Name: Étape par étape: méthode de formation Microsurgical combinant deux modèles animaux inanimés (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: Apprenez la microchirurgie sur modèles animaux non vivants en utilisant des cuisses et ailes de poulet. Cette méthode permet aux chirurgiens de développer leurs compétences en suture vasculaire avant la chirurgie clinique.

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1. Préparation: <ol><li> Obtenir un microscope table stéréo, avec une variable de 3,5 x à 45x zoom, 200 mm distance de travail, 55 à 75 mm de distance inter pupillaire variable et un accessoire conduit anneau de lumière. Toute microscope similaire est adéquate, il peut être mis en place sur une petite table et ne sont pas extrêmement coûteux. </li><li> Rassembler et préparer un ensemble d&#39;instruments de microchirurgie avec deux micros, l&#39;un de microchirurgie ciseaux de dissection, et une aiguille-conducteur; ceci est le minimum requis, il doit être pris en compte que ceux-ci sont des instruments pratiques et des instruments de qualité haut de gamme ne sont pas nécessaires. </li><li> Utilisez 9/0 monofilament micro-suture pour toutes les pratiques. Acheter disponible dans le commerce cuisses ou ailes de poulet et colorant alimentaire au supermarché local. </li><li> A 20 G angio-cathéter est utilisé pour les tests de perméabilité sur les artères fémorales poulet. Pour les artères brachial un diluant 27 G cathéter est nécessaire. Ceux-ci peuvent être acquises sur Internet à une pharmacie locale ouavec les instruments fixés. Acheter une seringue disponible dans le commerce pour injecter le colorant alimentaire. </li></ol> 2. techniques de dissection macroscopique: <ol><li> L&#39;approche des vaisseaux fémoraux est simple. Pour les cuisses de poulet, effectuer une technique de dissection juste en dedans de la diaphyse fémorale, séparer le muscle fémoral de l&#39;os et exposer l&#39;artère fémorale, la veine et le nerf. Le nerf peut être encore disséqué en deux fascicules séparés pour les différents types de pratiques de réparation nerveuse. </li><li> Pour accéder à l&#39;artère brachiale de poulet dans les ailes de poulet, inciser la peau longitudinalement avec une paire de ciseaux, de l&#39;épaule jusqu&#39;à la pointe de l&#39;aile. Observez l&#39;artère qui relie le biceps et les triceps brachial. </li></ol> 3. recommandée régime d&#39;entraînement: <ol><li> Formation à l&#39;artère fémorale. NOTE: La première étape dans le régime de formation est de pratiquer avec le poulet artère fémorale. </li></ol><ol><li> Placez le morceau sous le microscope et commencer la dissection microchirurgicale. Libérer l&#39;artère fémorale à partir des tissus sous-jacents; et le diviser horizontalement. Effectuer une adventicectomy. Utilisez les micro-micros et les micro-ciseaux pour couper toute adventicia recouvrant la lumière artérielle. Rincer la lumière interne avec de l&#39;eau du robinet. Notez l&#39;heure de départ </li><li> Effectuer un bout à l&#39;anastomose. <ol><li> Lancer sur la paroi arrière de l&#39;artère sur le côté opposé à l&#39;opérateur. Placez le premier point; commencer sur le côté gauche si l&#39;on travaille à l&#39;horizontale, sur le côté inférieur si l&#39;on travaille à la verticale. Passer l&#39;aiguille de l&#39;extérieur de l&#39;artère vers la lumière, puis à partir de la lumière à l&#39;extérieur de l&#39;artère. </li><li> Attachez le point, effectuez un double nœud d&#39;abord, et puis deux lancers seule directions alternées. Remplissez tout le mur arrière avec la technique décrite ci-dessus. </li><li> À partir de la droite si vous travaillez à l&#39;horizontale ou la face supérieure si vous êtes working verticalement, placer un seul point de l&#39;extérieur à la lumière, puis à partir de la lumière vers l&#39;extérieur. Attacher le noeud comme décrit ci-dessus. Compléter le mur avant de répéter la procédure décrite dans 3.1.2.2. </li><li> Notez la dernière fois ce qui vous permettra de garder une trace du temps, de sorte que vous pouvez contrôler votre progression. NOTE: Les auteurs préfèrent une technique d&#39;un chemin; mais tout type de suture microchirurgicale peut être répété. Il est recommandé que le stagiaire termine autour de 25 anastomoses microchirurgicales de cette manière avant qu&#39;il peut essayer d&#39;autres scénarios cliniques. Ceux-ci comprennent le greffage de la veine de lacunes artérielles, de bout en bout réparations nerveuses, et l&#39;utilisation de conduits veineux pour le traitement des lacunes nerveuses. Une technique importante en chirurgie microvasculaire, qui peut être appris avec cette méthode de formation est la suture continue ou en cours d&#39;exécution, pour effectuer cette technique, les stagiaires se déroule comme 3.1.2.1 mais le Stich est pas coupé, continuer à effectuer des points comme dans 3.1.2.1 sans les couper uusqu&#39;à vous remplissez l&#39;ensemble de suture et l&#39;attacher à la maille d&#39;origine à la fin. </li></ol></li></ol><ol start="2"><li> Formation avec l&#39;artère brachiale <ol><li> Placer la pièce sous le microscope. Terminez la procédure telle que décrite ci-dessus pour l&#39;artère fémorale. NOTE: La seule différence est la taille. L&#39;artère brachiale est beaucoup plus petite que l&#39;artère fémorale et l&#39;anastomose est considérablement plus difficile. </li></ol></li><li> tests de perméabilité <ol><li> Traverser un 20 ou 27 G angio-cathéter douceur à travers l&#39;anastomose, pour vérifier les obstructions causées par des points de suture suture des parois des vaisseaux ensemble. </li><li> Appliquer une seringue avec un colorant alimentaire commerciale à la fin de l&#39;angio-cathéter et perfuser de colorant dans l&#39;artère pour tester les fuites de jet </li><li> Ouvrez l&#39;artère longitudinalement de visualiser les points de suture, leur parallélisme et le montant de la paroi prises. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Lee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Historical+events+on+development+of+experimental+microsurgical+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Yonsei+Med+J%22%5BJournal%5D)">Historical events on development of experimental microsurgical organ transplantation.</a> Yonsei Med J. 45 (6), 1115-1120 (2004).</li>
<li>Shurey, S., Akelina, Y., Legagneux, J., Malzone, G., Jiga, L., Ghanem, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+model+in+microsurgery+education%3A+classical+exercises+and+new+horizons%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons.</a> Arch Plast Surg. 41 (3), 201-208 (2014).</li>
<li>Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+cadaveric+infusi%C3%B3n+model+for+neurosurgical+training%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Human cadaveric infusión model for neurosurgical training.</a> Surg Neurol. 72, 700-702 (2009).</li>
<li>Peled, I. J., Kaplan, H. Y., Wexler, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsilicone+anastomoses%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsilicone anastomoses.</a> Ann Plast Surg. 10 (4), 331-332 (1983).</li>
<li>Gluer, N. M., Rao, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Canniesburn+%E2%80%9Cever-ready%E2%80%9D+model+to+practise+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Canniesburn “ever-ready” model to practise microsurgery.</a> Br J Plast Surg. 43 (3), 381-382 (1990).</li>
<li>Hino, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Training+in+microvascular+surgery+using+a+Chicken+wing+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Training in microvascular surgery using a Chicken wing artery.</a> Neurosurgery. 52 (6), 1495-1498 (2003).</li>
<li>Marsh, D. J., Norton, S. E., Mok, J., Patel, H. D., Chen, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+the+Chicken+thigh+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training the Chicken thigh model.</a> Ann Plast Surg. 59 (3), 355-356 (2007).</li>
<li>Jeong, H. S., Moon, M. S., Kim, H. S., Lee, H. K., Yi, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+with+fresh+chicken+legs+and+their+histological+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training with fresh chicken legs and their histological characteristics.</a> Ann Plast Surg. 70 (1), 57-61 (2013).</li>
<li>Couceiro, J., Ozyurekoglu, T., Sanders, S., Tien, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+regimen+with+nonliving+chicken+models%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training regimen with nonliving chicken models.</a> Microsurgery. 33 (3), 251-252 (2013).</li>
<li>Phoon, A. F., Gumley, G. J., Rtshiladze, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+using+a+pulsatile+membrane+pump+and+chicken+thigh%3A+A+new%2C+realistic%2C+practical%2C+nonliving+educational+model%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training using a pulsatile membrane pump and chicken thigh: A new, realistic, practical, nonliving educational model.</a> Plast Reconstr Surg. 126 (5), 278e-279e (2010).</li>
<li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La pratique clinique de la microchirurgie nécessite une pratique continue et un haut niveau d’expertise ; Ses applications comprennent les lambeaux libres, les procédures de réimplantation et de revascularisation, les anastomoses intracrâniennes et extracrâniennes pour les procédures neurochirurgicales, la chirurgie des nerfs périphériques et autres. Malgré la grande variété de procédures qui nécessitent des techniques microchirurgicales, certaines d’entre elles sont rarement pratiquées dans de nombreux centres. Les chi...

Un large éventail de modèles de formation a été décrit pour l’apprentissage et le maintien des compétences microchirurgicales de base et avancées. Il s’agit d’animaux vivants1,2, de spécimens cadavériques humains3, de modèles inertes4,5 et de modèles d’animaux non vivants6-9. Les modèles d’animaux vivants, en particulier ceux utilisant des rats, ont été largement utilisés dans l’enseignement de la microchirurgie 1,2 ; Et ils sont considérés comme l’étalon-or actuel de la formation. Malgré leur valeur instructive remarquable, lorsqu’une formation intensive ou prolongée est nécessaire ; Des considérations économiques et éthiques peuvent entraver leur utilisation pratique. 
Les modèles cadavériques3 offrent la possibilité d’exercer dans un environnement similaire à celui de la situation clinique réelle ; ils sont malheureusement limités aux laboratoires d’anatomie et aux installations similaires, un microscope doit également être disponible au laboratoire ; ces modèles ne sont donc pas largement disponibles. Les modèles inertes tels que les tubes en caoutchouc ou les gants4,5 sont bon marché et facilement accessibles, l’équipement requis pour leur application est minimal. La ressemblance avec une situation clinique est cependant ténue ; Et leur application est généralement limitée aux étapes d’introduction de la formation, avant que le stagiaire ne commence à pratiquer sur des rats. À notre connaissance, Hino6 a été le premier à proposer l’utilisation de poulets non vivants pour le développement et le maintien des compétences microchirurgicales cliniques. Son modèle est basé sur l’extraction et l’utilisation ultérieure de l’artère brachiale du poulet à partir d’ailes de poulet commerciales. Cette approche n’a pas besoin de l’approbation du comité d’examen de l’établissement, de l’anesthésie des rongeurs, des techniciens de laboratoire ou des soins postopératoires. 
Suite à la description de Hino du modèle de l’artère de l’aile de poulet, de nombreux autres modèles d’animaux non vivants ont été publiés. L’utilisation de cuisses de poulet commerciales a été suggérée pour la première fois par Marsh et coll.7 qui ont signalé l’utilisation de l’artère fémorale, de la veine et du nerf à des fins didactiques. Ce modèle particulier élargit les possibilités d’entraînement en incluant des structures différentes des artères ; Il permet à l’apprenti d’effectuer une variété de procédures complexes telles que des greffes veineuses, des greffes nerveuses ou des réparations fasciculaires. Jeong et al.8 ont étudié plus en détail le modèle de cuisse de poulet de Marsh et ses applications à l’enseignement des médecins résidents. Les auteurs ont analysé histologiquement des échantillons de tissus de poulet et ont constaté qu’ils présentaient des similitudes avec les tissus humains. Le temps nécessaire pour effectuer une anastomose par le stagiaire a été considérablement réduit par la pratique dans leur étude. Ils ont conclu que « les faisceaux neurovasculaires fémoraux de poulet sont un modèle approprié et efficace pour l’enseignement et la pratique de la microchirurgie ». En 2013, mes collègues et moi-mêmeavons publié un régime d’entraînement microchirurgical qui combinait à la fois les modèles de cuisse de poulet et d’aile de poulet ; Cette approche bénéficie de la polyvalence des cuisses de poulet et de la taille limitée de l’artère de l’aile de poulet, ce qui peut représenter plus difficile que les vaisseaux fémoraux pour les stagiaires plus avancés. 
Sur le présent manuscrit, nous décrivons étape par étape le processus de mise en place d’un poste de pratique microchirurgicale, le matériel nécessaire, comment disséquer les structures neurovasculaires de chaque modèle et comment appliquer efficacement le régime d’entraînement.

<table><tbody><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Amscope</td><td>SM-1BX</td><td>Microscope</td></tr><tr><td>Lumière LED</td><td>Amscope</td><td>LED-80S-YA Système d’éclairage</td><td></td></tr> Set <tr><td>d’instruments microchirurgicaux</td><td>Chen Hen Hen Instruments microchirurgicaux</td><td>HC- X803-1</td><td>Instruments microchirurgicaux</td></tr><tr><td>Sutures microchirurgicales</td><td>S/T Microsurgical</td><td>9/0</td><td>Sutures</td></tr></tbody></table>

Étape par étape: méthode de formation microsurgical combinant deux modèles animaux inanimés



Step By Step: Microsurgical training method combining two nonliving animal models

L’apprentissage des techniques microchirurgicales et le maintien des compétences microchirurgicales ont été traditionnellement basés sur l’utilisation d’animaux vivants, principalement des rats de laboratoire. Cette méthode, bien qu’extrêmement précieuse, peut être économiquement exigeante tant pour le chirurgien que pour l’institution parraine ; Cela nécessite également des installations de formation spéciales qui ne sont pas toujours disponibles ou accessibles. De plus, des préoccupations éthiques peuvent limiter l’utilisation d’animaux vivants à des fins de dressage. Les méthodes de formation alternatives, telles que les tubes inertes et les gants, n’ont pas gagné en popularité parmi les chirurgiens car elles n’offrent pas une expérience similaire à celle d’une situation clinique. Les modèles d’animaux non vivants comprennent l’utilisation de cuisses et d’ailes de poulet ; Ils offrent une expérience de pratique qui ressemble beaucoup à une situation clinique. Ce type de formation est relativement bon marché et facilement disponible. Le microscope et les instruments nécessaires peuvent être achetés sur Internet, et les morceaux de poulet peuvent être achetés au supermarché local.
Cette approche permet à un stagiaire motivé de répéter plusieurs fois différents types de techniques chirurgicales à un coût raisonnable, ce qui l’aide à développer ou à maintenir son expertise chirurgicale si des installations plus complexes ne sont pas disponibles. Sur le manuscrit actuel, nous décrivons comment installer une petite station d’entraînement, comment disséquer les spécimens et comment pratiquer à la fois avec les cuisses de poulet et avec les ailes de poulet de manière progressive. Cette approche tire parti de la polyvalence du modèle de cuisse de poulet et de la petite taille de l’aile de poulet de l’artère brachiale.

Les auteurs ont leurs chronometered fois avec le présent procédé de formation et ont vu de réduire considérablement les temps d&#39;anastomose pour une artère fémorale à la fin de la troisième semaine. Le stagiaire peut contrôler les améliorations sur sa technique en vérifiant son temps, ses pourcentages de perméabilité et l&#39;alignement de ses points de suture. Le système décrit dans ce manuscrit est représenté sur la figure 1, il comprend un microscope de table et un ensemble d&#39;instruments de microchirurgie. Les...

Nous décrivons ici comment mettre en place un petit poste de pratique microchirurgicale et une méthode simple et peu coûteuse pour l’entraînement de la microchirurgie avec des modèles animaux non vivants.

Étape par étape: méthode de formation Microsurgical combinant deux modèles animaux inanimés

The learning of microsurgical techniques and the maintenance of microsurgical skills have been traditionally based on the use of living animals, mainly ...

L'objectif général de l'expérience suivante est de développer une méthode d'entraînement à la microchirurgie combinant deux modèles microchirurgicaux animaux non vivants. Pour un stagiaire n'ayant aucune expérience préalable en microchirurgie, une dissection microscopique d'une cuisse de poulet disponible commercialement est recommandée en premier lieu afin d'exposer l'artère fémorale, la veine et le nerf. Le tissu est ensuite placé sous microscope pour réaliser la technique microchirurgicale souhaitée.Par exemple, une suture bout à bout de l'artère fémorale du poulet. Lorsque l'apprenti est à l'aise avec les tissus de la cuisse, la procédure peut ensuite être pratiquée sur une artère brachiale plus petite, présente dans les ailes de poulet disponibles commercialement. En définitive, la maîtrise de ces techniques de microchirurgie sur les artères fémorale et brachiale du poulet peut préparer le neurochirurgien à travailler sur des modèles animaux vivants de plus petite taille ainsi que dans des situations cliniques.L'avantage principal de cette technique par rapport à une autre méthode existante, comme l'entraînement au Micros Soldier avec le rat, est que notre technique ne nécessite pas d'anesthésie et n'exige pas d'installations spécialisées, réduisant ainsi les coûts et le nombre d'animaux sacrifiés. Les vaisseaux fémoraux et le nerf sciatique de la cuisse du poulet peuvent facilement être exposés en passant un doigt juste médialement au niveau du fût fémoral. La tête fémorale peut alors être observée près du plan de dissection, situé juste parallèlement au fût fémoral, afin de pratiquer une anastomose bout à bout avec la technique du « one way up » sur l'artère fémorale du poulet.Placez ensuite le tissu sous le microscope. Il faut maintenant observer l'emplacement de l'artère fémorale, de la veine et du nerf sciatique. Libérez l'artère des tissus sous-jacents et sectionnez-la horizontalement.Ensuite, à l’aide de pinces microchirurgicales et de ciseaux microchirurgicaux, retirer toute adventice recouvrant la lumière artérielle, puis rincer l’intérieur de la lumière avec de l’eau du robinet. Si l’on chronomètre, noter l’heure de début, puis placer le premier point de suture sur la paroi postérieure de l’artère fémorale, du côté opposé du tissu, en faisant passer l’aiguille de l’extérieur de l’artère vers la lumière, puis de la lumière vers l’extérieur de l’artère afin de nouer le point. Effectuer d’abord un nœud double, suivi de deux demi-nœuds simples dans des directions alternées.Ensuite, complétez entièrement la paroi postérieure en passant l'aiguille de part et d'autre comme vient de l'être démontré. Puis, placez un point simple sur la paroi antérieure du vaisseau, de l'extérieur vers la lumière, puis de la lumière vers l'extérieur. Faites ensuite le nœud comme vient de l'être démontré, en complétant la paroi antérieure à l'aide de points simples tels que décrits précédemment.Et enregistrez la fin. Il est maintenant temps de s'exercer sur l'artère brachiale du poulet. Commencez par utiliser des ciseaux pour inciser la peau longitudinalement depuis l'épaule jusqu'à l'extrémité de l'aile.L'artère peut maintenant être observée parcourant la région située entre les muscles biceps et triceps brachial, comme indiqué par les flèches. Pour tester la perméabilité de chacune des procédures microchirurgicales, faire passer un cathéter angio de calibre 20 ou 27 lisse à travers l'anastomose afin de vérifier la présence d'obstructions. Ensuite, fixer une seringue chargée d'un colorant alimentaire commercial à l'extrémité du cathéter et perfuser le colorant dans l'artère pour tester d'éventuelles fuites.Enfin, ouvrez l'artère longitudinalement pour visualiser les points de suture, leur parallélisme et la quantité de paroi engagée ici. Une image microscopique de la suture bout à bout de l'artère fémorale, réalisée selon une technique unidirectionnelle ascendante à points séparés comme vient d'être démontrée, est présentée. Alors que sur cette image, une suture bout à bout représentative de l'artère brachiale d'un poulet est montrée.L'artère brachiale est beaucoup plus petite que l'artère fémorale, ce qui rend la procédure beaucoup plus difficile sur le plan technique. Le modèle de cuisse de poulet est très polyvalent, permettant différents types d'exercices pratiques. En effet, dans cette expérience représentative, une réparation de l'artère fémorale à l'aide d'une greffe veineuse prélevée sur la veine fémorale a été réalisée.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment réaliser une anastomose artérielle bout à bout, ou bien une artère fémorale ou radiale de poulet. Vous devriez également savoir comment évaluer la qualité de vos résultats.

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