Name: Génération de locaux Oscillations CA1 de γ par Tetanic Stimulation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-08-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 2 s
Description: Apprenez à préparer des tranches cérébrales pour enregistrer les oscillations gamma dans la région CA1 de l'hippocampe. Cette méthode électrophysiologique permet d'évaluer l'impact des médicaments sur l'excitabilité neuronale et de comprendre les mécanismes des maladies neurologiques.

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Soutenu par l’APA à RJH, le programme NHMRC accorde 400121 à SP et la bourse NMHRC 1005050 à SP. CAR remercie l’ARC (FT0990628) et le programme de bourses DOWD pour leur soutien. Le Florey Institute of Neuroscience and Mental Health est soutenu par des fonds d’infrastructure du gouvernement de l’État de Victoria.

Toutes les expériences sur des souris ont été approuvés par le comité d&#39;éthique animale Florey Institute. 1. Configuration pour coupe tranches de cerveau <ol><li> Préparer une solution de découpe composé de (mM) 125 Choline-Cl, 2,5 KCl, 0,4 CaCl2, 6 MgCl2, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO 3, 20 D-glucose saturé avec du gaz carbogène (95% O 2 -5 % de CO 2) et un liquide céphalo-rachidien artificiel (solution aCSF) d&#39;enregistrement constituée de (mM) 125 NaCl, 2,5 KCl, 2 CaCl 2, 2 de MgCl2, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO 3, 10 le D-glucose, saturé avec carbogène. Placer la solution de coupe sur la glace pour le garder froid. </li><li> Congeler environ 400 ml de la solution de découpe et mélanger avec 100 ml de solution de découpe non gelée pour créer une bouillie de glace. Bubble avec du carbogène (95% O 2 -5% CO 2) à un débit d&#39;environ 0,5 l / min, par la petite cAliber tube ou en verre fritté pour produire un flux constant mais doux de bulles. </li><li> Préparer un bécher de 250 ml avec un insert en nylon à mailles en relief sur lequel les tranches de cerveau seront placés. Remplir avec aCSF pour couvrir la maille d&#39;environ 2 cm et bulle avec carbogène, veiller à ce que les bulles ne perturbent pas directement la zone de la tranche de maintien. Il est également important qu&#39;il n&#39;y ait pas de bulles d&#39;air dans le filet de nylon, donc si tout sont présents les supprimer. Ce sera la chambre de retenue et est conservé à température ambiante (20-25 ° C). </li><li> Disposition des instruments de dissection, y compris une grande paire de ciseaux, une petite paire de ciseaux, petits et grands micro spatules, et les grandes et les petites paires de pinces et chill sur la glace. Placez le bloc de tissu coupe-vibratome sur la glace sur un carré de papier d&#39;aluminium. Obtenir deux morceaux de 6 cm de papier filtre, une seule lame de rasoir bord, et un bécher de 25 ml remplie de la solution de bouillie de coupe aussi bien. </li><li> Remplissez un deuxième récipient avec de la glace, et de jeter un morceau de bouillie de tissuser sur la glace et placer une boîte de culture de 12 cm sur le dessus. Remplissez la boîte de culture avec le découpage solution coulis de glace et bulle avec carbogène. Ceci est le conteneur dans lequel la dissection du cerveau avec être effectuée. </li><li> Préparer le vibratome. Retirer une double lame de rasoir tranchant frais (utiliser une nouvelle lame à chaque fois) de son emballage et l&#39;asperger d&#39;éthanol à 80% d&#39;eau déminéralisée puis. Coupez un 3 ml en plastique pipette de transfert au moment où il commence à diminuer. Ceci sera utilisé pour transférer des tranches de cerveau. Bend une aiguille 27 G à la base d&#39;environ 45 ° et l&#39;attacher à une seringue de 1 ml. Il sera utilisé pour manipuler les tranches pendant la coupe. </li></ol> 2. Couper les tranches du cerveau <ol><li> Anesthésier une souris (P16 - P18) avec 2% d&#39;isoflurane ou une méthode approuvée localement. Après induction, décapiter l&#39;animal avec une grande paire de ciseaux et déposer la tête dans la boîte de culture de 12 cm qui contient à bulles solution de découpe suspension. La suspension doit immerger totalement la tête pourrefroidissement rapide. </li><li> Tenez le devant de la tête avec une main éplucher la peau et du tissu conjonctif de l&#39;avant vers le nez. En utilisant les petits ciseaux couper le tissu conjonctif de révéler le crâne sous-jacent. Ensuite, retirer les muscles du dessus face dorsale du crâne et du cou. </li><li> Retirer le cerveau du crâne en protégeant d&#39;abord l&#39;avant du crâne avec les grandes pinces, puis faire deux coupes latérales à travers l&#39;os de chaque côté du trou occipital en utilisant les petits ciseaux (Figure 1, coupes marquées A1 et A2). <ol><li> Faire une autre coupe entre les yeux (juste antérieure du bregma) (Figure 1, coupe marqué B), puis découpez soigneusement le long de la suture sagittale avant et refléter les sections du crâne de coupe pour révéler le cerveau (Figure 1, coupe C marqué). </li><li> Utilisez la petite spatule pour évider le cerveau et le lieu sur une boîte de culture. Soyez conscient du cranial nerfs sur la face inférieure du cerveau qui devront être coupés, ce qui peut être fait en utilisant le micro spatule de plus petite taille. Utilisation de la spatule grandes transférer le cerveau pour le 25 ml bécher rempli avec la suspension de solution de découpe. </li></ol></li><li> Préparation de l&#39;hémisphère du cerveau pour le tranchage. <ol><li> Placer un morceau de papier filtre de 6 cm dans le fond d&#39;un plat de culture frais puis de remplir avec des produits frais bouillie de solution de découpe et de la bulle. Utilisez la plus grande spatule pour positionner le cerveau, face ventrale vers le bas, sur le papier filtre. Prenez une nouvelle lame de rasoir et nettoyé de bord unique et couper le cerveau pour éliminer le cervelet, puis faire une coupe le long de la ligne médiane pour séparer le cerveau en deux hémisphères. </li></ol></li><li> Préparation du bloc de tissu vibratome. <ol><li> Prenez le bloc de tissu vibratome réfrigérés, sécher la surface, et déposer une goutte de colle cyanoacrylate dans le milieu et répartir uniformément à la taille approximative du cerveau. Utilisez la petite spatule pour manipuler l&#39;un deshémisphères cérébraux sur la grande spatule micro de sorte que le côté médial du cerveau est en panne. </li><li> Appuyez sur le bord de la spatule à l&#39;interface entre le cerveau sur le deuxième morceau de papier filtre pour retirer autant de solution que possible. Faites glisser le cerveau hors de la spatule plus importantes en utilisant la plus petite spatule pour le guider sur la colle. </li><li> Fixez le bloc de coupe dans la chambre de vibratome et remplir la chambre avec une solution de coupe boue et de la bulle, en assurant le cerveau est complètement immergé. Tourner le bloc de coupe de sorte que la face ventrale du cerveau est confronté à la lame. </li></ol></li><li> Trancher le cerveau. Remarque: Chaque vibratome est unique afin de suivre les instructions du fabricant. <ol><li> Réglez l&#39;épaisseur de coupe à 450 um, et de veiller à la lame vibre comme il se déplace à travers le cerveau à une vitesse d&#39;environ 0,3 mm / s. Couper entièrement par le cerveau de la face ventrale de la surface corticale, ce qui produira cérébrales sagittales entiers qui peuvent be utilisé pour les enregistrements électrophysiologiques. Tranches seront produites dehors en dedans et typiquement 3 - 4 tranches peuvent être coupés de chaque hémisphère. </li><li> Si la base de la tranche ascenseurs utiliser la pente 27 G aiguille légère pression vers le bas de la tranche. Comme chaque tranche est coupée, utiliser la pipette de transfert pour le déplacer sur la plate-forme dans la chambre de retenue où ils sont viables pour jusqu&#39;à 8 heures. </li></ol></li></ol> 3. extracellulaires électrophysiologie Recordings <ol><li> Montage de la tranche dans la chambre d&#39;enregistrement. <ol><li> Utilisation de la pipette de transfert, placer une tranche de cerveau dans une chambre d&#39;enregistrement submergée perfusé avec aCSF circulant à 1 - 2 ml / min et chauffé à 32 ° C. Le aCSF utilisé pour des enregistrements diffère de celle dans la chambre de retenue lorsque la concentration de Mg2 + est augmentée de 2 mM à 4 mM. </li><li> Fixez la tranche avec un &quot;harpe&quot; (en acier inoxydable semi-circulaire avec des brins de nylon tendus à travers à 2 - espacement de 3 mm). Endroitla harpe de sorte que les brins sont parallèles à CA1. Augmenter la vitesse de la perfusion de 8 à 10 ml / min à 32 ° C. </li></ol></li><li> Sous un microscope de dissection lieu d&#39;une électrode de stimulation et une électrode d&#39;enregistrement (électrode de verre rempli avec la solution d&#39;enregistrement ACSF) sur la surface du stratum radiatum de CA1 (figure 2A). Placez la première électrode de stimulation puis placer l&#39;électrode d&#39;enregistrement. </li><li> Stimuler l&#39;Schaffer collatéraux avec un 120 - 150 uA amplitude et 0,1 impulsion de test de msec et d&#39;observer le champ de post synaptique excitateur forme d&#39;onde de potentiel (fEPSP) résultant de déterminer la santé de tranche (figure 2B). Peuvent avoir besoin d&#39;être déplacé dans la tranche d&#39;environ 50 Les électrodes de stimulation et d&#39;enregistrement - 100 um de la surface de la tranche d&#39;obtenir l&#39;enregistrement d&#39;un fEPSP avec une petite volée de fibres et de grande amplitude. La garantie Schaffer évoqué fEPSPs sont stéréotypées et fournissent un bon indicateur de la santé de la tranche. Healthy tranches montrent typiquement une volée de fibres de fEPSP rapport d&#39;amplitude inférieure à 0,3. </li><li> Repositionnement des électrodes. <ol><li> En utilisant un microscope de dissection, de déplacer l&#39;électrode de stimulation au coeur des stratum oriens et déplacer l&#39;électrode d&#39;enregistrement à la couche de cellules pyramidales étant proche de l&#39;électrode d&#39;enregistrement possible comme le montre la figure 3A. Peuvent avoir besoin d&#39;être poussé dans la tranche d&#39;environ 50 Les électrodes de stimulation et d&#39;enregistrement - 100 pm de sorte que la réponse en amplitude à la fEPSP 120 - impulsion de test de 150 uA est d&#39;environ 1 mV. </li></ol></li><li> Génération d&#39;oscillations γ. <ol><li> Pour générer des oscillations γ stimulent le tissu avec un train de 20 x 0,1 ms impulsions livrées à 200 Hz. Cette stimulation tétanique peut donner des réponses reproductibles lors de la livraison toutes les 5 min. </li></ol></li><li> Utilisez les paramètres d&#39;enregistrement suivants. <ol><li> Echelle le gain du signal de sortie pour correspondre à la plage de tension d&#39;entrée dele convertisseur analogique-numérique. Assurez-vous que l&#39;excursion maximale attendue de signal utilise un minimum de 30% de la plage de tension d&#39;entrée. Soyez prudent lors de la mise à gains élevés que les signaux pourraient couper. La bande passante typique nécessaire pour les enregistrements sur le terrain est de 500 Hz avec couplage AC à 0,1 Hz pour éliminer la dérive de base. </li><li> Numérisez au moins 4 - 5 fois plus rapide que la fréquence de coupure du filtre passe-bas pour éviter le signal aliasing. </li></ol></li><li> L&#39;analyse des données. <ol><li> Données de filtre passe-haut à 5 Hz pour éliminer toutes les équipes de base. Identifier des pointes à l&#39;aide d&#39;un seuil dérivé, avec une distance minimale de l&#39;événement de 10 ms, un temps d&#39;événement caractéristique à pic et l&#39;intervalle de régression de 7 ms, un seuil de ~ 100 mV / msec, et une vallée de séparation de 100%. Calculer latence comme le temps nécessaire pour que le premier pic identifié de se produire après la fin de l&#39;artefact de stimulation. Cette analyse permet la caractérisation du nombre de pointes, latence, intervalle inter-événement et de la durée calculée commesuit: </li><li> Calculer le nombre de pointes que le nombre total de pointes par oscillation pour chaque balayage est déterminé. </li><li> Calculer le temps de latence d&#39;oscillation. Pour chaque oscillation, soustraire le temps du premier pic identifié à partir de la fin de l&#39;artefact de stimulation. </li><li> Calculer l&#39;intervalle inter-événement moyenne (ISI). Déterminer la période de temps entre de multiples pics détectés et moyenne. </li><li> Calculer la durée d&#39;oscillation. Mesurer le temps entre le premier et le dernier pic détecté au sein de chaque oscillation. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Les auteurs ont rien à révéler.

Une méthode robuste pour générer CA1 oscillations γ dans des tranches de cerveau aiguë est décrite. Les oscillations générées proviennent d&#39;un circuit local permettant une meilleure occasion pour le contrôle et la compréhension de la base neurophysiologique des oscillations du réseau 12. Récepteurs AMPA, récepteurs GABA A, I h et T de type Ca 2+ canaux sont tous tenus pour oscillations γ dans ce modèle. Alors que les oscillations CA1 locales décrites ici peuvent être génér...

oscillations du réseau de réflexion se produisent à l&#39;intérieur de bandes de fréquences distinctes qui sont en corrélation à états comportementaux. Chez les rongeurs, les oscillations θ hippocampe (5 - 10 Hz) sont observées durant les comportements exploratoires 1,2, tandis que les oscillations γ (20 - 80 Hz) associé avec divers processus cognitifs, y compris la perception et de l&#39;attention 3,4. L&#39;activité du réseau synchrone de γ est également impliqué dans la pathologie de maladies telles que l&#39;épilepsie et la schizophrénie 5,6. Par exemple, les oscillations γ sont pensés pour correspondre à des zones de foyers épileptiques 5,7,8 cortical et pourraient être utilisés comme marqueurs de résistance ou pharmacosensitivity, deux aspects importants de recherche dans la recherche sur l&#39;épilepsie 9. La tranche de cerveau hippocampique est un modèle qui a été largement utilisé pour étudier l&#39;activité du réseau 10-12. Divers protocoles ont été développés pour produire des oscillations γ dans des tranches de cerveau qui typiquement involve modulation pharmacologique tels que la faible Mg 2+, 4-aminopyridine (4AP), bicuculline, et de l&#39;acide kaïnique 12-17. Les lacunes des oscillations pharmacologiquement déclenchées sont qu&#39;ils se produisent au hasard après l&#39;application de la drogue et ne sont pas générés de manière fiable ou stable dans le temps. Γ oscillations déclenchées électriquement surmonter un grand nombre de ces problèmes et ont également l&#39;avantage d&#39;être temporairement verrouillée à l&#39;événement stimulant permettant l&#39;enregistrement et l&#39;analyse épisodique. Voici un protocole est décrit pour produire des oscillations CA1 de γ en offrant une stimulation tétanique aux oriens strate dans la tranche de l&#39;hippocampe.

<table><tbody><tr><td>Chlorure de 4-(N-éthyl-N-phénylamino)-1,2-diméthyl-6-(méthylamino)pyrimidinium (ZD7288)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z3777</td><td></td></tr><tr><td>Biuculline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>14340</td><td></td></tr><tr><td>6-cyano-7-nitroquinoxa-line-2,3-dione (CNQX)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C127</td><td></td></tr><tr><td>Nickel</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>266965</td><td></td></tr><tr><td>Carbamazépine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C4024</td><td></td></tr><tr><td>(2R)-amino-5-phosphonopentano-ate (APV)</td><td>Tocris Bioscience</td><td>0105</td><td></td></tr><tr><td>Retigabine</td><td>ChemPacific</td><td>150812-12-7</td><td></td></tr><tr><td>Choline-Cl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1879-5KG</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333-500G</td><td></td></tr><tr><td>NaH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9638-250G</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6297-250G</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653-5KG</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270-1KG</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2 &bull ; 2H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>223506-500G</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2 & taureau; 6H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M2670-500G</td><td></td></tr><tr><td>Électrode en verre</td><td>Harvard&nbsp ;</td><td>GC150F-10</td><td></td></tr><tr><td>Électrode métallique bipolaire concentrique stimulante&nbsp ;</td>Isolateur numérique <td>FHC</td><td>CBBPF75</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Obtenir des instruments</td><td>Modèle BJN8-9V1&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Modèle 1800 amplificateur</td><td>A-M systems</td><td>Modèle 1800</td><td></td></tr><tr><td>amplificateur Numériseur</td><td>National Intruments</td><td>NI USB-6211</td><td></td></tr><tr><td>Vibrotome</td><td>Leica</td><td>VT1200s</td><td></td></tr></tbody></table>

génération de locaux oscillations ca1 de γ par tetanic stimulation

Generation of Local CA1 &#947; Oscillations by Tetanic Stimulation

Oscillations de réseau neuronal sont des caractéristiques importantes de l&#39;activité cérébrale dans la santé et la maladie et peuvent être modulées par une gamme de médicaments utilisés en clinique. Un protocole est prévu pour générer un modèle pour l&#39;étude des oscillations CA1 de γ (20 - 80 Hz). Ces oscillations γ sont stables pendant au moins 30 min et dépendent de l&#39;activité synaptique excitatrice et inhibitrice en plus de l&#39;activation du courant de stimulateur cardiaque. Oscillations Tetanically stimulées ont un certain nombre de caractéristiques reproductibles et facilement quantifiables, y compris nombre de pic, la durée d&#39;oscillation, la latence et la fréquence ce rapport sur l&#39;état du réseau. Les avantages des oscillations stimulées électriquement comprennent la stabilité, la reproductibilité et l&#39;acquisition épisodique robuste permettant caractérisation de la fonction du réseau. Ce modèle de CA1 oscillations γ peut être utilisée pour étudier les mécanismes cellulaires et d&#39;enquêter systématiquement la façon dont l&#39;activité neuronale réseau est altérée dans la maladie et par la drogue.Pharmacologie état pathologique peut être facilement incorporé par l&#39;utilisation de tranches de cerveau de modèles animaux génétiquement modifiés ou interventionnelles pour permettre la sélection de médicaments qui ciblent spécifiquement les mécanismes de la maladie.

Stimulation tétanique des stratum oriens généré robustes et reproductibles oscillations γ (35,4 ± 2,2 Hz), voir la figure 3B. Pour démontrer que les oscillations ont été générés au sein du réseau de CA1 locale les entrées de CA3 ont été sectionnés en coupant la tranche dans la région de CA2 utilisant une aiguille 32 G plié. Les propriétés d&#39;oscillation dans les tranches coupées ne diffèrent pas des tranches bruts (p = 0,85; tranches coupées 6,16 ± 1,1 de pointes, n = 6; tranches bruts 5,89 ± 0,8 de ...

Oscillations sont propriétés de réseau fondamentaux et sont modulés par la maladie et les médicaments. Etudier oscillations cerveau tranche permet la caractérisation des réseaux isolés dans des conditions contrôlées. Les protocoles sont prévus pour la préparation des tranches de cerveau aigus pour évoquer CA1 oscillations γ.

Génération de locaux Oscillations CA1 de γ par Tetanic Stimulation

Neuronal network oscillations are important features of brain activity in health and disease and can be modulated by a range of clinically used drugs. A ...

L'objectif général de cette procédure est de préparer des tranches de cerveau destinées à l'enregistrement d'oscillations gamma extracellulaires, utilisées comme modèle d'excitabilité neuronale. Cette opération s'effectue tout d'abord en retirant le cerveau du crâne. La deuxième étape consiste à refroidir rapidement le cerveau dans une solution ACSF glacée, puis à le découper en tranches de 450 microns.Ensuite, transférez une tranche dans la chambre d'enregistrement et placez l'électrode de stimulation dans la couche et une électrode d'enregistrement dans la couche paramédullaire du CA1. La dernière étape consiste à induire des oscillations gamma et à évaluer l'impact des médicaments sur l'excitabilité neuronale. En fin de compte, la caractérisation des oscillations gamma de l'hippocampe est utilisée pour montrer les effets des médicaments sur la fonction du réseau ou pour comprendre les mécanismes de la genèse des maladies dans les affections neurogénétiques.Cette méthode peut être utilisée pour obtenir des informations sur les mécanismes des maladies dans lesquelles on observe une augmentation de l'excitabilité du réseau neuronal, comme l'épilepsie, l'autisme et la maladie d'Alzheimer, et peut également servir à étudier le mode d'action des médicaments. Pour commencer cette procédure, préparez une chambre de maintien en insérant un filet en nylon surélevé dans un bécher de 250 millilitres. Ensuite, remplissez le bécher avec un LCR de façon à recouvrir le filet d'environ deux centimètres et faites-y barboter du carbogène à température ambiante.Veillez à ce que les bulles ne perturbent pas directement la zone de maintien de la tranche. Ensuite, placez les instruments de dissection, y compris une grande paire de ciseaux, une petite paire de ciseaux, une microspatule petite et une grande, ainsi qu'une petite et une grande paire de forceps, sur de la glace. Placez le bloc de coupe de tissu Vibram refroidi sur une feuille d'aluminium posée sur de la glace.Après cette réparation, préparez deux morceaux de papier filtre de six centimètres, une lame de rasoir à bord unique et un bécher de 25 millilitres rempli d'une suspension en solution de coupe. Ensuite, remplissez un second récipient de glace destinée à la dissection cérébrale. Disposez un morceau de papier absorbant sur la glace et placez une boîte de culture de 12 centimètres par-dessus.Ensuite, remplir la boîte de culture avec une bouillie glacée de solution de découpe et la saturer de carbogène. Dans cette procédure, inciser la peau et les tissus conjonctifs de la tête en direction du nez à l’aide de petites ciseaux, puis couper le tissu conjonctif afin de mettre à nu le crâne sous-jacent. Puis retirer les muscles recouvrant la face dorsale du crâne et du cou.Pour retirer le cerveau, fixez l'avant du crâne avec une paire de grosses pinces. Ensuite, effectuez deux incisions latérales à travers l'os sur les deux côtés du rem et du magnum. Après cela, faites une autre incision entre les yeux, juste en avant du bgma.Couper soigneusement le long de la suture sagittale et écarter les sections du crâne pour découvrir le cerveau. Ensuite, utiliser la petite spatule pour extraire le cerveau en prenant soin de sectionner les nerfs crâniens. Placer le cerveau dans une boîte de culture.Ensuite, transférez le cerveau dans un bécher de 25 millilitres rempli de pâte de solution de coupe. Pour préparer l'hémisphère cérébral à la section, placez un morceau de papier filtre de six centimètres au fond d'une boîte de culture. Remplissez-la ensuite avec de la pâte de solution de coupe fraîche et boratez avec du car.Ensuite, placez le cerveau, côté ventral vers le bas, sur le papier filtre. Puis, retirez le cervelet à l’aide d’un nouveau scalpel à lame simple préalablement nettoyé. Effectuez une incision le long de la ligne médiane afin de séparer les deux hémisphères.Pour préparer le bloc de tissu Vibram, séchez la surface de la plateforme de coupe de tissu Vibram refroidie. Déposez une goutte de colle Sano ACRL au centre et étalez-la uniformément sur une surface approximative de celle du cerveau. À l’aide d’une petite spatule, transférez un hémisphère sur une grande spatule micros et positionnez-le de sorte que la face médiale du cerveau soit orientée vers le bas.Absorbez la solution du cerveau avec un morceau de papier filtre autant que possible. Ensuite, faites glisser le cerveau hors de la spatule plus grande et utilisez la spatule plus petite pour le guider sur la colle. Après cela, fixez la plateforme de coupe à la chambre Vibram.Construisez la chambre avec une suspension de solution de coupe afin de recouvrir complètement le cerveau, puis boratez la solution avec du carbogène. Ensuite, faites pivoter la plateforme de coupe de manière à ce que la face ventrale du cerveau soit orientée vers le couteau. Découpez le cerveau en sections de 450 micromètres d'épaisseur, en coupant du côté ventral vers le côté dorsal afin d'obtenir des tranches sagittales complètes du cerveau destinées à des enregistrements électrophysiologiques.Si la base de la tranche se soulève, utilisez une aiguille courbée de 27 gauge pour appuyer doucement sur la tranche afin de la maintenir à plat. Ensuite, utilisez la pipette pour transférer la tranche vers la chambre de conservation. Habituellement, trois à quatre tranches de hippo Campbell peuvent être découpées à partir de chaque hémisphère afin de monter la tranche dans la chambre d’enregistrement.Placer une tranche de cerveau dans une chambre d’enregistrement immergée, perfusée avec un LCS circulant à raison d’un à deux millilitres par minute et chauffé à 32 degrés Celsius. Le LCS utilisé pour les enregistrements diffère de celui de la chambre de maintien, car la concentration en magnésium est augmentée de deux millimolaire à quatre millimolaire. Fixer la tranche en plaçant un poids en acier inoxydable de forme semi-circulaire dessus, orienté de sorte que ses brins soient parallèles à l’hippocampe CA1.Ensuite, augmentez la vitesse de perfusion à huit à 10 millilitres par minute à 32 degrés Celsius. À l’aide d’un microscope stéréo, déplacez l’électrode de stimulation au milieu de la couche oriens. Puis, déplacez l’électrode d’enregistrement vers la couche paramétrique, aussi près que possible de l’électrode de stimulation.Abaissez ensuite les électrodes de stimulation et d’enregistrement de 50 à 100 micromètres dans la tranche. Afin de générer un PEP champ de un millivolt en réponse à une impulsion test de 120 à 150 micro, appliquez une série de 20 impulsions de 0,1 milliseconde délivrées à 200 hertz pour induire des oscillations gamma. Ce stimulus titanesque peut produire des réponses reproductibles lorsqu’il est appliqué toutes les cinq minutes.Ce schéma montre les emplacements de l'électrode de stimulation dans la couche orients et de l'électrode d'enregistrement dans la couche para du ca un. Voici un exemple des oscillations gamma induites par une stimulation Titanic. Cette figure illustre le blocage pharmacologique des récepteurs AMPA avec 20 micromolaire de CNQX, des récepteurs GABAa avec 20 micromolaire de bicuculline, du courant IH avec 20 micromolaire de zatebradine, des canaux chlorure et des canaux calciques de type T.Avec 100 micromolaire de nickel, chaque agent a pu réduire indépendamment le nombre de sursauts générés. Cette préparation est idéale pour déterminer l'effet à l'échelle du réseau des médicaments. La tine est un médicament antiépileptique utilisé cliniquement qui ouvre les canaux potassiques et réduit l'excitabilité membranaire en bain.L'application de la tine a produit une réduction dépendante de la dose du nombre de pics pendant la durée d'oscillation. Une fois maîtrisées, la préparation des tranches de cerveau et la dissection pour les enregistrements électrophysiologiques peuvent être réalisées en environ 10 minutes selon cette procédure. L'ajout d'autres méthodes, telles que les enregistrements en configuration whole cell patch clamp, peut être effectué afin de comprendre le rôle des neurones individuels au sein d'un réseau, tant dans les maladies que suite à l'application de médicaments.

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La préparation de coupes de cerveau de courte durée isolé hippocampes, ainsi que les enregistrements électrophysiologiques simultanées d'astrocytes et les neurones...

Deux enregistrements électrophysiologiques des synapses-réponses évoquées astrogliales et neuronales aiguës dans des coupes d&#39;hippocampe

Cette vidéo montre la procédure d’induction d’oscillations gamma locales de CA1 dans une tranche de cerveau de souris hippocampique CA1 à l’aide de simulations tétaniques. Cette méthode est importante pour comprendre l’activité du réseau neuronal.

Génération d’oscillations gamma locales de Cornu Ammonis 1 (CA1) à l’aide de stimulations tétaniques dans une tranche de cerveau d’hippocampe

Cette vidéo montre une méthode pour enregistrer les réponses synaptiques CA3-CA1 dans une tranche d’hippocampe de rat. Il décrit les étapes à suivre pour placer les électrodes de stimulation et d’enregistrement sur la tranche d’hippocampe et pour mesurer le potentiel postsynaptique excitateur de champ (fEPSP) afin d’évaluer la force de la réponse synaptique.

Enregistrement des réponses synaptiques CA3-CA1 dans une tranche d’hippocampe de rat

Cette vidéo montre la méthode d’utilisation de l’optogénétique pour moduler la dynamique du réseau hippocampique en activant des interneurones sensibles à la lumière génétiquement modifiés dans une tranche de cerveau de souris, en améliorant la synchronisation de l’oscillation thêta et en étudiant le comportement des circuits neuronaux.

Contrôle optogénétique de la dynamique des réseaux de l’hippocampe

Le noyau pédonculopontin (PPN) est situé dans le tronc cérébral et ses neurones sont au maximum activé lors d'éveil et de mouvements oculaires rapides (REM) cerveau de sommeil états. Cet ouvrage décrit l'approche expérimentale pour enregistrer in vitro bande gamma oscillation de la membrane subliminale dans les neurones PPN.

Enregistrement Gamma Band Oscillations dans pédonculopontin Nucleus Neurones

Ici, nous présentons un protocole pour l'enregistrement du réseau neuronal rythmique theta et les oscillations gamma à partir d'une préparation isolée de l'hippocampe entier. Nous décrivons les étapes expérimentales de l'extraction de l'hippocampe aux détails des enregistrements de pince à lames, à l'unité et à l'ensemble des cellules, ainsi qu'à la stimulation optogénétique du rythme theta.

Tuning dans la bande Hippocampal Theta<em&gt; In Vitro</em&gt;: Méthodologies pour l&#39;enregistrement à partir du circuit de Septohippocampal de Rongeur isolé

Nous décrivons l’utilisation des optogenetics et des enregistrements électrophysiologiques pour des manipulations sélectives des oscillations thêta hippocampique (5 à 10 Hz) chez les souris se comporter. L’efficacité de l’entraînement de rythme est contrôlée au moyen potentiel de champ local. Une combinaison d’opto - et pharmacogénétique inhibition adresses la lecture efférente de synchronisation hippocampe.

Optogenetic entraînement des Oscillations thêta hippocampique en comportement des souris

Ce protocole décrit l’enregistrement des potentiels de champ local multi queue linéaire silicium sondes. Conversion des signaux en utilisant l’analyse de la densité actuelle source permet la reconstruction de l’activité électrique locale dans l’hippocampe de souris. Avec cette technique, les oscillations dans l’espace restreint de cerveau peuvent être étudiées en se déplaçant librement souris.

Enregistrement dans l’espace restreint des Oscillations dans l’hippocampe de se comporter de souris

Modèles de crise aiguë sont importantes pour étudier les mécanismes qui sous-tendent les manifestations épileptiformes. En outre, la capacité de générer des événements épileptiforme sur demande fournit une méthode très efficace pour étudier le déroulement exact des événements qui sous-tendent leur initiation. Nous décrivons ici les modèles de saisie corticale aiguë 4-aminopyridine établies dans la souris et de tissus humains.

Génération et sur demande d’Initiation dactivité Ictal aiguë de rongeurs et de tissus humains

Nous présentons ici un protocole pour Ca2 + l’imagerie dans les neurones et les cellules gliales, qui permet la dissection de Ca2 + signaux à résolution subcellulaire. Ce processus s’applique à tous les types de cellules qui permettent l’expression des indicateurs génétiquement codés de Ca2 + .

Dissection des signaux locaux Ca2 + dans les cellules cultivées par axés sur la Membrane Ca2 + indicateurs

Nous avons utilisé des électrodes d'enregistrement et de stimulation dans des tranches de cerveau hippocampal longitudinales et des électrodes d'enregistrement et de stimulation positionnelles longitudinale dans l'hippocampe dorsal in vivo pour évoquer les potentiels postsynaptiques extracellulaires et démontrer plasticité synaptique à long terme le long de l'interlamellar longitudinal CA1.

Investigating Long-term Synaptic Plasticity in Interlamellar Hippocampus CA1 par Electrophysiological Field Recording

Apprenez à préparer des tranches cérébrales pour enregistrer les oscillations gamma dans la région CA1 de l'hippocampe. Cette méthode électrophysiologique permet d'évaluer l'impact des médicaments sur l'excitabilité neuronale et de comprendre les mécanismes des maladies neurologiques.

Génération de locaux Oscillations CA1 de γ par Tetanic Stimulation

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