélectionnée au cours d’une expérience.

Ensuite, connectez un tube à vide à la sortie de la chambre. Pour évacuer la solution dans un bac à poussière, chauffez la canalisation avant de la livrer dans la chambre d’enregistrement et maintenez-la à une température contrôlée de 35 degrés Celsius. Après avoir fermé l’entrée et la sortie de la chambre d’enregistrement, utilisez une pipette en verre compte-gouttes sur mesure pour transférer l’hippocampe déplié dans la chambre d’enregistrement.

Sous la position du microscope, l’hippocampe déplié, avec sa face alvia vers le bas, environ une zone à trois pointant vers l’extérieur et un champ pointant vers le chercheur, aspire soigneusement la solution dans la chambre à l’aide d’une pipette à vide depuis le bord de la chambre d’enregistrement jusqu’à ce que la chambre soit sèche et que le tissu repose sur le réseau. Ensuite, placez soigneusement une ancre de tissu sur mesure sur le dessus du tissu pour maintenir l’hippocampe déplié sur le réseau. Remplissez la chambre d’enregistrement avec quelques gouttes de solution.

Ouvrez progressivement l’entrée et la sortie pour ajuster le débit à environ deux gouttes par seconde dans la chambre de déclenchement IV. Incuber le tissu dans la chambre d’enregistrement avec un LCR A normal pendant environ une minute. Ensuite, changez de solution.

Appliquer sur quatre AP A dissous et ajuster correctement le débit. Incuber le tissu dans quatre AP dissous Un LCR pendant environ cinq à 10 minutes avant l’enregistrement. Pour retirer le tissu de la PMEA, contrôlez l’ancrage du tissu à l’aide d’un micromanipulateur et soulevez progressivement l’ancre de la chambre d’enregistrement.

Fermez l’entrée et la sortie afin d’arrêter le flux. Dans la chambre d’enregistrement, utilisez un petit pinceau pour soulever le coin du tissu. Si le tissu ne flotte pas dans la solution, utilisez le tube à vide pour sécher soigneusement la chambre avec le tissu toujours assis sur le réseau.

Ensuite, ouvrez soigneusement l’entrée pour remplir progressivement la chambre et fermez l’entrée pour arrêter le flux. Lorsque la chambre d’enregistrement est pleine, utilisez le petit pinceau pour soulever le coin du tissu. Encore. Si le tissu flotte dans la solution, utilisez le tube à vide pour aspirer le tissu.

Ouvrez le débit à l’entrée et le vide à la sortie. Lavez le système à l’eau distillée et séchez-le. Il s’agit d’un exemple de l’activité spontanée induite par 100 micromolaires quatre AP A CSF enregistrés à partir de l’une des micro-électrodes situées dans la région dendritique basale avec un rapport signal/bruit de 34,9 décibels.

Et voici les activités agrandies dans le rectangle rouge. Il s’agit des données brutes d’une autre micro-électrode située plus près du somata avec un rapport signal/bruit de 27,2 décibels. Voici un autre exemple d’enregistrement obtenu à partir d’une électrode positionnée dans la couche somatique.

Dans cet exemple, le rapport signal/bruit est de 18,53 décibels, et voici le bruit de base enregistré à partir d’une micro-électrode. La ligne de base a généralement une valeur de crête à crête de 150 à 200 microvolts, et l’impédance d’une seule électrode est d’environ un à deux méga ohms. Cette vidéo montre la propagation neuronale enregistrée avec le réseau, puis traitée à l’aide d’une méthode de normalisation individuelle.

Dans l’analyse des données, l’ensemble de la propagation à travers l’ensemble du tissu dure environ 100 millisecondes après cette procédure. D’autres méthodes comme la neuroimagerie dans l’hippocampe déplié, in vitu peuvent également être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires comme le mouvement des foyers neurologiques. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de déplier l’hippocampe en place, la préparation des tissus plats sur le réseau de micro-conférences.