Name: Utilisation de la Électrorétinogramme pour évaluer la fonction dans le Retina rongeurs et les effets protecteurs de la distance préconditionnement ischémique Limb (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 34 s
Description: Apprenez à utiliser l'électrorétinogramme pour évaluer la fonction rétinienne chez le rat et démontrer les effets protecteurs du préconditionnement ischémique à distance sur la rétine.

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Les auteurs sont reconnaissants de l&#39;aide de Mme Sharon Spana dans la surveillance des rongeurs, la manipulation et l&#39;expérimentation. soutien financier de doctorat a été fournie par l&#39;Université de Sydney et du Centre australien de recherche pour l&#39;excellence dans la Vision.

Ce protocole suit les directives de protection des animaux de l&#39;Université de Sydney. 1. réaliser des électrodes <ol><li> Construire l&#39;électrode positive (celui qui prendra contact avec la cornée) d&#39;un court (5 cm) de longueur de fil de platine de 1-2 mm de diamètre. Façonner dans une boucle de quelques mm de diamètre. Connectez cette boucle à une connexion classique, assez long pour atteindre le stade de votre amplificateur d&#39;entrée (voir Figure 4). </li><li> Construire l&#39;électrode négative (qui ira dans la bouche de l&#39;animal) en utilisant un Ag / AgCl culot 1-2 mm de diamètre, également reliée à une avance de convention (voir Figure 4). </li><li> Comme une électrode de référence (qui ira dans la croupe de l&#39;animal), utiliser une aiguille hypodermique propre (23 G), également relié à un fil d&#39;une longueur appropriée (voir Figure 4). </li><li> Idéalement, utiliser des câbles de trois plomb fournies par les fabricants d&#39;instruments, pour relier les trois électrodes (U positif94; cornée, négative → bouche, référence → croupe) à l&#39;amplificateur. </li></ol> 2. Raccordement et étalonnage du stimulus lumineux et ERG Set-up <ol><li> Créez (ou localiser) un petit laboratoire d&#39;enregistrement, qui peut être fait sombre. Equipé d&#39;un ou des deux une lumière over-the-banc en rouge ou une lampe frontale rouge. </li><li> Utilisez un luxmètre pour confirmer que l&#39;éclairement de la lumière rouge atteindre l&#39;oeil du rat lors de l&#39;installation ne dépasse pas 1 lux. Remarque: Un filtre de densité neutre peut être utilisé pour réduire la luminosité de la lampe et la source de lumière de la lampe doit spécifiquement émettre de la lumière rouge. Adaptation à l&#39;obscurité sera compromise si les sources lumineuses émettent plus faibles longueurs d&#39;onde (visibles). </li><li> Sceller toute lumière parasite entrer dans le laboratoire d&#39;enregistrement (ce qui nécessite souvent la persistance avec du ruban adhésif opaque) et préparer un filtre de densité neutre (ce qui peut être acheté en feuilles) assez grand pour accueillir plus, et si faible, un écran d&#39;ordinateur que vous aurez dans le laboratoire. Note: La lumière parasite etla lumière d&#39;un écran sont suffisantes pour porter atteinte adaptation à l&#39;obscurité de l&#39;oeil de rat. </li><li> Branchez l&#39;amplificateur de matériel d&#39;acquisition de données. Branchez, fils négatifs et positifs référence à l&#39;amplificateur. Assurez-vous que l&#39;ordinateur et l&#39;unité d&#39;alimentation de Ganzfeld LED sont bien connectés à une source de masse. Remarque: Certains laboratoires sont spécialisés points de mise à la terre, relié à une masse d&#39;un bâtiment; une conduite d&#39;eau est une alternative efficace. </li><li> Calibrer la source de lumière LED avec un radiomètre la recherche de qualité. Fixer le capteur de l&#39;appareil de mesure dans la position à laquelle l&#39;oeil de l&#39;animal sera situé au cours d&#39;une expérience. </li><li> Programme des LED Ganzfeld Pour exécuter un plein champ protocole ERG avec des augmentations graduelles de l&#39;énergie flash, durée de flash, flash répétition et le temps entre les bouffées, appelé intervalle de interstimuls (ISI), les réglages. Pour un protocole exemple plein champ voir le tableau 1. Remarque: Le plein champ ERG clignote augmentent à partir répétitives clignote sombres à bdroite clignote dans un sage manière progressive. Le programme flash double suite au protocole de plein champ et permet d&#39;isoler des réponses des bâtonnets et des cônes. </li></ol> 3. Jour Avant ERG Expérimentation <ol><li> Adapter foncé rats Sprague-Dawley pendant 12 heures avant l&#39;enregistrement. Il est commode de le faire dans le laboratoire d&#39;enregistrement, une fois la lumière parasite a été éliminée. </li></ol> 4. Jour de l&#39;ERG Expérimentation <ol><li> Prendre des dispositions pour l&#39;animal d&#39;être chauffé doucement pendant l&#39;enregistrement. Nous utilisons une plate-forme de métal léger construit de telle sorte que la tête de l&#39;animal peut se reposer au point correcte à l&#39;entrée de la Ganzfeld. La plate-forme dispose d&#39;un tube intégré à travers lequel nous pomper l&#39;eau préchauffé à 40 ° C dans un bain d&#39;eau. Remarque: L&#39;expérience montre que ce qui maintient la température à coeur de l&#39;animal à 37 ° C. </li><li> Peser le rat dans des conditions sombres. Enregistrer le poids et maquillage kétamine correcte (60 mg / kg) et de xylazine (5 mg / kg) la dose. Retenez le rat gently et injecter un anesthésique par voie intrapéritonéale. </li><li> Remarque moment de l&#39;injection. Une fois que l&#39;animal est inconscient (généralement dans les 5 min) vérifier la profondeur de l&#39;anesthésie en pinçant légèrement un plot de pied, pour voir si une réponse réflexe est présent. Il est préférable d&#39;attendre jusqu&#39;à ce que ce réflexe est absente ou faible, avant de poursuivre. </li><li> Appliquer une seule goutte d&#39;atropine et un autre de proxmethacaine à la cornée. </li><li> Couper une longueur de 10 cm de fil noir. Faire une boucle avec un nœud simple et glisser la boucle sur l&#39;équateur de l&#39;œil. Serrer légèrement; l&#39;effet est d&#39;attirer l&#39;œil légèrement vers l&#39;avant, avec une pression minimale. Cela permet de maintenir la cornée claire des paupières. </li><li> Appliquer œil carbomère tombe à la surface de la cornée. Assurer carbomère reste sur la surface de la cornée et ne se renverse sur les paupières ou le visage. </li><li> Placez la literie absorbante sur le dessus de la plate-forme chauffée. </li><li> Position rat sur la literie, avec la tête à l&#39;endroit recommandé à l&#39;ouverture de la Ganzfeld. </li><li> Insérer internal sonde de température dans le rectum. Sonde de température sécurisé en position en collant la sonde cordon à la queue. </li><li> Insérez l&#39;électrode de référence (l&#39;aiguille 23 G) sous-cutanée dans la patte arrière, et se connecter à un amplificateur. </li><li> Placer l&#39;électrode négative (la pastille Ag / AgCl) en toute sécurité dans la bouche. Pour éviter ce glisser hors de la bouche, apposer le câble de raccordement sur une surface stable. </li><li> Placez l&#39;électrode positive sur le centre de la cornée. Utilisation d&#39;un micromanipulateur, veiller à ce que l&#39;électrode touche doucement la cornée. </li><li> Vérifiez la température du corps est à 37,0 à 37,5 ° C. </li><li> Une fois que l&#39;animal est correctement positionné et les électrodes sont en place, le drapé toute configuration (Ganzfeld et animale) avec un matériau opaque (pour préserver adaptation à l&#39;obscurité). Nous utilisons un chiffon doux noir. </li><li> Dans le logiciel d&#39;acquisition fixé à un taux d&#39;échantillonnage de 2 kHz avec un temps de collecte de 100-1000 msec avec 5 ms de pré-collecte échantillonnage. Réglez les filtres passe-bande à 1-1,000Hz et veiller à ce que l&#39;échantillonnage est déclenché pour goûter à la période de ~ 250 ms à la suite d&#39;un flash. </li><li> Vérifiez la ligne de base de l&#39;enregistrement. Il doit être exempt de bruits parasites, mais montrer un peu de bruit de l&#39;amplificateur et une oscillation respiratoire. </li><li> Si la ligne de base montre les bruits parasites, commencer le dépannage. La plupart des problèmes sont liés à des dérapages dans la position de l&#39;électrode, ou d&#39;échouement. Utilisez une cage de Faraday pour assurer des enregistrements sont exemptes de bruit parasite. </li><li> Exécuter un flash test, 0,4 log scot cd.sm -2. Une forme d&#39;onde ERG similaire à la figure 2A devrait apparaître. Dans notre laboratoire réponses typiques pour un 0,4 log scot cd.sm -2 Flash sont (a-onde: ± 39 mV -474 et b-ondes: 1512 ± 160 mV, n = 11). </li><li> Laisser animal sombre ré-adapter pendant 10 min. Il est commode d&#39;utiliser ces 10 min pour revérifier la ligne de base. </li><li> Suite à la confirmation de signal stable commencer l&#39;enregistrement. </li><li> À la fin de la session d&#39;enregistrement, vérifiez que le corps temperature été maintenue. Retirer électrodes. Appliquez de nouveau polymère carbomère cornées. Permettre à l&#39;animal de récupérer sur un pad thermique jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit entièrement mobile et actif, avant de retourner au logement des animaux. </li></ol> 5. ischémie à distance <ol><li> Effectuer une ischémie à distance soit en rongeurs éveillés ou anesthésiés. </li><li> Si l&#39;animal est anesthésié, le poser sur une plate-forme chauffée (ci-dessus) et glisser le brassard de tensiomètre sur la partie supérieure du membre postérieur, claire du genou. </li><li> Si les animaux sont habitués à être manipulés, il est possible d&#39;effectuer cette procédure sans anesthésie; cela nécessite deux personnes. Une personne retient l&#39;animal doucement et le second applique le brassard de tensiomètre et exploite le tensiomètre. </li><li> Pour animaux éveillés, utiliser un morceau de serviette ~ 15 cm x 30-50 cm pour envelopper doucement l&#39;animal, avec l&#39;un des membres postérieurs libre. Couchez l&#39;animal sur le dos sur (par exemple) l&#39;avant-bras gauche, avec sa tête coincée entre le bras et le torse, et la place de titulairele brassard que nous venons de décrire. </li><li> Dégonfler le brassard et d&#39;assurer la soupape de pression d&#39;air est fermée. Pomper le brassard à 160 mmHg chez les animaux anesthésiés, et à 180 mm Hg chez les animaux éveillés. Cela dépasse la pression systolique (généralement 140 mmHg et 160 mmHg respectivement). </li><li> Maintenir ces pressions que nécessaire, à l&#39;aide de la pompe à main. </li><li> Après le temps prévu pour l&#39;ischémie (nous utilisons 2 périodes de 5 minutes séparées par 5 min de reperfusion), dégonfler la pression du brassard en desserrant le robinet de pression d&#39;air. </li><li> Confirmer l&#39;effet de l&#39;ischémie à distance avec une sonde de température de la peau attachée à la patte. la température de la peau tombe typiquement de 32 à 30 ° C, pendant 5 minutes et récupère sur reperfusion. </li></ol> 6. Light Damage <ol><li> Veiller à ce que les rats sont dans un avant adaptés à l&#39;obscurité la nuit, la procédure de légers dégâts. </li><li> Au moment opportun, suivant une ischémie des membres (dans nos expériences sans retard), chaque animal est placé seul dans une des boîtes en plexiglas, wie de l&#39;eau et de la nourriture dans des contenants à base de sol. Remarque: les dommages induits par la lumière ne peut être effectuée chez les animaux albinos. </li><li> Allumez une lumière blanche 1000 lux pré-calibré à un temps standard (généralement de 9 h) et maintenir cet état pendant 24 heures. </li></ol> 7. ERG Extraction et analyse des données <ol><li> Acquérir des formes d&#39;ondes moyennes de l&#39;ERG. Si nécessaire, pour corriger un niveau de référence différent de zéro, par soustraction. </li><li> Mesurer l&#39;amplitude de l&#39;onde-(présenté à moyen et à de fortes intensités de relance), comme la différence de tension entre la base et le premier (&lt;30 ms de latence) bac (Figure 1). </li><li> Mesurer l&#39;amplitude de l&#39;onde b que la différence de tension entre le pic de l&#39;a-onde et le positif de la vague suivante, survenant généralement à une latence de 80-100 ms (Figure 1). </li><li> Isoler les potentiels oscillatoires en utilisant une transformée de Fourier pour filtrer des données 60-235 Hz, avec une bande de transition 90 Hz <sup&gt; 7. Si nécessaire, le signal de potentiel oscillatoire isolé peut ensuite être soustraite de la forme d&#39;onde non filtrée pour confirmer l&#39;identité de l&#39;auge une onde. </li><li> Le temps implicite (latence) des A et B-ondes pics peut aussi être une mesure utile (Figure 1). Utilisez les bouffées de jumeaux pour isoler la réponse de la tige. Soustraire la réponse des cônes (flash 2) de la réponse mixte (flash 1) pour isoler la réponse de la tige (Figure 2). </li><li> Normaliser l&#39;intensité de la lumière individu une onde et des amplitudes b-ondes (post-traitement / post-traitement de base) ou en moyenne pour les groupes de traitement. Courbes intensité-réponse tracer les amplitudes de groupe et l&#39;erreur contre l&#39;énergie flash. </li></ol>

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<li>Maccarone, R., Di Marco, S., Bisti, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Saffron+supplement+maintains+morphology+and+function+after+exposure+to+damaging+light+in+mammalian+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Saffron supplement maintains morphology and function after exposure to damaging light in mammalian retina.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49 (3), 1254-1261 (2008).</li>
<li>Hood, D. C., Birch, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+abnormal+rod+photoreceptor+activity+with+the+a-wave+of+the+electroretinogram%3A+Applications+and+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Documenta+Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">Assessing abnormal rod photoreceptor activity with the a-wave of the electroretinogram: Applications and methods.</a> Documenta Ophthalmologica. 92 (4), 253-267 (1996).</li>
<li>Robson, J. G., Frishman, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rod-driven+a-wave+of+the+dark-adapted+mammalian+electroretinogram%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Retinal+and+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">The rod-driven a-wave of the dark-adapted mammalian electroretinogram.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 39, 1-22 (2014).</li>
<li>Hood, D. C., Birch, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+COMPUTATIONAL+MODEL+OF+THE+AMPLITUDE+AND+IMPLICIT+TIME+OF+THE+B-WAVE+OF+THE+HUMAN+ERG%5BTitle%5D)+AND+%22Visual+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">A COMPUTATIONAL MODEL OF THE AMPLITUDE AND IMPLICIT TIME OF THE B-WAVE OF THE HUMAN ERG.</a> Visual Neuroscience. 8 (2), 107-126 (1992).</li>
<li>Wachtmeister, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillatory+potentials+in+the+retina%3A+what+do+they+reveal%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Retinal+and+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Oscillatory potentials in the retina: what do they reveal.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 17 (4), 485-521 (1998).</li>
</ol>

Jonathan Stone est le directeur du CSCM Pty Ltd

Le flash méthode adaptée à l&#39;obscurité ERG décrit ci-dessus est une méthode fiable pour évaluer la fonction rétinienne chez les rats. Tant l&#39;un d&#39;onde et b-ondes ont été réduites par des dommages de la lumière. Distance préconditionnement ischémique atténué réductions induit des dommages-légers dans le un-ondes et b-ondes. Cette préservation de la fonction rétinienne suggère que le préconditionnement ischémique à distance a induit la neuroprotection, ressemblant à d&#39;autres formes de préconditionnement de...

L&#39;ERG est un potentiel électrique généré par la rétine en réponse à la lumière, et enregistré à partir de la surface de la cornée de l&#39;oeil. Lorsque les conditions d&#39;enregistrement sont gérés avec soin, l&#39;ERG peut être utilisé dans une variété de façons d&#39;évaluer la fonction rétinienne. Ici, nous avons décrit comment enregistrer l&#39;&#39;éclair ERG », le potentiel généré lorsque la rétine est exposée à un bref flash lumineux présenté dans un fond de Ganzfeld. Le Ganzfeld disperse la lumière de façon homogène et le flash de lumière atteint la rétine entière près uniformément. Si la rétine est sombre adapté avant l&#39;enregistrement, et l&#39;adaptation à l&#39;obscurité est maintenue tant que l&#39;animal est préparé pour l&#39;enregistrement, l&#39;ERG obtenue est générée par les deux photorécepteurs à bâtonnets et des cônes. La adaptés à l&#39;obscurité éclair ERG a une forme d&#39;onde caractéristique, qui a été analysée de deux manières. Tout d&#39;abord, précoces et tardives composants de la forme d&#39;onde ERG ont été distingués, et liée à la séquence de neuroneal activation de la rétine. Le premier composant est un court temps de latence devenant négative potentielle, l&#39;un d&#39;onde (Figure 1). Il est suivi par un potentiel positif en cours, appelé b-ondes. La phase de montée de l&#39;onde b montre des oscillations, qui sont considérés comme une composante distincte (des potentiels oscillatoires ou PO). L&#39;un d&#39;onde est considéré être généré par des photorécepteurs, la b-ondes par les cellules de la couche nucléaire interne, et les PO par les cellules amacrines 1. Sur la base de l&#39;intensité de stimulation, les réponses à éclairs très faibles dits la réponse scotopique de seuil sont possibles. La réponse du seuil scotopique est entendu être générés à partir des cellules ganglionnaires de la rétine 4.2. Deuxièmement, le flash ERG peut être séparé par adaptation à la lumière, ou par un protocole en deux flash décrit ci-dessous, en composants Rodgers et entraîné de cône. Dans des conditions photopiques, l&#39;un d&#39;onde est pas détectable chez les rats, parce que la population de cône est faible, mais les PO et un b-ondes sont5 clair. Chez les primates, dont les rétines ont des populations de cône supérieur, tant de bâtonnet et les voies de cône génèrent un détectable onde-6. Deux mesures utiles souvent extraites du flash ERG sont les amplitudes de la A et B-ondes, mesurées comme dans la figure 1, avec des réponses flash typiques de la figure 2. Lorsque la population de photorécepteur est réduite, par exemple par l&#39;exposition à dommageable lumineux la lumière, toutes les composantes de l&#39;ERG sont réduits. Interventions neuroprotecteurs, comme à distance préconditionnement ischémique (RIP), peuvent être validés par la préservation des amplitudes de la A et B-ondes (figure 3). En résumé, l&#39;analyse de l&#39;ERG permet des comparaisons entre la santé, la lumière et de la rétine endommagée neuroprotected.

<table><tbody><tr><td>Ordinateur</td><td></td><td></td><td></td>PC</tr><tr><td>Powerlab, 4 canaux acquisition matériel</td><td>AD Instruments</td><td>PL 35044</td><td>Acquisition de ERG</td></tr><tr><td>Animal Bio Amp</td><td>AD Instruments</td><td>FE 136</td><td>Amplificateur pour</td></tr><tr><td>ERG Lab chart</td><td>AD Instruments Logiciel</td><td></td><td>de collecte de signaux</td></tr><tr><td>Ganzfield</td><td>Solutions photométriques</td><td>FS-250A</td><td>Stimulus lumineux</td></tr><tr><td>Système d’exploitation Ganzfield</td><td>Solutions</td><td></td><td></td>photométriques</tr><tr><td>Recherche Radiomètre</td><td>International light technologies</td><td>ILT-1700</td><td>calibrer la série de lumière</td></tr><tr><td>Luxmètre</td><td></td><td>LX-1010B</td><td>vérifier l’éclairage de la lumière rouge</td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fils conducteurs</td><td>AD Instruments</td><td></td><td>Connecter positif, négatif électrodes de terre à l’amplificateur</td></tr><tr><td>Fils conducteurs - alligator</td><td>AD Instruments</td><td></td><td>ganzfield de terre et acquisition du matériel à l’ordinateur</td></tr><tr><td>Fil de platine 95 %</td> <td>A& E métaux</td><td></td><td>électrode positive Électrode</td></tr><tr><td>buccale Ag/AgCl Pellet</td><td>SDR</td><td>E205</td><td>électode négatif</td></tr><tr><td>26 G aiguille</td><td>BD</td><td></td><td>électrode au sol</td></tr><tr><td>Pompe</td><td></td><td></td><td></td>à eau</tr><tr><td>Bain</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>d’eau Tube Système</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>de couverture homéothermique avec sonde flexible</td><td>Harvard Appartus</td><td>507222F</td><td></td></tr><tr><td>Atropine 1 % p/v</td><td>Bausch & </td><td>Mydriase topique</td>de Lomb <td></td></tr><tr><td>Proxmethycaïne 0,5 % p/v</td><td>Bausch & </td><td>Anesthésique topique</td>de Lomb <td></td></tr><tr><td>Larmes viscoélastiques Gouttes oculaires</td><td>Novartis</td><td></td><td>carbomer polymère</td></tr><tr><td>Fil</td><td></td><td></td><td>rétractable Paupière</td>à</tr><tr><td>épiler</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adhésif réutilisable</td><td>Blu tac</td><td></td><td>Lampe frontale rouge faible. Électrodes d’apposition</td></tr><tr><td>Litière</td><td></td><td></td><td></td>absorbante</tr><tr><td>Ketamil - kétamine 100 mg/ml - 50 ml</td><td>Troy Laboratories Pty Ltd</td><td></td><td>dissociatif</td></tr><tr><td>Xylium - Xylazine 100 mg/ml - 50 ml</td><td>Troy Laboratories Pty Ltd</td><td></td><td>relaxant musculaire</td></tr><tr><td>Balance</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

utilisation de la Électrorétinogramme pour évaluer la fonction dans le retina rongeurs et les effets protecteurs de la distance préconditionnement ischémique limb

Using the Electroretinogram to Assess Function in the Rodent Retina and the Protective Effects of Remote Limb Ischemic Preconditioning

L’ERG est la somme de toute l’activité rétinienne. L’ERG est généralement enregistré à partir de la cornée, qui agit comme une antenne qui recueille et additionne les signaux de la rétine. L’ERG est une mesure sensible des changements de la fonction rétinienne qui sont panrétiniens, mais est moins efficace pour détecter les dommages confinés à une petite zone de la rétine. Dans le présent travail, nous décrivons comment enregistrer l’ERG « flash », qui est le potentiel généré lorsque la rétine est exposée à un bref flash lumineux. Nous décrivons les méthodes d’anesthésie, de mydriase et de gestion de la cornée pendant l’enregistrement ; comment garder la rétine adaptée à l’obscurité ; matériaux et placement des électrodes ; la portée et le calibrage de l’énergie du stimulus ; l’enregistrement des paramètres et l’extraction des données. Nous décrivons également une méthode pour induire une ischémie dans un membre, et comment utiliser l’ERG pour évaluer les effets de cette ischémie à distance de la rétine sur la fonction rétinienne après des lésions lumineuses. Un protocole à deux flashs est décrit qui permet d’isoler la composante entraînée par le cône de l’ERG adapté à l’obscurité, et donc de séparer les composants de la tige et du cône. Parce qu’il peut être enregistré à l’aide de techniques peu invasives, l’ERG a été largement utilisé dans les études de physiologie, de pharmacologie et de toxicologie de la rétine. Nous décrivons un exemple de cette utilité, dans lequel l’ERG est utilisé pour évaluer la fonction de la rétine endommagée par la lumière, avec et sans intervention neuroprotectrice ; Préconditionnement par ischémie à distance.

Le protocole peut être utilisé pour mesurer la fonction visuelle de la rétine rongeur in vivo. L&#39;un-ondes, une mesure de la fonction des photorécepteurs et le b-ondes, une mesure de la fonction de la rétine interne, sont annotés dans la figure 1. Les ERG augmentations de signaux de tige-dominé avec le stimulus lumineux croissante, comme le montre la figure 2A. L&#39;un d&#39;onde devient apparente à ~ 0,4 log scot cd.sm -2 et l&#39;am...

L’électrorétinogramme (ERG) est un potentiel électrique généré par la rétine en réponse à la lumière. Cet article décrit comment utiliser l’ERG pour évaluer la fonction rétinienne, chez des rats adaptés à l’obscurité, et comment il peut être utilisé pour évaluer une intervention neuroprotectrice, dans le cas présent un préconditionnement ischémique à distance.

Utilisation de la Électrorétinogramme pour évaluer la fonction dans le Retina rongeurs et les effets protecteurs de la distance préconditionnement ischémique Limb

The ERG is the sum of all retinal activity. The ERG is usually recorded from the cornea, which acts as an antenna that collects and sums signals from the ...

L'objectif général de cette procédure est de tester la fonction visuelle chez des rats présentant une lésion rétinienne induite par la lumière, normaux ou ayant subi une préconditionnement ischémique à distance, à l'aide de l'ERG, et de démontrer ainsi les effets protecteurs de l'ischémie ischémique à distance sur la rétine. Ceci est réalisé en adaptant d'abord les rats à l'obscurité pendant 12 heures. La deuxième étape consiste à enregistrer l'ERG de base en condition d'adaptation à l'obscurité, à l'aide de stimuli lumineux LED et d'un amplificateur numérique.Ensuite, soumettez les rats à un stress rétinien en les exposant à une lumière vive continue. L'étape finale consiste à comparer les enregistrements d'ERG des rats ayant subi des lésions lumineuses et de ceux préconditionnés par une ischémie distale des membres, puis à mesurer les réponses des photorécepteurs observées dans l'onde A ainsi que les réponses de la rétine interne observées dans l'onde B. En définitive, l'ERG en conditions de vision scotopique est utilisé pour évaluer la fonction visuelle scotopique.Ainsi, cette méthode peut fournir des informations sur la neuroprotection fondée sur l'ischémie distante. Elle peut également être appliquée à d'autres formes de blessures ou de maladies rétiniennes pour des tests pharmacologiques, ainsi qu'à l'analyse d'animaux présentant des défauts visuels. Pour commencer cette procédure, adapter le rat à l'obscurité pendant 12 heures, puis l'anesthésier par injection d'un mélange de kéamine et de xylazine.Une fois que l'animal est inconscient, vérifiez la profondeur de l'anesthésie en pinçant légèrement son pied afin de vous assurer que la réponse réflexe est absente. Ensuite, appliquez une goutte d'atropine et une goutte de proparacaine sur sa cornée. Coupez un fil noir de 10 centimètres de long.Ensuite, formez une boucle avec le fil et faites glisser la boucle autour de l'équateur de l'œil, légèrement serrée afin de tirer légèrement le globe oculaire vers l'avant et de maintenir la cornée éloignée de la paupière. Appliquez ensuite des gouttes ophtalmiques carmer sur les cornées. Placez le rat sur la litière absorbante située au-dessus de la plateforme chauffée, la tête insérée dans l'ouverture du ganzfeld.Insérez ensuite la sonde de température interne dans le rectum afin de maintenir la température corporelle à 37 degrés Celsius, et fixez la sonde en place en fixant son cordon à la queue du rat à l’aide de ruban adhésif. Ensuite, insérez l’électrode de référence sous-cutanément dans le membre postérieur. Placez fermement l’électrode négative dans la bouche afin d’empêcher l’électrode de glisser hors de la bouche.Fixer le câble de connexion à une surface stable. Ensuite, positionner l'électrode positive au centre de la cornée et s'assurer que l'électrode touche délicatement la cornée à l'aide d'un micromanipulateur. Une fois les électrodes en place, recouvrir l'ensemble du dispositif, y compris le ganzfeld et l'animal, avec un matériau opaque afin de préserver l'adaptation à l'obscurité.Dans le logiciel d'acquisition, réglez une fréquence d'échantillonnage de deux kilohertz, avec cinq millisecondes pour l'échantillonnage préalable et une durée de collecte de 100 à 1000 millisecondes. Ensuite, réglez les filtres passe-bande à une fréquence de un à 1000 hertz et assurez-vous que l'échantillonnage est déclenché pendant une période de 100 millisecondes suivant un éclair.Maintenant, vérifiez la ligne de base de l'enregistrement. Elle doit être exempte de bruit parasite, mais présenter le bruit de l'amplificateur et les oscillations respiratoires. Ensuite, exécutez un flash de test.Il s'agit d'un tracé typique de réponse électrorétinographique (ERG) en réponse à l'éclat test. Une fois cette étape terminée, laissez l'animal se réadapter à l'obscurité pendant 10 minutes. Ensuite, vérifiez à nouveau la ligne de base pour confirmer la stabilité du signal.Par la suite, commencez l'enregistrement. À la fin de la séance d'enregistrement, vérifiez la stabilité de la température corporelle de l'animal. Retirez les électrodes, puis réappliquez le polymère carmer sur les cornées. Ensuite, laissez l'animal se remettre sur un tapis chauffant jusqu'à ce qu'il retrouve une mobilité et une activité complètes avant de le ramener dans son logement.Cette figure montre la mesure de l'onde a et de l'onde b à partir d'un ERG après adaptation à l'obscurité. L'enregistrement présenté ici est réalisé sur la cornée d'un œil adapté à l'obscurité, en réponse à un éclat lumineux intense délivré au moment indiqué comme T zéro. L'amplitude de l'onde a est mesurée depuis la ligne de base jusqu'au premier creux.L'amplitude de l'onde B est mesurée à partir du creux de l'onde A jusqu'au pic positif suivant. La latence est mesurée à partir de l'artéfact du stimulus jusqu'au point d'intérêt sur l'enregistrement, tel que le creux de l'onde A. Le signal ERG brut dominant augmente avec l'intensité croissante du stimulus lumineux.Une onde devient apparente à environ 0,4 log scotopique candela seconde par mètre carré, et le paradigme de double stimulus lumineux a été utilisé pour séparer le signal mixte d'ERG en réponses des cônes et des bâtonnets. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en moins de 30 minutes.

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Cette vidéo montre la préparation d’un modèle de rat pour étudier la santé de la rétine et l’intégrité des voies visuelles. Le potentiel évoqué visuel, la référence d’électrorétinographie et les électrodes actives sont connectées au rat, puis alignées sur la plate-forme avec le rat devant le bol de Ganzfeld pour un éclairage rétinien uniforme et fermées la cage de Faraday pour éviter les interférences externes.

Préparation d’un modèle de rat pour évaluer l’intégrité de la voie visuelle à l’aide d’une configuration électrophysiologique

Source : Brandli, A. Préconditionnement ischémique à distance des membres : une technique neuroprotectrice chez les rongeurs. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo démontre un protocole non invasif de préconditionnement ischémique des membres chez le rat pour induire une neuroprotection systémique. La procédure implique une occlusion artérielle contrôlée et une reperfusion, déclenchant des voies de stress cellulaire qui libèrent des facteurs de protection. Ces facteurs augmentent la résistance aux...

Préconditionnement ischémique non invasif d’un membre dans un modèle de rat pour la neuroprotection

La rétine de rongeur a depuis longtemps été reconnue comme une fenêtre accessible au cerveau. Dans ce document technique que nous fournissons un protocole qui utilise le modèle de souris de la rétinopathie induite par l'oxygène d'étudier les mécanismes qui conduisent à l'échec de la régénération vasculaire dans le système nerveux central après lésion ischémique. Le système décrit peut également être mise à profit pour explorer des stratégies pour favoriser la repousse des vaisseaux sanguins...

Évaluation de la régénération vasculaire dans le SNC Utilisation de la rétine de souris

Préconditionnement ischémique à distance (RIP) est une méthode de tissus de conditionnement contre le stress dommageable. Nous avons établi une méthode d'ischémie à distance à la patte postérieure, en gonflant un brassard de tensiomètre pendant 5-10 min. Les capacités neuroprotecteurs de RIP a été démontré dans un modèle de dégénérescence rétinienne chez les rongeurs.

Limb distance ischémique préconditionnement: Une technique neuroprotecteur chez les rongeurs

Ex vivo ERG peut être utilisé pour enregistrer l’activité électrique des cellules rétiniennes directement à partir de rétines intactes isolées d’animaux ou d’humains. Nous démontrons ici comment les systèmes ERG in vivo courants peuvent être adaptés aux enregistrements ERG ex vivo afin de disséquer l’activité électrique des cellules rétiniennes.

Simultané<em&gt; Ex vivo</em&gt; Tests fonctionnels de deux rétines par<em&gt; In vivo</em&gt; Système Électrorétinogramme

Ce protocole décrit la mesure simultanée de l’électrorétinogramme et des potentiels évoqués visuels chez des rats anesthésiés.

Enregistrement simultané de Électrorétinographie et potentiels évoqués visuels chez des rats anesthésiés

Nous montrons les procédures d'implantation et d'enregistrement chirurgicales pour mesurer des signaux électrophysiologiques visuels de l'oeil (électrorétinogramme) et le cerveau (visuel potentiel évoqué) chez des rats conscients, ce qui est plus analogue à la condition humaine où les enregistrements sont effectués sans anesthésie confond.

Implantation et enregistrement de Wireless Électrorétinogramme et potentiel évoqué visuel chez des rats conscients

Ici, nous présentons une méthode pour enregistrer les réponses électriques évoquées par la lumière de l’épithélium pigmentaire rétinien (EPR) chez la souris en utilisant une technique connue sous le nom de DC-ERGs décrite pour la première fois par Marmorstein, Peachey et ses collègues au début des années 2000.

Électrorétinogramme couplé direct (DC-ERG) pour l’enregistrement des réponses électriques évoquées par la lumière de l’épithélium pigmentaire rétinien de souris

Ici, nous décrivons un modèle de souris de l’ischémie rétinienne par occlusion commune transitoire d’artère carotide utilisant des sutures simples et une pince. Ce modèle peut être utile pour comprendre les mécanismes pathologiques de l’ischémie rétinienne provoquées par des anomalies cardio-vasculaires.

Un modèle murin des dommages rétiniens ischémiques induits par occlusion commune transitoire d’artère carotide

La modification de l’équipement existant de réseau multiélectrodes ou de pince patch rend l’électrorétinogramme ex vivo plus largement accessible. Des méthodes améliorées pour enregistrer et maintenir les réponses lumineuses ex vivo facilitent l’étude du photorécepteur et de la fonction des cellules ON-bipolaires dans la rétine saine, des modèles animaux de maladies oculaires et des rétines de donneurs humains.

Optimisation de la configuration et des conditions de l’électrorétinogramme ex vivo pour étudier la fonction de la rétine dans les petits et grands yeux

Ce protocole modélise une lésion d’ischémie-reperfusion rétinienne dans un œil de souris en induisant une ischémie rétinienne par canulation de la chambre antérieure et élévation de la pression intraoculaire, suivie d’une normalisation de la pression intraoculaire pour initier la reperfusion.

Induction d’une lésion d’ischémie-reperfusion rétinienne dans un modèle d’œil de souris

Apprenez à utiliser l'électrorétinogramme pour évaluer la fonction rétinienne chez le rat et démontrer les effets protecteurs du préconditionnement ischémique à distance sur la rétine.

Utilisation de la Électrorétinogramme pour évaluer la fonction dans le Retina rongeurs et les effets protecteurs de la distance préconditionnement ischémique Limb (Vidéo) | JoVE Journal

Utilisation de la Électrorétinogramme pour évaluer la fonction dans le Retina rongeurs et les effets protecteurs de la distance préconditionnement ischémique Limb

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