Name: La culture de la souris cardiaque Vannes dans le système de culture de tissus Miniature (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 47 s
Description: Découvrez la culture ex vivo des valves cardiaques murines avec le système MTCS pour étudier la biologie valvulaire. Cette méthode permet d'évaluer la viabilité tissulaire et la distribution de la matrice extracellulaire par analyse histologique.

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Cette étude est soutenue par la Dutch Heart Foundation et l’Institut néerlandais de médecine régénérative.

Ce protocole suit les directives LUMC de comité d&#39;éthique de la recherche de l&#39;animal. 1. Préparation des instruments, milieu de culture, et MTCS Remarque: Effectuez toutes les préparations dans la hotte à flux laminaire. La chambre de perfusion MTCS, piège à bulles et un support sont décrits dans Lieber et al., 2010 11. <ol><li> Désinfecter les pinces et ciseaux micro avec 70% d&#39;éthanol. Préparer une seringue de 5 ml avec une aiguille 21G avec du tampon (130 mM de NaCl stérile de Tyrode mM, KCl 5,4 mM, Hepes 6,0, 1,2 mM de MgSO 4, 1,2 mM de KH 2 PO 4, 20 mM de glucose, 1,5 mM de CaCl 2, 2H 2 O, pH = 7,2). Préparer une seringue de 5 ml avec une aiguille 21G avec une solution stérile de KCl (100 mM). </li><li> Préparer 65 ml de milieu par du DMEM supplémenté cœur: avec 10% de sérum de veau foetal, des antibiotiques / antimycosiques (A / A, 100 unités de pénicilline, 100 ug de streptomycine, et 0,25 pg d&#39;amphotéricine B / ml), Insuline-transferrineLe sélénium (STI; 10 pg / ml d&#39;insuline, 5,5 pg / ml de transferrine, 6,7 ng / ml de sélénite de sodium) et stériliser par filtration. </li><li> Stériliser la chambre de perfusion et de piège à bulles par pulvérisation avec 70% d&#39;éthanol et sécher avec une serviette de papier. Assemblez le MTCS (figure 1D), cependant, d&#39;abord sans la chambre de perfusion. Placer le piège à bulles sur le stand. Utilisez une pompe péristaltique à rouleaux avec Easy-charge têtes de pompe. <ol><li> En utilisant un tube de silicium faire des liens entre le réservoir (de tube de 50 ml) et de la pompe, la pompe et le piège à bulles, le piège à bulles et le réservoir (voir figure 1D). Ajouter le tube intérieur de l&#39;incubateur suffisamment longue pour permettre d&#39;atteindre l&#39;équilibre moyen de gaz avec le gaz dans l&#39;incubateur à travers le tube perméable aux gaz de silicium (1 m) et le tube extérieur de l&#39;incubateur le plus court possible. </li></ol></li><li> Remplir le tube de 50 ml avec 70% d&#39;éthanol, tourner sur la pompe (vitesse d&#39;écoulement d&#39;environ 1 ml / min pour permettre une bonne circulation) et de laisser le CIR de l&#39;éthanolculer pendant 30 min à stériliser tous les tubes. Éliminer l&#39;éthanol en vidant le réservoir et le pompage de l&#39;éthanol à partir du système. </li><li> Remplir le tube de 50 ml avec de l&#39;eau distillée stérile, tourner sur la pompe et laissez circuler l&#39;eau pendant 30 min pour se débarrasser de l&#39;éthanol restant. Éliminer l&#39;eau en vidant le réservoir et le pompage de l&#39;eau du système. </li><li> Remplir le tube de 50 ml avec 45 ml de milieu, mettre le pied dans l&#39;incubateur. Allumez le (la vitesse d&#39;écoulement autour de 1 ml / min) de la pompe et faire circuler le moyen de remplir tous les tuyaux, enlever toutes les bulles d&#39;air et laisser le moyen d&#39;adapter la composition du gaz dans l&#39;incubateur pendant au moins 1 h. Maintenir l&#39;incubateur dans des conditions de culture de tissus standard (5% de CO 2 et 37 ° C). Assurez-vous qu&#39;aucun des bulles sont présentes dans le tube. </li></ol> 2. Isolement de coeur de souris <ol><li> Injecter la souris avec 500 unités d&#39;héparine. Cela permettra d&#39;éviter la coagulation du sang et permet la suppression de blood du cœur. Après 10 min, anesthésier les souris dans une chambre d&#39;induction avec 4% d&#39;isoflurane l&#39;aide d&#39;un vaporisateur de précision. L&#39;anesthésie est suffisante lorsque la souris ne répond pas au pincement de l&#39;orteil. </li><li> Transférer la souris pour un conseil de dissection et maintenir une anesthésie au moyen d&#39;un masque relié à un circuit coaxial. Désinfectez la fourrure de la souris avec 70% d&#39;alcool. Utilisation de ciseaux ouvrir la cavité abdominale pour exposer la veine cave et le diaphragme. </li><li> Pour exposer le coeur, faire des incisions latérales à partir de la dernière à la première côtes et refléter la cage thoracique sur la tête de la souris. Arrêtez l&#39;anesthésie que la souris ne soit pas plus respire. Observez le battement de coeur. </li><li> Insérer l&#39;aiguille 21G fixée à une seringue de 5 ml contenant du tampon de Tyrode stérile dans la veine cave inférieure de l&#39;abdomen dans la cavité thoracique (à travers la membrane). Assurez-vous que le sang puisse sortir de la caudale de la veine cave de l&#39;insertion de l&#39;aiguille. Perfuser etampon de Tyrode e en douceur et avec une pression constante dans la veine cave jusqu&#39;à ce que le cœur perd partiellement sa couleur rouge. Remarque: Le cœur battant reste permettant l&#39;élimination du sang du cœur. </li><li> Remplacer l&#39;aiguille avec l&#39;aiguille de 21G fixée à une seringue de 5 ml contenant une solution stérile de KCl. Perfuser doucement la solution de KCl dans la veine cave jusqu&#39;à ce que le cœur cesse de battre et enlever l&#39;aiguille. Remarque: La solution de KCl conserve le coeur dans la phase diastolique détendu, ce qui permettra l&#39;insertion facile des aiguilles de perfusion et le système de perfusion coronaire. </li><li> Soulever légèrement le cœur en utilisant des pinces courbes et l&#39;aide de ciseaux disséquer le cœur libre du tissu environnant mais laissent artères et les veines proximales au cœur intact et fixée au cœur. Transférer le coeur dans un tube de 15 ml contenant du PBS glacé additionné de l&#39;antibiotique / antimycotique (A / A). Conservez le cœur dans PBS glacé jusqu&#39;à 3 h. </li></ol> 3. Cannulation des coeurs de la souris dans la Chambre Perfusion <ol><li> Effectuez toutes les procédures dans une hotte à flux laminaire. Transférer le coeur isolé du tube de 15 ml à une boîte de 10 cm de Pétri et ajouter PBS complété avec A / A. </li><li> Sous un microscope de dissection, utilisez le micro ciseaux et des pinces pour enlever tous les tissus non cardiaque, mais de préserver l&#39;aorte ascendante au moins la bifurcation avec l&#39;artère brachiocéphalique et les veines pulmonaires, 2 mm en amont vers le cœur. Couper le bout de la pointe du cœur pour créer l&#39;accès à la lumière du ventricule gauche (généralement 2 mm). Placer la chambre de perfusion dans la hotte à flux sous le microscope à dissection. </li><li> Attacher une seringue de 5 ml avec du milieu de l&#39;aiguille d&#39;insertion à l&#39;aide du tube de silicone. Remplir la chambre de perfusion avec 20 ml de milieu et de mettre le coeur sur la scène de rotation entre les 2 aiguilles émoussées dans la chambre de perfusion (figure 1). Réglez la hauteur de l&#39;étage de rotation de sorte que le coeur est positionné en face de laaiguilles. </li></ol> 4. La ligature pour la culture de la valve mitrale (voir Figure 1) <ol><li> Ligaturer l&#39;aorte avec une suture (soie 7,0). Ligaturer l&#39;appendice auriculaire gauche avec suture. Insérer l&#39;aiguille (nr. 1 sur la figure 1) à travers la veine pulmonaire dans l&#39;atrium gauche et ligaturer avec suture proximale à son entrée dans l&#39;oreillette gauche. Assurez-vous que l&#39;aiguille est pas trop loin dans l&#39;oreillette gauche, comme cela endommagerait la valve mitrale. </li><li> Insérer l&#39;aiguille (nr.2 sur la figure 1) avec un mouvement linéaire dans le ventricule gauche. Transférer le milieu de la chambre de perfusion à un tube de 50 ml. Sceller l&#39;aiguille vers le myocarde avec de la colle biocompatible. </li><li> Après séchage de la colle, injecter attentivement moyen dans le cœur en connectant une seringue remplie de moyen à l&#39;aiguille nr.1 et vérifier si il ya une fuite. Veiller à ce que les sorties moyennes de nr.2 de l&#39;aiguille et le dernier reste du sang est perfusé sur le cœur. </li></ol> 5. Ligation pour la culture de la valve aortique (voir Figure 1) <ol><li> Insérer l&#39;aiguille (numéro 1 sur la figure 1) dans l&#39;aorte et ligaturer avec suture. Assurez-vous que l&#39;aiguille est pas trop loin dans l&#39;aorte, car cela nuirait à la valve aortique. Insérer l&#39;aiguille (nr.2 sur la figure 1) avec un mouvement linéaire dans le ventricule gauche. Transférer le milieu de la chambre de perfusion à un tube de 50 ml. Sceller l&#39;aiguille vers le myocarde avec de la colle biocompatible. </li><li> Après séchage de la colle, injecter attentivement milieu dans le coeur en connectant une seringue remplie de moyen à l&#39;aiguille nr.2 et vérifier si il ya une fuite. Veiller à ce que les sorties moyennes de nr.1 de l&#39;aiguille et le dernier reste du sang est perfusé sur le cœur. </li></ol> 6. Placez Chambre perfusion sur le Stand <ol><li> Remplissez chambre de perfusion avec les 20 ml de milieu transférés. Placez le joint et le couvercle sur la chambre et serrer avec la rondelle et vis. </li><li> Retirez les MTCS assemblés à partir de l&#39;incubaTor. Fixez la chambre de perfusion sur le stand. Connectez le tuyau (voir figure 1D). Placer le support dans l&#39;incubateur (5% de CO 2 et 37 ° C). Connectez le tuyau à la pompe. Tournez sur la pompe à la vitesse de l&#39;écoulement autour de 600 pi / min. </li><li> Assurez-vous que dans le réservoir et / ou le piège à bulles au niveau du milieu permet les visualisations de la présence de l&#39;écoulement par la chute des gouttes moyennes entrants. Après culture, le cœur est éliminée du système, fixées et traitées pour l&#39;examen histologique. </li></ol>

<ol><li>Go, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Disease+and+Stroke+Statistics--2014+Update%3A+A+Report+From+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart Disease and Stroke Statistics--2014 Update: A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 129, e28-e292 (2013).</li>
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<li>Kruithof, B. P. T., Duim, S. N., Moerkamp, A. T., Goumans, M. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TGF%CE%B2+and+BMP+signaling+in+cardiac+cushion+formation%3A+lessons+from+mice+and+chicken%5BTitle%5D)+AND+%22Differentiation%3B+research+in+biological+diversity%22%5BJournal%5D)">TGFβ and BMP signaling in cardiac cushion formation: lessons from mice and chicken.</a> Differentiation; research in biological diversity. 84 (1), 89-102 (2012).</li>
<li>Lieber, S. C., Kruithof, B. P. T., Aubry, N., Vatner, S. F., Gaussin, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+of+a+miniature+tissue+culture+system+to+culture+mouse+heart+valves%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+biomedical+engineering%22%5BJournal%5D)">Design of a miniature tissue culture system to culture mouse heart valves.</a> Annals of biomedical engineering. 38 (3), 674-682 (2010).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Les étapes critiques dans la mise en culture des soupapes de souris cardiaques comprennent rendant le temps entre l&#39;excision du coeur de la souris et la ligature dans la chambre de perfusion le plus court possible pour assurer la viabilité et la ligature des aiguilles perpendiculaires aux soupapes pour assurer une orientation adéquate de l&#39;écoulement . De plus, le contrôle du débit après la ligature dans la chambre de perfusion sans moyen assure l&#39;insertion d&#39;aiguilles et la ligature appropriée. Il est e...

Maladie de la valvule cardiaque est une cause majeure de morbidité et de mortalité dans le monde occidental; sa prévalence augmente avec l&#39;âge et elle affecte plus de 10% de la population de 75 ans et plus 1. Les vannes de la partie systémique du cœur, les valves aortique et mitrale, sont principalement touchés. Coeur maladie de soupape est caractérisé par la perte de la structure hautement organisée des soupapes, ce qui entraîne la modification des propriétés mécaniques 2. L&#39;intégrité de la structure est donc essentiel pour le fonctionnement de la soupape. Les feuillets de la valvule sont constitués de cellules interstitielles valvulaires (CIV), les cellules endothéliales valvulaires (CVE), et la matrice extracellulaire, qui est hautement organisée selon un motif en couches 3,4. Les CIV sont responsables de la synthèse de l&#39;ECM, de la dégradation et de l&#39;organisation. Facteurs émanant de la circulation sanguine, ECS ou résidant dans l&#39;acte d&#39;ECM sur les CIV orchestrant sa fonction. De plus,forces mécaniques agissent sur ​​la valve pendant le cycle cardiaque en résultant ou laminaire oscillatoire contrainte de cisaillement, contraintes de compression ou de traction qui influent sur ​​le comportement des 5 CIE. Afin de comprendre comment la structure de la vanne est réglée, il faut d&#39;abord comprendre comment CIV répondent à l&#39;ensemble diversifié de stimuli vécus pendant le cycle cardiaque. Des études in vitro ont été très instructif sur les caractéristiques et les capacités des cellules valvulaires. La réponse de ces cellules in vitro, cependant, peut ne pas toujours reproduire avec précision la réponse in vivo 6; par exemple, la réponse à des stimuli de VIC est dépendante de la présence d&#39;EC et la composition 5 de l&#39;ECM. En outre, la réponse des cellules à des stimuli valvulaires dépend de leur emplacement spécifique dans la notice 7. En plus des stimuli biochimiques, le comportement des cellules valvulaires est déterminée par des forces mécaniques agissant on la vanne 8. Chaque région de la soupape est soumis à son propre ensemble spécifique de contraintes hémodynamiques. Bien que les modèles actuels ex vivo ont montré que les forces mécaniques sont des déterminants importants de la structure valvulaire 5, les mécanismes associés sont encore peu claires. Alors que les modèles in vivo ont permis de mieux comprendre les mécanismes moléculaires sous-jacents développement valvulaire 9,10, un aperçu de la biologie valvulaire adulte est toujours insaisissable. Par conséquent, un modèle ex vivo de l&#39;écoulement est développé, dans lequel les valves cardiaques peuvent être cultivées dans leur position naturelle dans le coeur pendant une période de temps prolongée 11. Cela présente l&#39;avantage que les vannes restent dans leur configuration naturelle et les CIV éprouvent le même environnement que in vivo, ce qui rend les réponses des CIV à des stimuli aussi naturel que possible. En outre, la culture des soupapes dans leur position naturelle au coeur facilite la soumission de chaquerégion valvulaire aux contraintes hémodynamiques pertinents. Dans ce modèle ex vivo, à savoir, le système de culture de tissu miniature (MTCS), les soupapes peut être soumis à différents stimuli biochimiques et hémodynamiques permettant l&#39;investigation de leur rôle dans le remodelage cardiaque de la vanne.

<table><tbody><tr><td>Dulbecco' s Modified Eagle Medium</td><td>Life Technologies</td><td>10569-010</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovin</td><td>Serum Life Technologies</td><td>26140</td><td></td></tr><tr><td>Insuline-Transferrin-Selenium</td><td>Life Technologies</td><td>41400-045</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotique-Antimycosique</td><td>Life Technologies</td><td>15240-06</td><td></td></tr><tr><td>Silk 7-0</td><td>Ethicon</td><td>768G</td><td></td></tr><tr><td>Boîte de</td> <td>culture 100 mmGreiner bio-one</td><td>664160</td><td></td></tr><tr><td>Tube de 50 ml</td><td>Greiner bio-one</td><td>227261</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 5 ml</td><td>BD</td><td>309649</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille 21 G</td><td>BD</td><td>304432</td><td></td></tr><tr><td>Héparine</td><td>LEO</td><td>012866-08</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-00</td><td></td></tr><tr><td>Micro Ciseaux, Economie,</td><td>Tedpella type Vannas</td><td>1346</td><td></td></tr><tr><td>Tube en silicone</td><td>Thermo Scientific</td><td>8060-0020</td><td>D.I. x D.E. x Paroi : 1,59 x 3,18 x 0,79 mm</td></tr><tr><td>Tube en silicone pour pompe</td><td>Masterflex</td><td>96400-13</td><td>D.I. x D.E. x Paroi : 0,8 x1,59 x 0,40 mm</td></tr><tr><td>Colle biocompatible (Histoacryl)</td><td>B. Vaporisateur</td><td>de précision 1050071</td><td></td>Braun</tr><tr><td></td><td>Dr&auml ; ger</td><td>Vapor 200</td><td></td></tr><tr><td>Pompe péristaltique à rouleaux</td><td>Masterflex</td><td>7521-35</td><td></td></tr><tr><td>Tête de pompe à chargement facile</td><td>Masterflex</td><td>7518-00</td><td></td></tr><tr><td>Chambre</td><td></td><td></td> d’écoulement <td>voir Lieber et al., 2010</td></tr><tr><td>Piège</td><td></td><td></td> à bulles <td>voir Lieber et al., 2010</td></tr></tbody></table>

la culture de la souris cardiaque vannes dans le système de culture de tissus miniature

Culturing Mouse Cardiac Valves in the Miniature Tissue Culture System

La valvulopathie cardiaque est un fardeau majeur dans le monde occidental et aucun traitement efficace n’est disponible. Cela est principalement dû à un manque de connaissances sur les mécanismes moléculaires, cellulaires et mécaniques sous-jacents au maintien et/ou à la perte de la structure valvulaire. 
Les modèles actuels utilisés pour étudier la biologie valvulaire comprennent des cultures in vitro de cellules endothéliales valvulaires et interstitielles. Bien que les modèles de culture in vitro fournissent à la fois des mécanismes cellulaires et moléculaires, les mécanismes impliqués dans l’organisation 3D de la valve restent incertains. Bien que les modèles in vivo aient permis de mieux comprendre les mécanismes moléculaires sous-jacents au développement valvulaire, la biologie valvulaire adulte est encore difficile à comprendre. 
Afin de pouvoir étudier la régulation de l’organisation 3D valvulaire aux niveaux tissulaire, cellulaire et moléculaire, nous avons développé le système de culture tissulaire miniature. Dans ce modèle d’écoulement ex vivo, la valve mitrale ou aortique est cultivée dans sa position naturelle dans le cœur. La configuration et la composition naturelles de la foliole sont maintenues, ce qui permet la réponse la plus naturelle des cellules valvulaires aux stimuli. Les vannes restent viables et s’adaptent aux conditions environnementales changeantes. Ce MTCS peut fournir des avantages sur l’étude de questions incluant, mais sans s’y limiter, comment l’organisation 3D affecte-t-elle la biologie valvulaire, quels facteurs affectent l’organisation 3D de la valve et quel réseau de voies de signalisation régule l’organisation 3D de la valve.

La valve aortique (figure 2) ou la valvule mitrale 11 peuvent être cultivées pendant au moins 3 jours. Par la mise en culture dans la position ouverte (qui représente la position systolique pour la valve aortique diastolique et la position de la valve mitrale), les cellules restent viables valvulaires. Aucune mort cellulaire est observée comme déterminé par l&#39;absence de cellules TUNEL-positives (figure 2H, I) ou de la caspase-3 clivée expression (non représenté et Lieber ...

Ici, nous présentons un modèle d’écoulement ex vivo dans lequel des valves cardiaques murines peuvent être cultivées permettant l’étude de la biologie de la valve.

La culture de la souris cardiaque Vannes dans le système de culture de tissus Miniature

Heart valve disease is a major burden in the Western world and no effective treatment is available. This is mainly due to a lack of knowledge of the ...

L'objectif général de cette procédure est de cultiver des valves cardiaques de souris à l'aide du système miniature de culture tissulaire, ou MTCS. Cela est réalisé en premier lieu en assemblant le MTCS sans la chambre de perfusion et en faisant circuler le milieu afin de préconditionner le système. Dans la deuxième étape, le cœur de souris est prélevé et préparé pour la canulation.Ensuite, le cœur est placé dans la chambre de perfusion où il est canulé pour une culture de la valve mitrale ou aortique. La chambre de perfusion est alors placée dans le système MTCS et la pompe est démarrée. Enfin, une analyse histologique est utilisée pour évaluer la viabilité, la morphologie et la distribution de la matrice extracellulaire de la valve.Commencez par utiliser des morceaux de tube en silicone pour établir les connexions entre le réservoir et la pompe, la pompe et le piège à bulles, ainsi que le piège à bulles et le réservoir. Une fois tous les tubes connectés, remplissez le réservoir avec de l'éthanol à 70 %.Mettre en marche la pompe à un débit de un millilitre par minute et laisser l'éthanol circuler pour stériliser les tubulures. Après 30 minutes, vider le réservoir et pomper l'éthan

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Dans cette vidéo, nous démontrons l’isolement des cellules interstitielles de la valve aortique du cœur d’une souris adulte à l’aide d’une procédure de collagénase en deux étapes et leur culture ultérieure dans un faible volume de milieu de croissance.

Isolement des cellules interstitielles valvulaires de souris : une méthode enzymatique pour isoler et cultiver des CIV à partir de la valve aortique de souris

Cette vidéo présente une technique de dosage permettant d’évaluer la calcification des cellules interstitielles de la valve aortique in vitro. Le test permet de quantifier la concentration de calcium à l’aide du réactif arsenazo III, un colorant sensible au calcium qui réagit avec les ions calcium pour former un complexe calcium-arsenazo de couleur violette.

Dosage de la calcification pour mesurer la concentration de calcium dans les cellules interstitielles de la valve aortique

Nous décrivons ici l'isolement de cardiomyoctyes de souris adultes en utilisant un système de perfusion de Langendorff. Les cellules résultantes sont des ions Ca2 + à tolérance de repos électriquement et peuvent être cultivées et transfectées avec l'adénovirus ou de lentivirus de manipuler l'expression génique. Leur fonctionnalité peut également être analysé en utilisant le système MMSYS et techniques de patch-clamp.

Isolement, culture et caractérisation fonctionnelle des adultes Cardiomyoctyes souris

Des études de développement chez la souris sont entravés par l'inaccessibilité de l'embryon pendant la gestation. Afin de promouvoir la culture à long terme du cœur embryonnaire à un stade avancé de gestation, nous avons développé un protocole dans lequel le cœur excisé est cultivé dans un semi-solide, Matrigel dilué.

A Novel<em&gt; Ex vivo</em&gt; Méthode de la culture pour le embryonnaire Souris Coeur

Nous décrivons une méthode fiable pour l'isolement des cardiomyocytes de souris adultes. Ce protocole donne un résultat cohérent pour la culture des cardiomyocytes adultes fonctionnels à partir d'une variété de souris génétiquement modifiées.

Isolement et culture de cardiomyocytes adultes de souris pour Signalisation cellulaire et<em&gt; In vitro</em&gt; Hypertrophie cardiaque

Afin de comprendre les mécanismes cellulaires et moléculaires qui sous-tendent néo-tissu formation et le développement de la sténose dans les valves cardiaques de l'ingénierie tissulaire, un modèle murin de coeur hétérotopique vanne transplantation a été développé. Une valvule cardiaque pulmonaire a été transplanté au destinataire en utilisant la technique de transplantation cardiaque hétérotopique.

Transplantation de valve pulmonaire en utilisant un modèle de souris de transplantation cardiaque hétérotopique

La capacité d’isoler les cellules endothéliales valvulaires cardiaques (VEC) est essentielle pour comprendre les mécanismes de développement, de maintenance et de maladie des valves.  Nous décrivons ici l’isolement des VEC à partir de souris Tie2-GFP embryonnaires et adultes à l’aide de FACS qui permettra de réaliser des études déterminant la contribution des VEC dans les processus de développement et de maladie.

Isolement des cellules endothéliales murines Valve

Ce protocole décrit une méthode étape par étape pour l’isolement reproductible et la culture à long terme de cardiomyocytes de souris adultes avec un rendement, une pureté et une viabilité élevés.

L&#39;isolement, la culture et la transduction des adultes cardiomyocytes souris

Des modèles in vitro d’angiogenèse coronaire peuvent être utilisés pour la découverte des mécanismes cellulaires et moléculaires de l’angiogenèse coronaire. Les cultures d’explantation in vitro des tissus sinus venosus et endocardium montrent une croissance robuste en réponse au VEGF-A et affichent un modèle similaire d’expression DEMENT-TFII comme in vivo.

Modèle in Vitro de l’angiogenèse coronaire

Ici, nous présentons un protocole pour l’isolement, la transfection, et la culture à long terme de la souris adulte et les cardiomyocytes de rat.

Isolation, transfection et culture à long terme des cardiomyocytes adultes de souris et de rats

Cet article décrit l’isolement des cellules de valve aortique de souris par un procédé en deux étapes de collagénase. Les cellules valvulaires isolées de la souris sont importantes pour effectuer différents essais, tels que ce test de calcification in vitro, et pour étudier les voies moléculaires menant à la minéralisation de la valve aortique.

Isolement des cellules valvulaires interstitielles de souris pour étudier la calcification de la valve aortique in vitro

Découvrez la culture ex vivo des valves cardiaques murines avec le système MTCS pour étudier la biologie valvulaire. Cette méthode permet d'évaluer la viabilité tissulaire et la distribution de la matrice extracellulaire par analyse histologique.

La culture de la souris cardiaque Vannes dans le système de culture de tissus Miniature

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