Name: Quantification de la protection neurovasculaire Après répétitive hypoxique préconditionnement et transitoire Moyen Cerebral Artery Occlusion chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-04T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 48 s
Description: Découvrez le préconditionnement hypoxique répétitif pour la neuroprotection après accident vasculaire cérébral chez la souris. Cette méthode quantifie simultanément le volume de l'infarctus et l'intégrité de la barrière hémato-encéphalique.

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Un merci spécial au laboratoire Gidday pour son travail dans le développement du protocole RHP, ainsi qu’au Neuro-Models Facility (UTSW) pour son aide dans les chirurgies tMCAo. Ce travail a été soutenu par des subventions de l’American Heart Association (AMS), du Haggerty Center for Brain Injury and Repair (UTSW ; AMS) et la Fondation de recherche sur la paralysie spastique du district de l’Illinois-Est de l’Iowa de Kiwanis International (JMG).

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Une seule exposition à l&#39;hypoxie systémique (soit 2 h de 11% O 2) chez la souris protège &quot;transitoire&quot; le cerveau de tMCAO, 29 signifie la réponse épigénétique à la hypoxique défi préconditionnement est de courte durée, et le phénotype de base est rétablie dans jours. Présentations répétitives de la relance préconditionnement hypoxique étendent considérablement la durée du phénotype neuroprotecteur. 6 De nombreuses études ont montré que la fréquence, l&#39;ampleur ...

Comme la première cause de handicap des adultes et la quatrième cause de décès, accident vasculaire cérébral est l&#39;un des états pathologiques les plus débilitantes face à la population adulte des États-Unis. 1 Les modèles animaux d&#39;AVC permettent pour une étude expérimentale de nouvelles méthodes de réduction de la lésion ischémique et améliorer la récupération post-AVC. Une nouvelle avenue pour une telle recherche translationnelle est préconditionnement. Préconditionnement est l&#39;utilisation intentionnelle d&#39;un stimulus non dommageable pour réduire les dommages causés par une suite, et plus grave, de blessure. 2 hypoxique préconditionnement a été montré pour produire des changements pléiotropiques dans le cerveau qui assurent une protection contre la course à la fois in vivo et des études in vitro . 3 Cependant, une seule exposition à l&#39;hypoxie ne propose que la neuroprotection court terme, induisant moins de 72 heures de la tolérance contre l&#39;ischémie chez la souris adulte. 4 Même après quatre semaines de 14 h expositions quotidiennes à l&#39;hypoxie hypobare, Lin et al. found que neuroprotection n&#39;a été maintenue pendant une semaine. 5 préconditionnement hypoxique répétitive (RHP) est caractérisée par des variations stochastiques fréquence, la durée et l&#39;intensité des expositions hypoxiques. Contrairement à un défi de préconditionnement unique, RHP induit un phénotype cérébroprotecteur qui dure jusqu&#39;à huit semaines chez la souris. 6 RHP réduit volumes d&#39;infarctus, barrière hémato-encéphalique (BHE) perturbation, l&#39;inflammation vasculaire, et la diapédèse des leucocytes pour semaines après l&#39;exposition hypoxique finale . RHP spécifiquement réduit l&#39;inflammation dans le cerveau ischémique en réduisant les lymphocytes T, les monocytes, et les populations de macrophages, tout en maintenant les populations de cellules B dans l&#39;hémisphère ischémique. 7 En fait, RHP induit un phénotype immunosuppressive chez les souris avant toute lésion du SNC, y compris les accidents vasculaires cérébraux. Les cellules B-RHP isolées de souris traitées sain RHP traitées présentaient un phénotype anti-inflammatoire unique, avec une régulation à la baisse à la fois de la présentation d&#39;antigène et la production d&#39;anticorps. Leréduction globale des mécanismes immunitaires adaptatives pro-inflammatoires rend RHP une excellente méthode pour induire une immunodépression congénitale non seulement pour les maladies inflammatoires du système nerveux central spécifiques, mais également des modèles de blessures ou de maladies systémiques qui comprennent une pathologie pro-inflammatoire. RHP réduit à la fois le volume de l&#39;infarctus et rupture de la BHE après une occlusion transitoire de l&#39;artère cérébrale moyenne (tMCAO). Les modèles animaux d&#39;AVC, comme l&#39;couramment utilisés tMCAO, améliorer considérablement la compréhension de la physiopathologie de la course, ainsi que la conception de neurothérapeutiques plus efficaces. Première développé par Koizumi et al., En 1986, 8 la procédure tMCAO est une méthode largement utilisée d&#39;induire AVC chez les rongeurs et l&#39;une des méthodes privilégiées pour enquêter sur l&#39;inflammation qui suit la reperfusion. Comme les méthodes de tMCAO évoluent, l&#39;utilisation plus récente de filaments revêtus de silicone réduire davantage le risque d&#39;hémorragie sous-arachnoïdienne par rapport aux autres &lt;9,10/ Sup&gt; et améliorer la fiabilité, mais malheureusement tMCAO produit souvent une grande variation du volume de l&#39;infarctus. 11 à 13 La plupart de ces études délimiter des régions d&#39;infarctus dans les sections coronales de cerveau par coloration avec du chlorure de 2,3,5- triphényltétrazolium (TTC), considéré comme un étalon-or pour l&#39;infarctus quantification, car il est un moyen simple et peu coûteux à produire vives, les résultats reproductibles. TTC sert de substrat des déshydrogénases présents dans les mitochondries. Lorsque des tranches de cerveau sont exposés à la solution TTC, TTC est prise de manière sélective dans des cellules vivantes où son produit de réduction non-soluble, formazan, précipite à une couleur rouge foncé dans les mitochondries viables. En raison de la dysfonction mitochondriale dans le tissu ischémique, ce tissu reste blanche, permettant la différenciation des tissus endommagés et en bonne santé. 14 RHP réduit également BBB perturbation dans l&#39;hémisphère ischémique. 6 Par conséquent, la double quantification de BBB intégrité au sein de la même bpluies que le volume de l&#39;infarctus base-TTC déterminations de 15 fournirait des informations utiles sur la pleine efficacité de la protection endogène, et les relations de cause à effet possibles entre rupture de la BHE et d&#39;infarctus chez les animaux traités et non traités. L&#39;afflux de sang périphérique à travers un BBB perturbé, secondaire à un AVC, augmente les populations de leucocytes, les cytokines pro-inflammatoires, stress oxydatif, oedème vasogénique et transformation hémorragique dans l&#39;hémisphère ischémique, finalement, l&#39;augmentation des taux d&#39;infection et de mortalité chez les patients ayant subi un AVC ischémique . 16,17 Un procédé courant de rupture de la BHE de mesure dans des modèles animaux se fait par la quantification de bleu d&#39;Evans (EB) de fuite de colorant dans le cerveau. 15,18-21 EB se lie sélectivement à l&#39;albumine sérique, une protéine globulaire (PM = 65 kDa) qui ne traverse pas la BHE chez les animaux non lésés. 22 Après un AVC ischémique, EB infiltre le cerveau, et émet une fluorescence à 620 nm, ce qui permet pour la mesure de la densité optique within le parenchyme blessés perfusé. 22 La densité optique est directement proportionnelle à la perméabilité de la BBB lorsque EB a été lavé de la vascularisation corticale post-mortem par perfusion transcardiaque. Avec la transformation immédiate des cerveaux TTC colorées chez l&#39;animal avec l&#39;administration EB, à la fois le volume de l&#39;infarctus et rupture de la BHE peuvent être efficacement quantifiés. Il convient de noter, toutefois, que les lésions neuronales et rupture de la BHE sont pas des processus concomitants dans le cerveau post-AVC, 23,24 sorte que la sélection du temps de sacrifice est une considération importante. Le protocole qui suit détaille la méthode RHP, la méthode tMCAO pour induire une occlusion artérielle temporaire qui modèles intermédiaires occlusions de l&#39;artère cérébrale chez des patients humains, et les méthodes à double histologiques pour déterminer neuronaux et vasculaires extrémités des blessures de course. TTC mesure la mort cellulaire et des lésions tissulaires cumulative, ce qui permet la quantification d&#39;un infarctus volume globalume, tandis EB fournit pour la quantification hémisphérique de dommages Bureau.

<table><tbody><tr><td>Débitmètres, régulateurs</td><td>VetEquip, Inc</td><td>Commande spécialisée</td><td>Quatre débitmètres sont fixés à un tube en PVC flexible de 6,0 mm qui se connecte à l’orifice d’entrée de chaque chambre d’induction à l’aide d’un connecteur femelle en plastique. Ces débitmètres sont boulonnés à une barre métallique de 6,5 » x 1 » x 1 ». Cette barre métallique est boulonnée à un manomètre MI-246-P avec une sortie DISS. Cet équipement de manomètre et de débitmètre peut être fixé à chaque nouvelle bouteille de gaz à l’aide d’une clé.</td></tr><tr><td>21 % O2 réservoir</td><td>AirGas</td><td>OX USP200</td><td></td></tr><tr><td>11 % O2 </sous>réservoir</td><td>AirGas</td><td>Commande</td><td></td>spéciale</tr><tr><td>8 % O2 réservoir&nbsp ;</td><td>AirGas</td><td>Specialty commande</td><td></td></tr><tr><td>des chambres à induction 15 L</td><td>VetEquip</td><td>941454</td><td></td></tr><tr><td>Moor Laber Dopper Flow&nbsp ;</td><td>Moor Instruments&nbsp ;</td><td>sonde d’amarrageVMS-LDF1-HP</td><td>de 0,8 mm de diamètre&nbsp ;</td></tr><tr><td>Illuminateur de haute intensité&nbsp ;</td><td></td> Microscope stéréo zoom <td>Nikon NI-150</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ;</td><td>NIkon</td><td>SMZ800</td><td>D’autres microscopes chirurgicaux peuvent être utilisés.&nbsp ;</td></tr><tr><td>Kent Scientific Right Temperature CODA</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>N’est plus disponible</td><td>Le remplacement recommandé est PhysioSuite avec surveillance de la température RightTemp et contrôle homéothermique (Kent Scientific, #PS-RT).</td></tr><tr><td>Incubateur Hovabator</td><td>Stromberg’s</td><td>2362-E</td><td>Notre modèle est le 2362N. 2362E est un modèle ultérieur et comprend un thermostat électronique.&nbsp ;</td></tr><tr><td>V010 Système d’anesthésie&nbsp ;</td><td>VetEquip</td><td>901807</td><td>Comprend : un tuyau d’oxygène haute pression de dix pieds, un cadre, un débitmètre, un ensemble de rinçage à l’oxygène, un vaporisateur, un circuit respiratoire, une chambre, des cônes de nez, un tube d’évacuation des gaz résiduaires et deux filtres VapoGuard</td></tr><tr><td>250 ml d’isoflurane.</td><td>Butler Schein</td><td>NDC-11695</td><td></td></tr><tr><td>D-6 Vet Trim Animal Tondeuse sans fil&nbsp ;</td><td>Andis&nbsp ;</td><td>#23905</td><td>Des lames de rechange sont disponibles chez Andis (#23995)</td></tr><tr><td>Betadine&nbsp ;</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-898-867&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Q-tips</td><td>Plusieurs vendeurs&nbsp ;</td><td>Numéro de catalogue non disponible&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Compresses de gaze</td><td>Fisher Scientific</td><td>67622</td><td></td></tr><tr><td>Champ chirurgical</td><td>Fisher Scientific</td><td>GM300&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Sutures en soie&nbsp ;</td><td>Look/Div Surgical Specialties</td><td>SP115</td><td></td></tr><tr><td>Sutures en nylon</td><td>Look/Div Surgical Specialties</td><td>SP185</td><td></td></tr><tr><td>Durmont #5 forceps (2)&nbsp ;</td><td>Outils de science fine&nbsp ;</td><td>11251-35</td><td>Coudé 45&deg ;</td></tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux</td><td>Outils scientifiques fins&nbsp ;</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Hélistats</td>Hartman à lame droite<td>de 3 mm Vannas</td><td>Kent Scientific Corporation</td> INS600177</tr><tr><td></td><td>Outils scientifiques fins</td><td>13002-10</td><td></td></tr><tr><td>Occlusion des filaments Université</td> de <td>Washington</td><td>Commande spécialisée</td><td>Les filaments sont recouverts de silicone à l’Université de Washington et fournis aux installations de l’UTSW moyennant des frais.</td></tr><tr><td>Evans Blue</td><td>Sigma Aldritch</td><td>E2129-10G</td><td></td></tr><tr><td>Papier Filtre&nbsp ;</td><td>Sigma Aldritch</td><td>WHA1001150</td><td>150 mm, cercles, Grade 1&nbsp ;</td></tr><tr><td>Bateaux de pesée</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-202-101</td><td>2,5" de diamètre</td></tr><tr><td>0,9 % de chlorure de sodium Injection USP&nbsp ;</td><td>Baxter Pharmaceutics&nbsp ;</td><td>2B1321</td><td></td></tr><tr><td>Seringue à insuline de 0,3 cc avec aiguille de calibre 29</td><td>Becton Dickinson Matériel de laboratoire</td><td>309301</td><td></td></tr><tr><td>Dispositif de contention à fond plat</td><td>Braintree Scientific&nbsp ;</td><td>FB&nbsp ; M</td><td>2.0" de diamètre</td></tr><tr><td>TTC</td><td>Sigma</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>10x PBS, pH 7.4</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP399-20</td><td></td></tr><tr><td>Bain-marie</td><td>Plusieurs vendeurs&nbsp ;</td><td>Numéro de catalogue non disponible&nbsp ;</td><td>Les tubes à scintillation avec TTC peuvent être maintenus manuellement sous l’eau chaude courante comme alternative au bain-marie.</td></tr><tr><td>Panneau de polystyrène</td><td>Plusieurs vendeurs&nbsp ;</td><td>Numéro de catalogue non disponible&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Grande Seringue Kit</td><td>PumpSystems Inc</td><td>P-SYRKIT-LG</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à perfusion</td><td>PumpSystems Inc</td><td>NE-300&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 60 cc</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9203256</td><td></td></tr><tr><td>Kit de perfusion à ailettes de calibre 27</td><td>Kawasumi Laboratories, Inc</td><td>D3K1-25G 1</td><td></td></tr><tr><td>flacon à scintillation de 20 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-367-126</td><td></td></tr><tr><td>Spatule en acier inoxydable</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-373-25A</td><td></td></tr><tr><td>Alto acrylique 1,0 mm cerveau de souris, coronal</td><td>CellPoint Scientifique&nbsp ;</td><td>Numéro de catalogue non disponible&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Lames en acier inoxydable de 0,21 mm, paquet de 25</td><td>CellPoint Scientific&nbsp ;</td><td>Numéro de catalogue non disponible&nbsp ;</td><td>Les lames de cryostat réutilisables sont une alternative peu coûteuse.</td></tr><tr><td>4 % de paraformaldéhyde</td><td>Santa Cruz Biotechnology&nbsp ;</td><td>SC-281692</td><td></td></tr><tr><td>Lames de microscope Superfrost</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>HP Scanjet G4050</td> Plusieurs <td>vendeurs&nbsp ;</td><td>Numéro de catalogue non disponible&nbsp ;</td><td>D’autres scanners commerciaux sont adaptés à cette étape du protocole.</td></tr><tr><td>ImageJ&nbsp ;</td><td>Numéro de catalogue de l’Institut national de la santé</td><td>non disponible.</td><td></td></tr><tr><td>Balance analytique</td><td>Mettler Toledo&nbsp ;</td><td>XSE 205U</td><td></td></tr><tr><td>Four compact de précision&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Thermo Scientific&nbsp ;</td><td></td><td></td>PR305225M</tr><tr><td>tubes de microcentrifugation de 1,7 ml (Eppendorfs)</td><td>Denville Scientific&nbsp ;</td><td>C2170</td><td></td></tr><tr><td>Formamide</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP228-100</td><td></td></tr><tr><td>Plaques à 96 puits</td><td>Fisher Scientific</td><td>07-200-9</td><td></td></tr><tr><td>Spectrophotomètre de microplaques d’époque&nbsp ;</td><td>BioTek&nbsp ;</td><td>Numéro de catalogue non disponible&nbsp ;</td><td></td></tr></tbody></table>

quantification de la protection neurovasculaire après répétitive hypoxique préconditionnement et transitoire moyen cerebral artery occlusion chez la souris

Quantification of Neurovascular Protection Following Repetitive Hypoxic Preconditioning and Transient Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Des modèles animaux expérimentaux de course sont des outils précieux pour la compréhension de la pathologie course et élaborer des stratégies de traitement plus efficaces. Un protocole 2 de semaine pour répétitif préconditionnement hypoxique (RHP) induit une protection à long terme contre les blessures du système nerveux central (SNC) dans un modèle de souris d&#39;accident vasculaire cérébral ischémique focal. RHP se compose de 9 stochastiques exposition à l&#39;hypoxie qui varient à la fois dans la durée (2 ou 4 heures) et l&#39;intensité (8% et 11% de O 2). RHP réduit les volumes d&#39;infarctus, barrière hémato-encéphalique (BHE) la perturbation, et la réponse inflammatoire post-AVC pendant des semaines après la dernière exposition à l&#39;hypoxie, suggérant une induction à long terme d&#39;un phénotype SNC-protection endogène. La méthodologie pour la quantification de double volume de l&#39;infarctus et de rupture de la BHE est efficace dans l&#39;évaluation de la protection neurovasculaire chez des souris avec RHP ou d&#39;autres neuroprotecteurs putatifs. Souris mâles adultes Swiss Webster ont été préconditionnés par RHP ou expositions d&#39;une durée équivalente à 21% O <sub&gt; 2 (c.-à-air de la pièce). A 60 min transitoire occlusion de l&#39;artère cérébrale moyenne (tMCAO) a été induite deux semaines après la dernière exposition hypoxique. Tant l&#39;occlusion et la reperfusion ont été confirmées par Doppler transcrânien débitmétrie laser. Vingt-deux heures après la reperfusion, Bleu Evans (EB) a été administré par voie intraveineuse par une injection veine de la queue. 2 heures plus tard, les animaux ont été sacrifiés par sections de surdosage et le cerveau isoflurane ont été marqués par 2,3,5 chlorure de triphényltétrazolium (TTC). Volumes infarctus ont ensuite été quantifiés. Ensuite, EB a été extrait du tissu de plus de 48 heures pour déterminer rupture de la BHE après tMCAO. En résumé, RHP est un protocole simple qui peut être reproduit, avec un coût minimal, pour induire une protection neurovasculaire endogène à long terme des blessures de course chez les souris, avec le potentiel de translation pour d&#39;autres états pathologiques pro-inflammatoires SNC-base et systémiques.

Cette étude a inclus 25 souris mâles Swiss-Webster qui étaient 10 semaines d&#39;âge au début de la randomisation dans RHP (n = 10) ou 21% 2 (n = 15) des groupes O. Deux semaines après l&#39;exposition finale RHP, les procédures chirurgicales ont été réalisées, avec des groupes et aveuglés contrebalancés entre les jours. Après tMCAO, 1 souris est morte lors de la récupération post-opératoire et une souris a été exclu de l&#39;étude parce qu&#39;il ne respectait pas le critère de reperfusion CBF. Les deux sour...

Ce protocole décrit un préconditionnement hypoxique répétitif, ou de brèves expositions à une hypoxie systémique qui réduisent les volumes d’infarctus et la perturbation de la barrière hémato-encéphalique suite à une occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne chez la souris. Il détaille également la double quantification du volume de l’infarctus et de la perturbation de la barrière hémato-encéphalique après un AVC afin d’évaluer l’efficacité de la protection neurovasculaire.

Quantification de la protection neurovasculaire Après répétitive hypoxique préconditionnement et transitoire Moyen Cerebral Artery Occlusion chez la souris

Experimental animal models of stroke are invaluable tools for understanding stroke pathology and developing more effective treatment strategies. A 2 week ...

L'objectif général de l'expérience suivante est de quantifier la neuroprotection après un conditionnement hypoxique répétitif, ou RHP, en mesurant simultanément le volume de l'infarctus et l'intégrité de la barrière hémato-encéphalique. Ceci est réalisé en soumettant des souris à neuf expositions hypoxiques stochastiques, variant en durée et en intensité, afin d'assurer une protection neurovasculaire contre l'ischémie cérébrale. Un accident vasculaire cérébral est ensuite provoqué chez la souris, suivi d'une injection de bleu d'Evans.Le bleu d’Evan se lie sélectivement à l’albumine et permet la quantification de la rupture de la barrière hémato-encéphalique après sacrifice de l’animal suite à l’injection. Le cerveau est prélevé et coloré au TTC afin de quantifier le volume d’infarctus. Les résultats montrent les effets neuroprotecteurs d’un conditionnement préalable répété à l’hypoxie chez la souris après un accident vasculaire cérébral ischémique.L'avantage principal de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme la préconditionnement hypoxique par exposition unique, est que le RHP produit une neuroprotection pendant au moins huit semaines chez la souris. Cette méthode de quantification double permet de répondre à des questions clés dans la recherche sur l'accident vasculaire cérébral, telles que la manière de mesurer simultanément les volumes d'infarctus et la rupture de la barrière hémato-encéphalique. Bien que cette méthode puisse être utilisée pour fournir des informations sur l'accident vasculaire cérébral ischémique, le RHP peut également être appliqué à d'autres affections inflammatoires systémiques et au système nerveux central. Pour commencer, diviser les souris en deux groupes.Le groupe RHP, qui reçoit des expositions à 8 % et 11 % d'oxygène, et le groupe témoin, qui reçoit simultanément des expositions à 21 % d'oxygène, retirent le couvercle supérieur du filtre de chaque cage et placent la cage, avec ses bouteilles d'eau et de nourriture intactes, dans les chambres raccordées à leurs réservoirs d'oxygène respectifs. Fermez et fixez le couvercle de la chambre. Ouvrez la vanne principale du gaz pour les réservoirs et réglez le débit initial pour chaque chambre d'induction à deux litres par minute, ou LPM.Après cinq minutes d'exposition, réduire le débit à un litre par minute pour la durée restante de l'exposition. À la fin de l'exposition, réduire le débit à zéro litre par minute et fermer la vanne de gaz. Pour les réservoirs.Ouvrir les couvercles des chambres et remplacer le couvercle supérieur à filtre sur chaque cage. Placer les cages dans un logement standard jusqu’à la prochaine exposition hypoxique. Vaporiser chaque chambre d’induction avec un désinfectant et un désodorisant après chaque utilisation.Exposer les souris RHP et les souris témoins au même moment de la journée pendant les deux semaines du protocole. Ensuite, réaliser une occlusion transitoire de l'artère cérébrale moyenne ou A-T-M-C-A-O comme décrit dans le texte. L'injection d'EB doit être effectuée 22 heures après la reperfusion et doit circuler dans la circulation sanguine pendant deux heures avant la coloration NTTC et l'euthanasie.Préparez la quantité d'EB nécessaire pour l'injection. Ensuite, aspirez la quantité souhaitée à température ambiante dans une seringue à insuline de 0,3 cm³. À l’aide d’une aiguille de 29 gauge, immobilisez la souris à l’aide d’un réticulateur à fond plat.Tenez la queue de manière à ce que la veine latérale soit en position supérieure. Les veines latérales se situent de chaque côté de la ligne médiane de la queue. Maintenez la pointe de la queue afin de stabiliser la souris pendant l'injection.Insérez l'aiguille dans la veine sur une distance d'environ trois à cinq millimètres. En prenant soin de ne pas perforer la veine, injectez tout le colorant sur une période d'une minute. Si la solution pénètre correctement dans la veine, il devrait y avoir une résistance minimale lorsqu'une pression est appliquée sur la seringue.Confirmer une administration veineuse systémique réussie d'EB par un changement de couleur immédiat des membres caudaux et des yeux de la souris. Retirer l'aiguille de la queue et appliquer doucement une pression à l'aide d'une compresse propre afin d'arrêter le saignement. Commencer le chronométrage.Lorsque la peau de la souris devient bleue, laissez circuler l'EB pendant deux heures afin qu'il pénètre la barrière hémato-encéphalique affaiblie. La perfusion et la coloration au TTC doivent être réalisées 24 heures après la reperfusion, soit 24 heures après l'occlusion transitoire de l'artère cérébrale moyenne (T-M-C-A-O), et deux heures après l'administration de l'EB. Sacrifiez l'animal par une surdose d'isoflurane dans une petite chambre d'induction. La perfusion doit commencer immédiatement après le sacrifice afin de minimiser l'autolyse, qui débute en l'absence d'oxygène après la mort.Fixez rapidement l'animal sur une plateforme en polystyrène, les avant-bras immobilisés par les pattes. Pratiquez une incision latérale à travers la paroi abdominale depuis la ligne médiane, juste sous la cage thoracique. Coupez soigneusement à travers le diaphragme pour exposer le cœur.Démarrez la pompe de perfusion à un débit de cinq millilitres par minute avec une seringue de 60 cm³ remplie de solution saline tamponnée au phosphate glacée 0,01 molaire ou PBS, reliée à une aiguille d'infusion ailetée de calibre 27. Insérez l'extrémité de l'aiguille d'environ 0,5 centimètre dans le ventricule gauche du cœur et sectionnez l'oreillette droite. Un flux sanguin veineux progressivement dilué doit s'écouler de l'oreillette durant la perfusion jusqu'à ce que le sang veineux apparaisse. Une fois le cœur parfaitement perfusé, faites circuler 30 millilitres de PBS 0,01 molaire incolore à travers le cœur.Ensuite, ajoutez cinq millilitres de solution de TTC dans des flacons scintillants transparents de 20. Immédiatement après la perfusion, décapitez les animaux et retirez les cerveaux à l’aide de petites ciseaux et, si nécessaire, d’une spatule. Vérifiez que l’hémisphère controlatéral par rapport à l’artère cérébrale moyenne obstruée apparaît pâle, sans fuite notable de bleu d’Evan (EB) ni œdème.Ensuite, versez du PBS dans une matrice cérébrale en acrylique conçue pour réaliser des coupes coronales de 1,0 millimètre d'épaisseur d'un cerveau de souris. Placez le cerveau, côté dorsal vers le haut, dans la matrice et versez immédiatement du PBS sur le cerveau. Gardez le cerveau humide.Retirez les bulbes olfactifs en insérant une lame en acier inoxydable de 0,21 millimètre d'épaisseur dans la deuxième fente à partir du côté rostral de la matrice. Ensuite, retirez le cervelet en insérant une lame dans la quatrième fente à partir du côté caudal de la matrice. Insérez une lame dans la fente centrale parmi les fentes restantes de la matrice.Insérez ensuite les lames restantes de manière à diviser uniformément les tissus restants afin d'assurer une répartition aussi homogène que possible du tissu pendant la découpe. Une fois toutes les lames insérées, ajoutez une à deux gouttes de PBS sur le cerveau pour l'humidifier. Ensuite, retirez les lames une par une de la matrice en commençant par la région rostrale.Garder les sept premières tranches pour l'analyse au TTC. Après T-M-C-A-O, utiliser une petite spatule pour transférer délicatement les tranches de la lame vers le flacon rempli de TTC. Une fois toutes les sections placées dans le flacon, le boucher et le placer dans un bain-marie tiède jusqu'à ce que les sections deviennent roses.Retournez délicatement le flacon dans le bain si nécessaire afin d'éviter le chevauchement des sections, ce qui pourrait entraîner une coloration inégale. Éliminez ensuite le TTC et versez une solution de paraformaldéhyde à 4 % dans le flacon pour recouvrir les sections cérébrales. Cette étape met fin à la réaction chimique du TTC.Disposez immédiatement les sections sur une lame en verre propre de dimensions une sur trois pouces et orientez-les de la partie rostrale à la partie caudale lorsque vous les placez sur la lame. Numérisez la lame. À l’aide d’un scanner standard, réglez la résolution à un minimum de 600 DPI pour l’analyse d’image.Veillez à inclure le nom de l'animal et une règle métrique sur l'image numérisée. Enfin, retournez la lame et numérisez le verso afin de vous assurer que toutes les données sont recueillies. Le RHP réduit les volumes d'infarctus de 46 % par rapport aux souris témoins, mais n'a aucun effet sur le gonflement hémisphérique dérivé des données TTC obtenues chez les mêmes animaux.Le RHP réduit la perturbation de la barrière hémato-encéphalique définie par la fuite de bleu d'Évans normalisée par rapport à l'hémisphère controlatéral, avec des colorations TTC représentatives provenant à la fois des souris traitées au RHP et des témoins exposés à 21 % d'oxygène. Les souris sont présentées avec les volumes d'infarctus correspondants et la fuite de bleu d'Évans indiquée sous chaque échantillon. L'ipsilatéral désigne l'hémisphère cérébral ischémique et le controlatéral, le côté non affecté du cerveau.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler d'injecter le bleu d’Evan 22 heures après la fusion et de permettre sa circulation pendant deux heures avant la mise à mort de l’animal après son développement. Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la recherche préclinique sur les accidents vasculaires cérébraux pour explorer les mécanismes de protection endogène contre l’AVC chez les souris. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une compréhension claire de la manière de mesurer l’effet neuroprotecteur du RHP grâce à la double quantification de l’intégrité de la barrière hémato-encéphalique et des volumes d’infarctus.

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Il ya plus de preuves que le préconditionnement ischémique (PC) - un défi ischémique non dommageable pour le cerveau - confère une protection contre les transitoires à un accident ischémique dommageable ultérieure. Nous avons établi bilatérale carotide commune occlusion de l'artère (BCCAO) comme un stimulus de préconditionnement pour induire une tolérance ischémique précoce (IT) à transitoire ischémie cérébrale focale (induite par occlusion de l'artère cérébrale moyenne, MCAO) dans souris...

Occlusion bilatérale de l&#39;artère carotide commune comme un stimulus suffisant pour provoquer le préconditionnement précoce Tolérance ischémique à une ischémie cérébrale focale

Source : Zheng, Y., et al. Modèles expérimentaux pour étudier la neuroprotection du post-conditionnement acide contre l’ischémie cérébrale. J. Vis. Exp. (2017)Cette vidéo démontre l’application du postconditionnement acide (APC) pour évaluer ses effets neuroprotecteurs contre les lésions ischémiques dans un modèle murin d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO). Il décrit les étapes impliquées dans la reperfusion dans le modèle MCAO et l’application de l’APC pendant la reperfusion pour...

 Évaluation des effets neuroprotecteurs du postconditionnement acide dans un modèle murin d’ischémie cérébrale

Source : Poinsatte, K., et al., Quantification de la protection neurovasculaire à la suite d’un préconditionnement hypoxique répétitif et d’une occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne chez la souris. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo montre la méthode de préconditionnement hypoxique répétitif (RHP) en exposant une souris à des cycles d’hypoxie contrôlés avant d’induire un AVC ischémique. L’expérience évalue ses effets sur la stabilité de la barrière hémato-encéphalique, l’adaptation...

Adaptation neuronale au préconditionnement hypoxique répétitif chez la souris

Source : Lee, S. E., et al. Évaluation des effets neuroprotecteurs de l’extrait de Glycyrrhizae Radix et Rhizoma à l’aide d’un modèle murin d’occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne. J. Vis. Exp. (2018)Cette vidéo montre la procédure d’évaluation de l’effet neuroprotecteur d’un composé testé dans un modèle murin d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne. Le composé pénètre dans le cerveau, prévient la mort neuronale et réduit le volume de l’infarctus, confirmant son effet...

Évaluation des effets neuroprotecteurs d’un composé testé dans un modèle murin d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne

Afin de comprendre la physiopathologie de la course, il est important d'utiliser des modèles fiables. Ce document décrira l'un des modèles de course les plus fréquemment utilisés chez la souris, appelé le modèle milieu occlusion de l'artère cérébrale (MCAo) (également appelé le filament intraluminal ou d'un modèle de suture) avec reperfusion.

Approche chirurgicale pour Occlusion de l&#39;artère cérébrale moyenne et reperfusion induite par des maladies chez les souris

occlusion chirurgicale d'une branche distale de l'artère cérébrale moyenne (MCAo) est un modèle fréquemment utilisé dans la recherche de course expérimentale. Ce manuscrit décrit la technique de base de MCAo permanente, combinée à l'insertion d'une fenêtre crânienne latérale, ce qui offre la possibilité pour la microscopie intravitale longitudinale chez la souris.

Préparation Fenêtre latérale chronique Cranial Active In Vivo Observation Suite Distal cérébrale moyenne Artère Occlusion chez la souris

Nous décrivons un modèle murin d’AVC induit par l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne à l’aide d’une suture recouverte de silicone. Le protocole peut être appliqué pour induire une occlusion permanente ou une ischémie temporaire, suivie d’une reperfusion.

Induction de l&#39;AVC ischémique et ischémie-reperfusion chez la souris Utilisation de l&#39;artère moyenne Occlusion Technique et visualisation des Infarctus Zone

Le postconditionnement acide protège contre l'ischémie cérébrale. Nous présentons ici deux modèles pour exécuter APC. Ils sont obtenus respectivement en transférant des tranches corticostriatales à un tampon acide après une privation d'oxygène-glucose in vitro et en inhalant 20% de CO 2 après l'occlusion de l'artère cérébrale moyenne in vivo .

Modèles expérimentaux pour étudier la neuroprotection du postconditionnement acide contre l&#39;ischémie cérébrale

Un modèle murin d’ischémie-reperfusion cérébrale est mis en place pour étudier la physiopathologie des accidents vasculaires cérébraux. Nous distalement ligaturer l’artère cérébrale moyenne droite et artère carotide commune droite et restaurer le flux sanguin après 10 ou 40 min d’ischémie.

Modèle de souris de deux vaisseaux Occlusion d’ischémie-reperfusion cérébrale

Ce protocole décrit le modèle d’ischémie cérébrale focale transitoire chez la souris par occlusion intraluminale de l’artère cérébrale moyenne. De plus, des exemples d’évaluation des résultats sont présentés à l’aide de l’imagerie par résonance magnétique et de tests comportementaux.

Modèle d’occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne de l’AVC

Ici, nous présentons un protocole pour établir un modèle distal d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (dMCAO) par électrocoagulation transcrânienne chez les souris C57BL/6J et évaluons le comportement neurologique et les caractéristiques histopathologiques ultérieurs.

Induction de l’AVC ischémique aigu chez la souris à l’aide de la technique d’occlusion de l’artère moyenne distale

Découvrez le préconditionnement hypoxique répétitif pour la neuroprotection après accident vasculaire cérébral chez la souris. Cette méthode quantifie simultanément le volume de l'infarctus et l'intégrité de la barrière hémato-encéphalique.

Quantification de la protection neurovasculaire Après répétitive hypoxique préconditionnement et transitoire Moyen Cerebral Artery Occlusion chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal

Quantification de la protection neurovasculaire Après répétitive hypoxique préconditionnement et transitoire Moyen Cerebral Artery Occlusion chez la souris

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