Name: À faire et à ne pas faire dans la préparation de Muscle cryosections pour lanalyse histologique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 27 s
Description: Apprenez la préparation de cryosections musculaires pour l'analyse histologique en évitant les artéfacts de congélation. Cette méthode rapide préserve l'intégrité tissulaire et permet une évaluation précise de la biologie musculaire.

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Nous tenons à remercier Alex Miller pour les révisions du manuscrit. Ce travail a été soutenu par les subventions de recherche accordées à M.G. par Cure CMD, Struggle Against Muscular Dystrophy (SAM) et Muscular Dystrophy Association (218938).

1. Tissue récolte et de congélation des tissus musculaires <ol><li> Euthanasier la souris avec une dose excessive de l&#39;isoflurane (2-chloro-2- (difluorométhoxy) -1,1,1-trifluoro-éthane). Effectuez cette étape dans une hotte et utiliser une méthode de confinement secondaire comme un dessiccateur ou une cloche de verre contenant un coton-tige imbibé d&#39;isoflurane. </li><li> Confirmer la mort en serrant fermement coussinet plantaire. Utilisez une méthode secondaire de l&#39;euthanasie telle que la dislocation cervicale. </li><li> Mouiller la fourrure avec 70% d&#39;alcool pour réduire le collage des mèches de cheveux en vrac sur les muscles. Peler la peau du membre en utilisant une pince fine tels que # 5. </li><li> Séparez délicatement le muscle d&#39;intérêt (jambier antérieur (TA) dans ce cas) à partir des os en dessous, à partir du tendon et à enlever. </li><li> Exciser le muscle, le couvrir dans l&#39;OCT (coupe optimale du composé Température), et posez-le à plat sur un moule de congélation jetable marqué. Assurez-vous que le muscle est à son orientation physiologique normal (tête tail) sans étirement. Alternativement, geler le muscle sur des petits carrés de mousse de polystyrène et l&#39;épingler en utilisant des épingles insectes pour assurer la bonne longueur des muscles. </li><li> Réfrigérer 2-méthylbutane (isopentane) dans un bêcher en acier avec de l&#39;azote liquide. Cela prend en moyenne de 3 - 5 min. Gardez en remuant de façon intermittente jusqu&#39;à précipités blancs commencent à se former sur le fond et les parois du bécher. REMARQUE: Lorsque cela se produit, l&#39;isopentane a atteint la température de congélation optimale (-150 ° C) </li><li> Trempez les moules contenant muscles dans le réfrigérée 2-méthylbutane. Congeler petits muscles comme le muscle long extenseur des orteils diaphragme et (EDL) pour les 6 - 12 sec et gros muscles comme le soléaire gastrocnémien (GS) et les triceps pour 15 - 20 sec. Ne pas congeler les muscles trop longtemps car cela pourrait conduire à la fissuration. </li><li> Transférer les tissus congelés sur de la glace sèche et laissez évaporer isopentane (à noter que ce processus prend en moyenne environ 15 - 20 min). Envelopper les tissus dans du papier aluminium et les stocker à ultra basse température (-70 ° C à -80 ° C) jusqu&#39;à ce que le sectionnement. </li></ol> 2. Intégrer les tissus dans PTOM Préparer bloc de tissu <ol><li> tissus de transport sur la glace sèche pour cyrostat pour éviter la décongélation. tissu Transfert à cryostat chambre (mis à -20 à -24 ° C pour éviter la décongélation complète des tissus) et les laisser équilibrer pendant 30 min. </li><li> Tournez la baie de refroidissement Peltier sur. Si le cryostat ne possède pas ce refroidissement, utiliser un aérosol de refroidissement pour congeler rapidement les PTOM. Ne laissez pas le dégel musculaire à tout moment au cours de l&#39;incorporation car cela peut entraîner des dommages dus au gel. </li><li> Ajouter une couche mince et uniforme de l&#39;OCT sur le disque de l&#39;échantillon et le laisser refroidir. Lorsque la plupart des PTOM est gelé sur le fond tout en liquide sur le dessus, insérez le tissu à l&#39;orientation correcte (perpendiculaire PTOM pour les sections transversales et parallèles PTOM pour les sections longitudinales). Utilisez un aérosol de refroidissement pour congeler rapidement octobre Touchez la partie unembeded du tissu avec poste de chaleurractor et attendre 45 sec. </li><li> Ajoutez une autre couche mince de l&#39;OCT autour du muscle, vaporiser avec un aérosol de refroidissement et d&#39;extraire la chaleur comme dans l&#39;étape précédente. </li><li> Continuez à ajouter des PTOM petits incréments et rapidement geler les PTOM en utilisant une combinaison d&#39;aérosol et d&#39;un extracteur de chaleur de refroidissement jusqu&#39;à ce que le muscle entier est couvert. </li><li> Mettre l&#39;extracteur de chaleur sur le dessus du bloc de tissu et attendre 5 min. </li></ol> 3. Préparer Sections et identifier les sections à partir de mi-ventre Région des Muscles <ol><li> Placer le spécimen sur la tête de l&#39;objet. Serrez la molette pour fixer le disque. Assurez-vous que la platine est en bon contact avec la tête de l&#39;objet. </li><li> Réglez la température de la chambre à entre -21 et -24 ° C et attendre jusqu&#39;à ce que la température de consigne est atteint. </li><li> Réglez les paramètres d&#39;épaisseur (7 pm); couper le bloc en avançant ou en rétractant le bloc en utilisant les réglages grossiers et fins. </li><li> Recueillir les sectionspréchauffée sur des lames de microscope chargées positivement en appuyant sur la partie supérieure de la glissière sur les sections, en utilisant l&#39;attraction entre les charges opposées pour faciliter l&#39;adhérence des sections de coupe de la lame. </li><li> Identifier les sections à mi-ventre par mesure de surface en coupe transversale (CSA) des sections. Pour ce faire, le logiciel d&#39;imagerie à l&#39;aide de l&#39;ordinateur qui est connecté au microscope. REMARQUE: des images à contraste de phase sont prises et la circonférence de l&#39;ensemble du muscle est mesurée via une fonction de traçage sur le logiciel. Cela donnera à la fois la CSA ainsi que diamètre minimum de furet (mesure des fibres taille transversale qui est exprimé comme la plus petite distance entre deux tangentes parallèles sur les côtés opposés d&#39;une particule) mesures. Remarque: Lors de la CSA et de diamètre de furet minimum mesures commencent à plateau, mi ventre a été atteint. </li><li> Inventaire et archiver les diapositives à -80 ° C pour la coloration avenir. REMARQUE: octobre n&#39;a pas besoin d&#39;être enlevé avant staininprocédures de g. Lorsque les lames sont sous une lamelle, ils sont prêts à être colorées immédiatement. </li></ol> 4. Coloration REMARQUE: Bien que les procédures détaillées étape par étape peuvent être trouvés sur la feuille de données du produit et doivent être suivies pour les procédures de coloration, l&#39;optimisation personnelle peut être nécessaire pour obtenir une coloration optimale. <ol><li> Parce que les médias de montage (voir tableau) est non miscible à l&#39;eau, déshydrater diapositives en augmentant les qualités d&#39;alcool (2 min chacun à 70%, 95% et 100% d&#39;éthanol) et les effacer avec du xylène (100% pendant 5 min) pour assurer diapositives ne deviennent pas opaque au fil du temps. </li><li> Lamelle sections et les laisser sécher. Image avec microscope équipé d&#39;un logiciel d&#39;imagerie. </li></ol>

<ol><li>Bonnemann, C. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diagnostic+approach+to+the+congenital+muscular+dystrophies%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromuscular+disorders+%3A+NMD%22%5BJournal%5D)">Diagnostic approach to the congenital muscular dystrophies.</a> Neuromuscular disorders : NMD. 24, 289-311 (2014).</li>
<li>Caughey, J. E., Pachomov, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+diaphragm+in+dystrophia+myotonica%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurol+Neurosurg+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">The diaphragm in dystrophia myotonica.</a> J Neurol Neurosurg Psychiatry. 22, 311-313 (1959).</li>
<li>Fetterman, G. H., Wratney, M. J., Donaldson, J. S., Danowski, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscular+dystrophy.+I.+History%2C+clinical+status%2C+muscle+strength%2C+and+biopsy+findings%5BTitle%5D)+AND+%22AMA+J+Dis+Child%22%5BJournal%5D)">Muscular dystrophy. I. History, clinical status, muscle strength, and biopsy findings.</a> AMA J Dis Child. 91, 326-338 (1956).</li>
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<li>Kumar, A., Yamauchi, J., Girgenrath, T., Girgenrath, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle-specific+expression+of+insulin-like+growth+factor+1+improves+outcome+in+Lama2Dy-w+mice%2C+a+model+for+congenital+muscular+dystrophy+type+1A%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">Muscle-specific expression of insulin-like growth factor 1 improves outcome in Lama2Dy-w mice, a model for congenital muscular dystrophy type 1A.</a> Human molecular genetics. 20, 2333-2343 (2011).</li>
<li>Mehuron, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dysregulation+of+matricellular+proteins+is+an+early+signature+of+pathology+in+laminin-deficient+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Skeletal+muscle%22%5BJournal%5D)">Dysregulation of matricellular proteins is an early signature of pathology in laminin-deficient muscular dystrophy.</a> Skeletal muscle. 4, 14(2014).</li>
<li>Yamauchi, J., Kumar, A., Duarte, L., Mehuron, T., Girgenrath, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Triggering+regeneration+and+tackling+apoptosis%3A+a+combinatorial+approach+to+treating+congenital+muscular+dystrophy+type+1+A%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">Triggering regeneration and tackling apoptosis: a combinatorial approach to treating congenital muscular dystrophy type 1 A.</a> Human molecular genetics. 22, 4306-4317 (2013).</li>
<li>Sheriffs, I. N., Rampling, D., Smith, V. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paraffin+wax+embedded+muscle+is+suitable+for+the+diagnosis+of+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+clinical+pathology%22%5BJournal%5D)">Paraffin wax embedded muscle is suitable for the diagnosis of muscular dystrophy.</a> Journal of clinical pathology. 54, 517-520 (2001).</li>
<li>Fox, C. H., Johnson, F. B., Whiting, J., Roller, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formaldehyde+fixation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Histochemistry+%26+Cytochemistry%22%5BJournal%5D)">Formaldehyde fixation.</a> Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 33, 845-853 (1985).</li>
<li>Maccarty, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Diagnostic+Reliability+of+Frozen+Sections%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+journal+of+pathology%22%5BJournal%5D)">The Diagnostic Reliability of Frozen Sections.</a> The American journal of pathology. 5, 377-380 (1929).</li>
<li>Shi, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+the+value+of+frozen+tissue+section+used+as+%27gold+standard%27+for+immunohistochemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Clin+Pathol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of the value of frozen tissue section used as 'gold standard' for immunohistochemistry.</a> Am J Clin Pathol. 129, 358-366 (2008).</li>
<li>Turan, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+frozen+sections+for+intraoperative+diagnosis+of+complex+atypical+endometrial+hyperplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+Pacific+journal+of+cancer+prevention+%3A+APJCP%22%5BJournal%5D)">Accuracy of frozen sections for intraoperative diagnosis of complex atypical endometrial hyperplasia.</a> Asian Pacific journal of cancer prevention : APJCP. 13, 1953-1956 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Histologie et immunohistochimie ont été utilisés comme outils essentiels à la compréhension de la manifestation et l&#39;évolution de la pathologie dans divers troubles neuromusculaires. Classiquement, les biopsies musculaires ont d&#39;abord été fixés dans du formol puis intégrés avec de la cire de paraffine. Le formaldéhyde fixation préserve l&#39;architecture des tissus et permet le stockage de tissus et de transport à température ambiante, il inactive également des enzymes et protéines reticulations nécessitant des ...

L&#39;examen de l&#39;histologie des muscles joue un rôle critique dans la compréhension des différents types de troubles neuromusculaires 4.1. Lorsqu&#39;il est combiné avec d&#39;autres techniques, il permet aux chercheurs d&#39;obtenir une meilleure idée de la manifestation et de la progression de la pathologie et peuvent aussi être essentiel pour évaluer l&#39;efficacité d&#39;une intervention thérapeutique 5-10. Toutefois, pour être précis, les tissus doivent être préservées de la manière appropriée afin de préserver immédiatement l&#39;état physiologique avant l&#39;excision. Cela exige un grand soin lors de l&#39;enlèvement, de la préservation, de sectionnement et coloration. Les tissus peuvent être préparés de deux façons différentes pour étude au microscope optique. La première méthode, fixés au formol (FFPE) paraffine sections, embarqué nécessite tissus à fixer dans les 10% de formaldéhyde tamponnée naturelle avant d&#39;être intégré avec la cire de paraffine 11,12. L&#39;étape de fixation permet de préserver la morphologie mieux, mais aussi des liens croisés pr endogèneoteins nécessitant ainsi des procédures de récupération d&#39;antigène complexe pour un marquage et d&#39;éliminer la possibilité de coloration enzymatique sur ces articles 12. Coupes congelées, d&#39;autre part, ne doivent pas être pré-fixe ou traitées; par conséquent, les protéines sont capables de retenir des conformations natives 13,14 biologiques. En outre, des coupes congelées permettent également un gain de temps, ce qui est parfois nécessaire, par exemple dans le diagnostic peropératoire de sarcomes et autres biopsies chirurgicales 15. Toutefois, si ne pas fait correctement, cette méthode est sujette à des dommages par congélation, qui apporte des modifications à l&#39;architecture musculaire rendant les sections impropres à l&#39;examen histologique. Ce document décrit la méthode la plus efficace pour préparer des biopsies musculaires afin de parvenir à coloration optimale pour examen approprié.

<table><tbody><tr><td>Cryostat</td><td>Leica CM 1850</td><td>Leica Microsystems Inc.</td><td>Buffalo Grove, IL 60089 États-Unis, téléphone bureau 1-800-248-0123 Alternative : Richard Allen Scientific</td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Nikon Eclipse 50i</td><td>Nikon Instruments Inc.</td><td>1300 Walt Whitman Road, Melville, N.Y. 11747-3064 États-Unis, Téléphone : 1-631-547-8500 Alternative : Olympus</td></tr><tr><td>Logiciel d’analyse d’images</td><td>Logiciel d’imagerie Nikon Logiciel d’imagerie Recherche fondamentale</td><td>Nikon Instruments Inc.</td><td>1300 Walt Whitman Road, Melville, N.Y. 11747-3064, États-Unis, Téléphone : 1-631-547-8500 Alternatives : Image J, Metamorph</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>14043-220-05</td><td>JD Medical Dist. Co., Inc.</td><td>1923 West Peoria Avenue, Phoenix, AZ 85029 États-Unis</td></tr><tr><td>OCT</td><td>4583</td><td>Sakura Inc.</td><td>Torrence, CA 90501 U.S.A. Source alternative : Leica Microsystem</td></tr><tr><td>Freeze It</td><td>23-022524</td><td>Thermofisher</td><td>790 Memorial Dr, Cambridge, MA, 02139 U.S.A. Source alternative : VWR</td></tr><tr><td>Scientific Moule en tissu jetable</td><td>22-363-554</td><td>Thermofisher</td><td>790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A. Source alternative : VWR Scientific</td></tr><tr><td>Colorfrost plus slides</td><td>9991001</td><td>Thermofisher</td><td>790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A. Source alternative : VWR Scientific</td></tr><tr><td>Acetone</td><td>650501-4L</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>3050 Spruce Street, St. Louis, MO 63103 U.S.A. Source alternative : VWR Scientific</td></tr><tr><td>Alcool éthylique</td><td>HC-1300-1GL</td><td>Thermofisher</td><td>790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A. Source alternative : VWR Scientific</td></tr><tr><td>2-methyl butane</td><td>M 32631-SL</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>3050 Spruce Street, St. Louis, MO 63103 U.S.A. Source alternative : VWR Scientific</td></tr><tr><td>Xylene</td><td>HC-7001GA</td><td>Thermofisher</td><td>790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A. Source alternative : VWR Scientific</td></tr><tr><td>Cytoseal 280</td><td>8311-4</td><td>Thermofisher</td><td>790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A. Source alternative : VWR Scientific</td></tr><tr><td>Hematoxylin Gill #3</td><td>CS402-1D</td><td>Thermofisher</td><td>790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A. Source alternative : VWR Scientific</td></tr><tr><td>Eosin</td><td>6766007</td><td>Thermofisher</td><td>790 Memorial Dr, Cambridge, MA 02139 U.S.A. Source alternative : VWR Scientific</td></tr></tbody></table>

À faire et à ne pas faire dans la préparation de muscle cryosections pour l&#39;analyse histologique

Do's and Don'ts in the Preparation of Muscle Cryosections for Histological Analysis

Examen histologique des biopsies musculaires a servi comme un outil indispensable dans la compréhension du développement et la progression de la pathologie des troubles neuromusculaires. Toutefois, afin de le faire, des soins appropriés doivent être prises lorsque l&#39;excision et la préservation de tissus pour obtenir une coloration optimale. Une méthode de préservation des tissus consiste à fixer les tissus en formaldéhyde, puis les incorporer à la cire de paraffine. Cette méthode préserve la morphologie bien et permet le stockage à long terme à température ambiante, mais est lourde et nécessite une manipulation de produits chimiques toxiques. En outre, des résultats formaldéhyde de fixation à l&#39;antigène reticulation, ce qui nécessite des protocoles d&#39;extraction d&#39;antigène efficace pour immunocoloration. Au contraire, le sectionnement congelé ne nécessite pas de fixation et conserve ainsi biologique antigène conformation. Cette méthode fournit également un avantage distinct à son tour rapide autour du temps, ce qui rend particulièrement utile dans les situations nécessitant une évaluation histologique rapide comme intraoperative biopsies chirurgicales. Ici, nous décrivons la méthode la plus efficace de préparer des biopsies musculaires pour la visualisation avec différents colorants histologiques et immunologiques.

La mise en place pour la récolte et la congélation des tissus peut être vu sur la figure 1. Tissus excisés doivent être stockés sur une gaze trempée dans du PBS afin d&#39;éviter le séchage (figure 1A). Lorsque les tissus sont sélectionnés pour être utilisé pour l&#39;analyse histologique, ils devraient être trempés dans de l&#39;OCT et disposés sur cryo moule dans le bon sens et que près de la longueur physiologique que possible pour assurer la morphologie précise (figure 1B).<...

Nous démontrons ici les méthodes les plus efficaces pour la congélation, l’intégration, la cryosection et la coloration des biopsies musculaires afin d’éviter la congélation des artefacts.

À faire et à ne pas faire dans la préparation de Muscle cryosections pour l&#39;analyse histologique

Histological evaluation of muscle biopsies has served as an indispensable tool in the understanding of the development and progression of pathology of ...

L'objectif général de cette procédure est d'éviter les écueils lors de la préparation de coupes congelées à partir de biopsies musculaires, tels que la formation d'artéfacts de congélation. Cela est réalisé en congélant d'abord rapidement le muscle dans du méthylbutane refroidi à l'azote liquide. Après que les biopsies musculaires aient atteint l'équilibre dans le cryostat, elles sont incluses dans un milieu de température optimale pour la coupe, à température ambiante, par petites étapes, avec une congélation rapide à l'aide d'un refroidissement par aérosol et d'une extraction de chaleur.Ensuite, des sections de sept micromètres sont découpées et transférées sur des lames en verre chargées positivement et tièdes. La dernière étape consiste à colorer les sections tissulaires selon les besoins afin d'évaluer l'histologie du tissu. En définitive, des biopsies musculaires correctement préparées permettent d'obtenir une histologie tissulaire bien préservée, sans artefacts de congélation.Ainsi, le principal avantage de cette technique par rapport aux autres méthodes existantes, comme la sectionnement de tissus inclus en paraffine, est qu'elle est très rapide et qu'elle n'altère ni la st

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Démonstration dans cette vidéo sont les techniques pour flash de congélation et de sectionnement des tissus cérébraux embryonnaires à partir de la souris. Conseils utiles pour l'utilisation du cryostat sont donnés, y compris les méthodes de dépannage qui peut être utilisé pendant la coupe pour s'assurer que les sections résultante tissus sont exempts de fissures et d'autres distorsions.

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Congélation instantanée de tissu musculaire pour sectionnement : un protocole pour obtenir des coupes ultrafines de tissu musculaire murin rapidement congelé

L’analyse des tissus musculaires squelettiques pour déterminer les propriétés structurelles, fonctionnelles et biochimiques est grandement facilitée par une préparation appropriée.  Ce protocole décrit les méthodes appropriées pour préparer le tissu musculaire squelettique à un large éventail d’études de phénotypage.

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Dans ce manuscrit, nous présentons une plateforme de cryohistologie semi-automatisée à haut débit pour produire des images composites alignées de plusieurs mesures de réponse à partir de plusieurs séries d’imagerie fluorescente sur des coupes congelées de tissus minéralisés.

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Ce manuscrit décrit un protocole détaillé pour induire régénération du muscle squelettique aiguë chez la souris adulte et manipulations ultérieures des muscles, comme la dissection, le gel, la coupe, coloration de routine, et myofibre analyse de surface en coupe transversale.

Induction de aiguë Skeletal Muscle Régénération par cardiotoxine Injection

cryo-sections consécutives sont recueillies pour permettre aux applications histologiques et l'enrichissement de l'ARN pour la mesure de l'expression des gènes en utilisant des régions adjacentes à partir d'un muscle squelettique de souris unique. ARN de haute qualité est obtenu à partir de 20 - 30 mg de cryosections et les mesures mises en commun sont comparés directement à travers des applications.

Cryosectioning de contigües Les régions d&#39;un muscle squelettique de souris unique pour l&#39;expression génique et analyses histologiques

Ce protocole décrit un procédé pour congeler les tissus musculaires en les plongeant directement dans l'azote liquide. Ce protocole met également en évidence une nouvelle cryovial qui permet d'éviter « l'effet de couverture » de l'azote gazeux lorsque les contacts de l'azote liquide de la surface tissulaire d'un échantillon.

Un multi-trous Cryovial Elimine congélation lorsque les artefacts sont les tissus musculaires directement Immergé dans l&#39;azote liquide

L'autophagie active est associée à la régénération musculaire productive, ce qui est essentiel pour l'activation des cellules souches musculaires (MuSC). Ici, nous fournissons un protocole pour la détection in situ de LC3, un marqueur autophagique dans les muSCs MyoD-positives de sections de tissu musculaire à partir de souris témoins et blessées.

Coloration immunofluorescente in situ de l&#39;autophagie dans les cellules souches musculaires

Décrit ici est un protocole pour l'immunoétiquetage direct des myofibres nécrotiques dans les cryosections de muscle. Les cellules nécrotiques sont perméables aux protéines sériques, y compris l'immunoglobuline G (IgG). Révéler l'apport d'IgG par les myofibres permet l'identification et la quantification des myofibres qui subissent une nécrose indépendamment de l'état musculaire.

Immunolabelling Myofiber Dégénérescence dans les biopsies musculaires

Ce protocole décrit les méthodes utilisées pour préparer les plis vocaux des rats pour l’étude neuromusculaire histochimique.

Préparation du pli vocal du rat pour les analyses neuromusculaires

De plus en plus de preuves indiquent qu’une infiltration excessive de lipides à l’intérieur du muscle squelettique entraîne une lipotoxicité et un diabète. Ici, nous présentons un protocole complet, y compris le traitement des tissus, la coloration avec Bodipy, l’acquisition d’images et l’analyse, pour quantifier la taille, la densité et la distribution subcellulaire des gouttelettes lipidiques d’une manière spécifique au type de fibre.

Analyse du type de fibre et de la teneur en gouttelettes lipidiques dans le muscle squelettique

Apprenez la préparation de cryosections musculaires pour l'analyse histologique en évitant les artéfacts de congélation. Cette méthode rapide préserve l'intégrité tissulaire et permet une évaluation précise de la biologie musculaire.

À faire et à ne pas faire dans la préparation de Muscle cryosections pour l'analyse histologique

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