Name: Rein murin Transplant Technique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Apprenez une technique modifiée d'anastomose artérielle pour la transplantation rénale chez la souris. Cette méthode utilise une manchette talon-pointe de l'aorte abdominale du donneur pour réduire significativement le risque de thrombose artérielle.

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Toutes les souris ont été achetés auprès de The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) et ont été logés dans des conditions exemptes d&#39;organismes pathogènes à l&#39;Université du Colorado à Denver, Facilité Barbara Davis Animal Center conformément aux directives du NIH et avec l&#39;approbation de l&#39;Université du Colorado à Denver IACUC. 1. donneur de rein récolte <ol><li> Stériliser tous les instruments, porter des gants stériles tout au long de la procédure et de maintenir un champ stérile. Effectuer toutes les interventions chirurgicales à l&#39;aide d&#39;un microscope opératoire. </li><li> Enlever chirurgicalement reins de donneurs de souris à partir de pentobarbital anesthésiés (60mg / kg ip) les bailleurs de fonds. Déterminer profondeur de l&#39;anesthésie par pincement pincée, et observer la fréquence respiratoire. </li><li> Clip de la fourrure puis immobiliser la souris en 4 voies restrictions. Préparer la peau avec de la povidone-iode et le drapé de la souris de façon stérile. </li><li> Faire une ligne médiane verticale 2 cm incision abdominale et entrer dans la cavité abdominale. Rentrer l&#39;intestin supérieurement et extériorisersur la poitrine. Gardez l&#39;intestin enveloppé dans de la gaze stérile humide tout au long de la procédure. </li><li> Identifier les grands vaisseaux de l&#39;abdomen et de les mobiliser, d&#39;identifier les branches lombaires et soit cautériser ou de les ligaturer avec 10/0 suture en nylon. </li><li> Immédiatement en aval des vaisseaux rénaux gauche taquiner le veine cave inférieure (VCI) et l&#39;aorte abdominale (AA) en dehors par dissection sur environ 2mm. Ligaturer avec 10/0 nylon et diviser petite artériel et veineux branches des vaisseaux rénaux. </li><li> Maintenant séparer la veine rénale de l&#39;artère rénale attentivement par dissection de ces structures. Cela permet la création d&#39;un timbre précis Carrel à l&#39;extrémité proximale de la veine rénale, qui sera utilisé pour former une anastomose termino-latérale aux destinataires IVC. </li><li> Identifier, ligaturer et de diviser les vaisseaux surrénales gauche. Ceci permet l&#39;accès à l&#39;aorte sus-rénale et une suture en soie 6-0 de est placé autour de l&#39;aorte en vue de la ligature, mais pas lié à ce moment. </li&gt; <li> Mobiliser les reins, les vaisseaux et de l&#39;uretère de la planche de bord environnante. Tourner le rein à la droite et ligaturer / diviser des branches postérieures. Puis retour du rein vers la gauche. </li><li> Maintenant diriger l&#39;attention vers l&#39;uretère. Sans perturber le hile rénal libérer l&#39;uretère de la planche de bord environnante en prenant soin de préserver les vaisseaux de l&#39;uretère. Diviser l&#39;uretère au niveau du canal déférent. Le rein est maintenant prêt pour la récupération. </li><li> Injecter lentement 300 unités d&#39;héparine dans le IVC distale héparinisation ainsi le donateur. Attacher le fil de suture en soie 6-0 de placée autour de la surrénale AA et perfuser le rein gauche via l&#39;aorte abdominale distale avec 0,8 ml de solution saline d&#39;héparine (100 U / ml). </li><li> Une fois la perfusion a cessé de créer un patch Carrel veineuse immédiatement pour éliminer refoulement dans le rein. Rétracter la veine rénale vers le rein révélant l&#39;AA et l&#39;artère rénale dessous. </li><li> Diviser l&#39;aorte adjacente à l&#39;artère rénale la création d&#39;un talon et àe brassard, comme montré dans la figure 1. Retirez les reins, les vaisseaux et de l&#39;uretère du donneur. </li><li> Retirer le rein directement à un destinataire pré-établi (0 min temps froid ischémie) ou stockées à 4 ° C dans une solution de choix pour un temps prédéterminé jusqu&#39;au moment de l&#39;implantation. Euthanasiés par les bailleurs de fonds et exsanguanation dislocation cervicale. Temps total de récupérer donneur de rein est d&#39;env. 15-20 min. </li></ol> 2. Rein Implant Technique <ol><li> Anesthésier la souris receveuse avec du pentobarbital (60 mg / kg de la dose initiale IP, dose supplémentaire / kg IP de 25mg si nécessaire). Déterminer profondeur de l&#39;anesthésie par pincement pincée, et observer la fréquence respiratoire. Coupé la fourrure puis immobiliser la souris en 4 voies contraintes et appliquer pommade ophtalmique pour les yeux. Préparer la peau avec de la povidone-iode et le drapé de la souris de façon stérile. </li><li> Faire une ligne médiane verticale 2 cm incision abdominale et entrer dans la cavité abdominale. Retrait de l&#39;intestinsupérieurement et extérioriser sur la poitrine. Gardez l&#39;intestin enveloppé dans de la gaze stérile humide tout au long de la procédure. </li><li> A ce moment effectuer une néphrectomie droite. Ligaturer l&#39;artère et la veine rénales avec 6-0 sutures de soie. Exciser le rein distale par rapport à la suture. Ligaturer l&#39;uretère avec soie 6-0 et ensuite diviser proximale du rein. </li><li> Isoler l&#39;aorte abdominale et veine cave inférieure (VCI) au-dessous des artères rénales. Placez 4-0 liens de coton autour de l&#39;aorte et IVC supérieure puis inférieure vers le site d&#39;anastomose. Identifier et ligaturer des vaisseaux lombaires dans le domaine de nylon 10-0 suture. </li><li> Nouer les liens de coton, d&#39;abord l&#39;inférieur, suivie par le supérieur. De cette manière, un peu de sang est retenu dans la prise de l&#39;aorte aortotomie plus facile. </li><li> Former le aortotomie avec une aiguille de 30G pour entrer dans la lumière de l&#39;aorte. Elargir l&#39;incision avec de fines micro ciseaux pour une longueur d&#39;environ 2mm. </li><li> Faire une fin anastomose de la coiffe aortique donateurs talon-orteill&#39;aorte bénéficiaire de la façon suivante. Placez un nylon 10-0 séjour de suture point dans l&#39;aorte des bailleurs de fonds et de l&#39;angle inférieur de l&#39;incision dans l&#39;aorte bénéficiaire et une cravate. </li><li> Placez un second nylon 10-0 opposée à la première dans l&#39;aorte des bailleurs de fonds et le coin supérieur de l&#39;incision dans l&#39;aorte abdominale et une cravate. Faire une ligne de suture allant de supérieure à inférieure dans la paroi latérale de l&#39;aorte et une cravate contre le séjour point précédemment placé. Puis suturer la paroi interne d&#39;une manière courante et une cravate. </li><li> Faire une fin anastomose de la veine rénale de donneur au receveur IVC de la façon suivante. Piquer la IVC avec une aiguille de 30G et d&#39;étendre l&#39;incision avec de beaux ciseaux micro. Attachez la veine rénale des bailleurs de fonds dans le coin inférieur de l&#39;incision dans l&#39;IVC, avec nylon 10-0. Faire une ligne de suture courant entre la veine rénale et la veine cave inférieure et une cravate. NOTE: Il est également extrêmement important que toute l&#39;épaisseur passe de l&#39;aiguille de suture compris le adventit vasculaireIA et l&#39;intima sont atteints. Éversion des bords garantit également qu&#39;il n&#39;y a intima à intima contact, ce qui contribue à l&#39;étanchéité et à la guérison des anastomoses. Alors un agent de coagulation hémostatique peut être utile pour réduire les fuites, nous recommandons que le chirurgien place reposent sur une bonne technique. </li><li> Veiller à ce que les anastomoses sont «propres». Autrement dit, que les parois opposées sont pas pris en plaçant des points de suture. Cela entraînera une constriction importante à l&#39;écoulement qui se traduira par un greffage en panne et dans des cas extrêmes, à la paralysie des membres postérieurs. NOTE: Un autre facteur extrêmement important est de veiller à ce que la tension des lignes de suture anastomotiques est également optimale. Trop lâche et il y aura une fuite irréversible, trop serré et sténose de circuler en résultera. Si artérielle sur le côté cela se traduira par une mauvaise perfusion de la greffe, si sur le côté veineux d&#39;un rein congestionné en résultera. </li><li> Relâchez le flux veineux distale 4-0 coton cravate rétablissement. Une fois l&#39;hémostase du veinonous anastomose a été observé progressivement desserrer la cravate 4-0 de coton proximale et observer l&#39;anastomose artérielle pour l&#39;hémostase. </li><li> Retirez les liens de coton de la souris une fois les deux anastomoses sont considérés comme sûrs. Pierce la vessie avec une aiguille 20 G création de deux trous. </li><li> Passer les conseils de pince courbe à travers les trous et tirez l&#39;uretère des bailleurs de fonds à travers la vessie avec la pince avec l&#39;extrémité proximale de l&#39;uretère étant ancrée à la paroi de la vessie avec deux fils de nylon 10-0. Coupez l&#39;excès de longueur de l&#39;uretère saillie de la deuxième trou permettant l&#39;uretère se rétracter dans la vessie et fermer le trou avec deux fils de nylon 10-0. </li><li> Retour de l&#39;intestin à l&#39;abdomen. Fermez la paroi abdominale en deux couches en utilisant 5-0 suture soie dans un mode en cours d&#39;exécution. </li><li> Administrer un bolus de 1,0 ml solution saline stérile normale chaud dans l&#39;abdomen comme la réanimation liquidienne à la clôture, et injecter 0,8 ml de solution saline sous-cutanée post-opératoire normal. Aucune autre supportive mesures sont nécessaires pendant la chirurgie. </li><li> Récupérer l&#39;animal sur une couverture chauffante. Temps implant totale est d&#39;env. 35 à 45 min. Administrer des analgésiques tels que la buprénorphine, 0,05 mg / kg, SC, 0,1-0,2 ml au début de la procédure et tous les 6-12 h pour 72 h post-op. </li></ol> 3. néphrectomie controlatérale <ol><li> Selon les exigences du protocole, plusieurs jours après la procédure d&#39;implantation, effectuent une néphrectomie controlatérale l&#39;isoflurane (5% de l&#39;isoflurane inhalation pour l&#39;induction, 1,5-2,0% pour la maintenance). </li><li> Entrez la cavité abdominale et se rétracter doucement l&#39;intestin à la droite de l&#39;animal. Exposer le rein gauche et de disséquer émoussée du fascia environnantes. </li><li> Ligaturer l&#39;artère rénale, la veine et de l&#39;uretère avec 6-0 sutures de soie puis exciser le rein au-dessus des points de suture et enlever le rein. Le temps opératoire total est d&#39;env. 10 min. </li></ol> 4. Évaluation Graft <ol><li> Mesure sérum creatineuf en utilisant le procédé au picrate alcalin (réaction de Jaffe). </li></ol>

<ol><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li>
<li>Kalina, S. L., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microsurgical+technique+for+renal+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Aust+N+Z+J+Surg%22%5BJournal%5D)">A microsurgical technique for renal transplantation in mice.</a> Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).</li>
<li>Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+technique+for+kidney+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Modified technique for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).</li>
<li>Ge, F., Gong, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+for+successfully+establishing+a+kidney+transplant+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model.</a> Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).</li>
<li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Learning+curve%2C+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li>
<li>Zhang, Z. Kidney Transplantation in Mice. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZhang%2C+Z+%22Experimental+Organ+Transplantation%22">Experimental Organ Transplantation</a>. Chen, H., Qian, S. , Nova Science Publishers. 45-64 (2013).</li>
<li>Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodynamic+study+of+different+angled+end-to-side+anastomoses%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses.</a> Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).</li>
<li>Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+mechanisms+of+thrombosis+in+intact+bent+microvessels+of+rat+mesentery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery.</a> J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).</li>
<li>Chesnutt, J. K., Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tortuosity+triggers+platelet+activation+and+thrombus+formation+in+microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech+Eng%22%5BJournal%5D)">Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels.</a> J Biomech Eng. 133 (12), 121004(2011).</li>
<li>Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+vessel+buckling+within+soft+surrounding+tissue+generates+tortuosity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity.</a> J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).</li>
<li>Gutierrez-Diaz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraluminal+thrombus+and+neointimal+hyperplasia+after+microvascular+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery.</a> Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).</li>
<li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels%3A+fibrin+versus+platelets%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li>
<li>Johnson, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+platelet+deposition+at+the+human+microvascular+anastomosis%3A+effect+on+downstream+platelet+deposition+to+intact+and+injured+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels.</a> Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La maîtrise de cette technique de greffe est difficile, mais une fois accomplie, il est un outil de recherche très puissant. Le patient chirurgien / chercheur sera récompensé par une attention aux détails et la cohérence de la technique, qui est la clé de la maîtrise de toute intervention chirurgicale, plus encore dans de petits modèles animaux. Les difficultés techniques de maîtrise de la greffe de rein de souris sont nombreux plis, et il est hautement probable que l&#39;expérience dans d&#39;autres petits modèles anim...

Depuis 1973, le modèle de greffe de rein chez la souris a été un précieux outil de recherche, mais des problèmes techniques ont entravé son utilisation généralisée. Au cours des années, plusieurs articles ont été publiés en détail les améliorations / améliorations apportées à cette procédure. Comme un modèle de transplantation d&#39;organes solides principalement vascularisé cette procédure est probablement le deuxième seulement pour le modèle de transplantation cardiaque hétérotopique qui a également été conçu par le laboratoire Russell en 1973 6. Les deux modèles se prêtent à la recherche sur les réponses de rejet allogénique, le développement de la fonction du greffon retardée et les lésions d&#39;ischémie reperfusion. Une des questions les plus courantes à être rapportés avec la transplantation rénale est l&#39;incidence relativement élevée de thrombose artérielle 4,5,7 que nous avons également vécu dans notre laboratoire. Nous mettons donc à effectuer une revue de la littérature de la formation de thrombus et peut-être trouver la cause de ce problème technique et d&#39;élaborer aussi unsolution possible. La cause la plus probable de la thrombose est le chemin tortueux peu le sang prend de l&#39;aorte bénéficiaire, dans l&#39;aorte rénale des bailleurs de fonds lors de l&#39;artère rénale des bailleurs de fonds. Cette voie provoque une turbulence dans l&#39;artère rénale qui peut conduire à l&#39;activation des plaquettes et la formation de thrombus. Basé sur les observations récentes et une recherche de la littérature pertinente 8-14 nous sommes arrivés avec une nouvelle technique qui a réduit la thrombose de 0%. La technique décrite ici varie de techniques précédemment rapportées dans la formation d&#39;une artère talon-orteil qui brassard installations améliorées circulation sanguine et réduit considérablement la formation de thrombus. La manchette est formée en divisant l&#39;aorte sous-rénale sur la face de l&#39;ostium des artères rénales à un angle inférieur à 45 ° à l&#39;axe longitudinal de l&#39;aorte (figure 1A et 1B). Cela se traduit par une manchette d&#39;environ 2 mm de longueur. Un patch Carrel veineuse est formé par sectionnant la rénal la veine IVC en augmentant ainsi le diamètre du brassard. Le donneur aorte abdominale talon-orteil brassard sous-rénale est de bout en côté anastomosée au destinataire aorte abdominale et la veine rénale des bailleurs de fonds / patch IVC est de bout en côté anastomosée au destinataire abdominale veine cave inférieure (VCI) . L&#39;uretère est ensuite introduit dans et ancrée à la vessie telle que décrite par Han et al trois. Pour cette étude des greffes non traités avec des temps d&#39;ischémie chaude seulement (ie., Aucune ischémie froide) sont comparées. Dans ce cas ischémie chaude se réfère au moment de la cessation du flux sanguin dans le rein d&#39;un donneur (étape 1.11 ci-dessous) et la reperfusion du greffon chez le receveur (étape 2.11 ci-dessous). Ischémie froide se réfère au temps que le rein perfusé est pas et est conservé en chambre froide jusqu&#39;à ce que le début de la procédure d&#39;implantation.

<table><tbody><tr><td>Instrument</td><td>Roboz #</td><td>Fine Science Tools #</td><td>Arosurgical #</td></tr><tr><td>Pince de micro-dissection droite #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Pince de micro-dissection courbe #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Pince dentelée courbée</td><td>RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de micro-dissection Vannas, court</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>Ciseaux de micro-dissection, droits, tranchants, longs</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td></td><td></td> à micro-ressort <td>11.549.15</td></tr><tr>Pince <td></td><td>à moustiques droite</td><td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de micro-dissection, droits, émoussés</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de micro-dissection, courbés, émoussés</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-écarteur</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plateau d’instruments, 10" x 6 &frac12 ; &rdquo; x &frac34 ; "</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Suture en soie, 5/0, bobine de 22,5 m</td><td>18020-50</td><td></td>Suture 10/0 nylon T4A10Q07 5/0 soie E19A05N Gants Drapés Biogel de Medex Supply Precept, #64-9012-9 Seringues <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>Applicateurs</td><td></td>en coton</tr><tr><td>B-D 1cc insuline, #329424</td><td></td><td>Fisher-brand, #23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Écouvillons à la povidone et à</td><td></td><td></td><td></td>l’iode</tr><tr><td>PDI, #B40600</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4/0 Attaches</td><td></td><td></td><td></td>en coton</tr><tr><td>Coton domestique autoclavé avec instruments</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

rein murin transplant technique

Murine Kidney Transplant Technique

La première technique de greffe de rein chez la souris a été publiée en 19731 par le laboratoire Russell. Bien qu’il ait fallu quelques années pour que d’autres laboratoires maîtrisent et utilisent cette technique, elle est maintenant largement utilisée par de nombreux laboratoires à travers le monde. Un perfectionnement significatif de la technique originale utilisant l’aorte du donneur pour former l’anastomose artérielle au lieu de l’artère rénale a été mis au point et rapporté en 1993 par Kalina et Mottram 2, avec un progrès supplémentaire provenant du même laboratoire en 1999 3. Bien que l’on puisse devenir compétent dans ce modèle, une recherche dans la littérature révèle que de nombreux laboratoires connaissent encore une forte proportion de perte de greffe due à une thrombose artérielle. Nous décrivons ici une technique qui a été conçue dans notre laboratoire et qui réduit considérablement le thrombus artériel signalé par d’autres 4,5. Ceci est réalisé en formant un talon et un orteil de l’aorte infrarénale du donneur qui facilite une anastomose plus grande et un flux sanguin plus droit dans le rein.

Cette technique chirurgicale permet pour des études de survie / de rejet de greffe, simples ou protocoles expérimentaux assez complexes. Dans les figures ci-dessous, nous démontrons les avantages de l&#39;utilisation de cette technique améliorée d&#39;anastomose artérielle. En utilisant cette technique, nous avons considérablement réduit l&#39;incidence de la thrombose artérielle de 35% à 0% augmentant ainsi la productivité. Nous avons utilisé cette technique pour plus d&#39;un an avec le même résultat de thrombose de 0...

L’objectif de ce manuscrit est de décrire les étapes nécessaires à la réalisation d’une greffe de rein chez une souris, en accordant une attention particulière aux détails de l’anastomose artérielle.

Rein murin Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

L'objectif général de cette procédure est de démontrer une technique modifiée d'anastomose artérielle pour les greffes rénales chez la souris. Cela est réalisé en commençant par disséquer soigneusement les vaisseaux concernés chez le donneur. La deuxième étape consiste à créer une manchette en talon et en pointe de l'aorte abdominale du donneur adjacente à l'artère rénale.Ensuite, ce manchon talon-orteil est utilisé pour former l'anastomose artérielle chez le receveur. En fin de compte, cette technique devrait entraîner très peu de cas de thrombose artérielle. Cette vidéo vous montrera comment créer un manchon artériel talon-orteil afin de faciliter les transplantations rénales dans la bouche.Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes résistantes est que le trajet du flux sanguin depuis l'aorte du receveur vers l'artère rénale du donneur est rectifié, ce qui réduit l'activation des plaquettes et la formation de thrombose. En utilisant une technique stérile sous microscope opératoire, prélevez le rein du donneur de manière appropriée. La durée du prélèvement sera de 15 à 20 minutes. Retirez le pelage, puis immobilisez l'animal.Préparez le site chirurgical en lavant la peau avec de l'iodure de povidone, draper la souris et commencer la chirurgie par une incision abdominale médiane de deux centimètres. Rétractez l'intestin vers la poitrine et enveloppez-le dans un pansement humide. Maintenez le pansement humide tout au long de la procédure.Maintenant, repérez les gros vaisseaux abdominaux et mobilisez-les. Toutes les branches lombaires doivent être soit cautérisées, soit ligaturées à l’aide d’un fil de nylon 10/0. Ensuite, disséquez par méthode émoussée un segment de deux millimètres de la veine cave inférieure et de l’aorte, en position distale par rapport aux vaisseaux rénaux gauches.Ensuite, ligaturez et sectionnez toutes les petites branches artérielles et veineuses qui s'attachent au vaisseau rénal. Poursuivez la dissection émoussée afin de séparer la veine rénale de l'artère rénale, permettant ainsi ultérieurement la création d'un lambeau de Carroll à l'extrémité proximale de la veine rénale ; ce lambeau sera utilisé pour la formation de l'anastomose veineuse. Ensuite, ligaturez et sectionnez les vaisseaux surrénaliens gauches afin d'accéder à l'aorte sus-rénale.Une fois accédé, former une boucle avec du fil de soie 6-0. Placer une suture autour de l'aorte sus-rénale en vue d'une utilisation ultérieure. Mobiliser maintenant les vaisseaux rénaux et l'uretère à partir du fascia environnant.Faites pivoter le rein vers la droite sur la face postérieure, ligaturez et sectionnez toutes les branches vasculaires en vous concentrant sur l'uretère. Libérez soigneusement l'uretère de la fascia environnante. Ne pas perturber le hile rénal et préserver les vaisseaux érectiles.Ensuite, sectionner l'uretère au niveau du ductus deferens. Le rein peut maintenant être récupéré. Premièrement, injecter lentement 300 unités d'héparine dans la VCI distale afin d'hépariniser le donneur.Deuxièmement, fixez la suture zéro à six reprises autour de l'aa sus-rénale. Ensuite, perfusez le rein gauche à partir de l'aorte abdominale en injectant 0,8 millilitre de solution saline héparinée à 100 unités par millilitre. Après la perfusion, créez immédiatement le patch veineux en carrel, évitant ainsi tout reflux vers le rein.Ramener la veine rénale vers le rein pour faire apparaître l'aorte abdominale et l'artère rénale. Sectionner maintenant l'aorte adjacente à l'artère rénale. Réaliser un talon et un manchon.Ensuite, si une durée de zéro minute d'ischémie froide est requise, transférez le rein récupéré dans un receveur préparé. Sinon, transférez les organes dans une chambre de stockage à quatre degrés Celsius, puis euthanasiez les donneurs comme indiqué dans le protocole écrit. Cette procédure prendra de 35 à 45 minutes, comme réalisé pour l'anesthésie du donneur.Le receveur complète également la dose initiale au besoin. Appliquez une crème ophtalmique sur le receveur. Ensuite, administrez à l'animal une injection de buprénorphine et poursuivez son administration après l'intervention. Après avoir réalisé l'incision initiale et déplacé l'intestin comme chez le donneur, procédez à une néphrectomie droite, liguez l'artère et la veine rénales avec un fil 6/0, puis sectionnez l'uretère en amont du rein à l'aide d'un fil 6/0.Ensuite, exciser le rein en aval de la suture vasculaire. Maintenant, en dessous des vaisseaux rénaux, isoler l'AA et la VCI, puis au-dessus du site d'anastomose. Placer un ligature en coton zéro-quatre autour de l'aorte et de la VCI, et faire de même en dessous du site.Tous les vaisseaux lombaires présents dans la région doivent être soit cautérisés, soit ligaturés avec un fil de nylon 10-0, en effectuant d'abord un nœud serré sur le fil inférieur, puis un nœud serré sur le fil supérieur. Ceci permettra de conserver un certain volume sanguin dans l'aorte, facilitant ainsi l'autotomie de l'AOR. Réaliser l'autotomie à l’aide d’une aiguille de calibre 30, puis étendre l’incision sur environ deux millimètres à l’aide de fines microciseaux.L'étape suivante consiste à réaliser une anastomose de bout à bout entre les manchons du talon et de l'extrémité distale de l'aorte du donneur et l'aorte du receveur. Commencez par placer un point de fixation dans le talon de l'aorte du donneur à l'aide d'un fil 10/0. Passez ensuite par l'extrémité inférieure de l'incision pratiquée dans l'aorte du receveur et faites un nœud.Deuxièmement, placez un point de suture 10-0 à l'extrémité supérieure de l'incision aortique, puis prolongez-le jusqu'au bout du manchon du donneur et faites un nœud. Troisièmement, en partant de l'extrémité supérieure, effectuez un point de suture continu sur la paroi latérale de l'aorte et faites un nœud contre le point de fixation inférieur précédemment mis en place. Ensuite, retournez le rein et poursuivez avec un point de suture continu le long de la paroi médiale, puis faites un nœud contre le point de fixation supérieur.Terminer l’anastomose veineuse en perforant la VCI à l’aide de l’aiguille, puis étendre l’incision avec des ciseaux microchirurgicaux fins. À l’aide d’un fil de nylon 10-0, fixer la veine rénale du donneur à l’angle inférieur de la VCI. Placer un autre point de suture en nylon 10-0 à l’extrémité supérieure de la VCI et de la veine du donneur, puis réaliser une suture continue le long des deux bords.Comme pour l'anastomose artérielle, l'éversion des bords tissulaires favorise l'étanchéité et la cicatrisation. Vérifiez maintenant votre travail. Les parois opposées ne doivent pas être prises par les points de suture, sinon le débit sanguin serait trop restreint.Un autre facteur extrêmement important assure que la tension de la ligne de suture anastomotique soit optimale : trop lâche, et il y aura une fuite irréversible ; trop serrée, et il y aura une sténose du flux. Si cela se produit du côté artériel, cela entraînera une mauvaise perfusion de la greffe. Si cela se produit du côté veineux, cela entraînera un rein congestionné.Une fois les anastomoses terminées, relâchez le lien en coton distal afin d'établir le flux veineux. Ensuite, desserrez progressivement le lien proximal et effectuez un lavage pour assurer l'hémostase au niveau de l'anastomose artérielle. Lorsque les deux anastomoses sont confirmées comme étant étanches, percez la vessie du receveur à l'aide d'une aiguille de calibre 20 en faisant deux trous, faites passer une pince à travers les trous et tirez l'uretère du donneur à l'intérieur de la vessie.Ensuite, ancrer l'extrémité proximale de l'uretère à la paroi de la vessie à l'aide de 2 points de suture 10-0. Couper l'excès de longueur de l'uretère en saillie afin qu'il se rétracte à l'intérieur de la vessie. Puis fermer l'autre orifice de la vessie avec une suture 10-0.Terminer la chirurgie en remettant l'intestin en place, en refermant l'abdomen en deux plans avec une suture continue en soie 5-0 et en injectant un microlitre de sérum physiologique dans l'abdomen avant la fermeture. Après la fermeture de l'abdomen, administrer un autre 0,8 millilitre de sérum physiologique par voie sous-cutanée et récupérer l'animal sur une couverture chauffante. Au cours d'une année de collecte de données, cette technique a réduit de manière significative l'incidence de la thrombose artérielle, passant de 35 % à 0 %, et ce taux de 0 % de thrombose a été maintenu depuis. Une immunohistochimie a été réalisée sur un rein non transplanté et sur un rein transplanté. À l'aide de la technique décrite, une coloration à l'acide périodique de Schiff a révélé des cellules tubulaires proximales normales dans le rein témoin et dans le rein donneur.Les cellules sont cuboïdales, avec un cytoplasme clair et un noyau rond clair situé au centre de la cellule pour les deux flèches. Indiquez les signes d'une lésion modérée de la bordure en brosse, mais la majorité des cellules bordantes sont régulières et bien préservées. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment réaliser une anastomose artérielle en coupe au talon et aux orteils, ce qui entraînera une réduction des cas de thrombose et des greffes rénales plus réussies.

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