Name: Normothermique Ex Vivo Kidney Perfusion pour la préservation du rein Greffes avant la transplantation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 12 s
Description: Découvrez la perfusion rénale ex vivo normothermique pour la préservation des greffes rénale avant transplantation. Cette méthode évite les lésions d'ischémie froide et maintient des conditions physiologiques stables.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Nous voulons remercier le Groupe Sorin (Milan, Italie) pour nous fournir avec des circuits de perfusion rénale sur mesure. En outre, nous remercions XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Suède) pour nous fournir avec une solution Steen, BBraun AG (Melsungen, Allemagne) pour la fourniture de pompes à seringues, et Rieber GmbH &amp; Co KG (Reutlingen, Allemagne).

Remarque: Un aperçu schématique du protocole d&#39;étude est présentée dans la figure 1. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig1.jpg" /> Figure 1. Le protocole d&#39;étude. Ce protocole de l&#39;étude de normothermique perfusion ex vivo rein est basé sur un modèle porcin. Après dissection des vaisseaux de la greffe de rein et de rinçage avec 500 ml d&#39;histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK), la greffe peut être récupéré. Après stockage au froid (SCS) pendant 3 heures, la greffe de rein est perfusé normothermique ex vivo (NEVKP) pour plusieurs heures jusqu&#39;à ce que la greffe désigné. Tous les animaux ont reçu des soins humains dans le respect des &#39;&#39; Principes de protection des animaux de laboratoire &#39;&#39; formulées par la Société nationale pour la «recherche médicale et« Guide pour le soin des animaux de laboratoire &#39;&#39; publié par les National Institutes of Health,Ontario, Canada. Le Comité de l&#39;Institut de recherche Toronto General Animal Care approuvé toutes les études. 1. Les animaux <ol><li> Utilisez porcs mâles Yorkshire (27 - 33 kg) dans ce protocole. </li></ol> 2. prélèvement d&#39;organes <ol><li> Procédure préopératoire <ol><li> Maison des porcs Yorkshire masculins dans un centre de recherche pendant au moins une semaine pour réduire leur niveau de stress. Jeûner les porcs pour un minimum de 6 heures avant l&#39;induction de l&#39;anesthésie. </li><li> Initier du porc anesthésie par une injection intramusculaire de kétamine (25 mg / kg), l&#39;atropine (0,04 mg / kg), et le midazolam (0,15 mg / kg). Par la suite, le transport de l&#39;animal à partir de l&#39;outil de logement de la salle d&#39;opération (OR). </li><li> Placer le porc dans une position couchée sur la table ou. Laissez-le respirer 2 L d&#39;oxygène avec 5% d&#39;isoflurane spontanément. Après la détente, exposer les cordes vocales avec un laryngoscope et les pulvériser avec la lidocaïne 2% pour éviter un spasme provoqué par intubation. After intubation avec un tube de 6,5 mm, bloquer le brassard avec 3 - 5 ml d&#39;air. Remarque: Capnométrie révèle la position correcte du tube trachéal. </li><li> Abaisser le gaz isoflurane à 2,5%. Régler le ventilateur à 14-16 respirations / min et le volume courant de 10 à 15 ml / kg de poids corporel. Surveiller de près le cochon. La fréquence cardiaque et la saturation en oxygène sont enregistrées par oxymétrie de pouls. </li><li> Dans des conditions stériles, introduire un 8,5 Fr. x 10 cm cathéter dans la veine jugulaire dans la technique Seldinger 13. Par conséquent, utiliser une aiguille pour percer la cuve veineuse. Après l&#39;introduction d&#39;un fil, remplacer l&#39;aiguille avec un cathéter. Éliminer le fil et fixer le cathéter à la peau. Administrer 200 ml d&#39;une solution de lactate de Ringer par heure tout au long de l&#39;opération. </li></ol></li><li> Opération Chirurgicale <ol><li> Après la désinfection et la couverture du champ opératoire, effectuer une incision médiane de xyphoïde à symphyse pubienne. Afin d&#39;améliorer l&#39;exposition, étendre l&#39;approche chirurgicale avecune incision latérale gauche. Couvrir les grandes et petites entrailles avec une serviette et placez-les sur le côté gauche pour un accès optimal à le rein droit. </li><li> Séparer la veine cave inférieure (VCI) à partir de l&#39;aorte abdominale. Branches aortiques ligaturer à l&#39;arrière de l&#39;aorte. </li><li> Après dissection aortique complète à l&#39;arrière, passer une ligature autour de l&#39;aorte crânienne aux branches rénales. De plus, placer deux ligatures crâniens de la bifurcation iliaque. Placez une cravate autour de l&#39;artère rénale gauche. </li><li> Libérez le rein droit de son tissu adhérent. Disséquer la veine rénale, artère, et de l&#39;uretère. </li><li> Ouvrir le diaphragme et administrer 1000 UI d&#39;héparine par le poids du donneur kg dans le cœur. Pour un modèle DCD, injecter 40 mval de KCl intracardiaque 3 min après héparinisation systémique pour induire un arrêt cardiaque. L&#39;arrêt cardiaque est évalué comme le point de départ d&#39;ischémie chaude. </li><li> Pendant ce temps, pour la collecte de sang, connecter les lignes de sacs CPDA (citrate, phosphate, dextrose, undenosine) au cathéter introduit dans la veine jugulaire gauche supérieure. Effectuer un lancement douce (1500 xg sans frein). Retirez le plasma et la couche leucocytaire dans des conditions stériles (biosécurité de classe II de l&#39;armoire) et stocker les érythrocytes pour la transfusion. </li><li> Cathétériser l&#39;aorte avec une ligne de rinçage à l&#39;organe-dessus de la bifurcation iliaque. Attachez les ligatures à l&#39;aorte et l&#39;artère rénale gauche. </li><li> Rincer le rein avec histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK) solution avec une pression de 100 cm H 2 O. Fixer la veine thoracique et recueillir le sang par le cathéter jugulaire. Couper la veine abdominale en dessous de la veine rénale pour assurer un rinçage optimal du rein. </li><li> Après un rinçage complet du rein droit, récupérer le greffage avec un segment de l&#39;aorte. Couper la veine rénale et de laisser l&#39;uretère longtemps. </li></ol></li><li> Retour Table de préparation de la greffe de rein pour la perfusion <ol><li> Libérez le rein à partir de tissu adhérent. Fermez la partie crânienne de l&#39;aorte avec une cravate d&#39;une canuler la partie inférieure d&#39;un réducteur 1/4 &quot;x 3/8&quot;. Nouez les petites branches artérielles provenant de l&#39;aorte. </li><li> Cathétériser la veine rénale avec un réducteur de 1/4 &quot;x 3/8&quot; directement. Intuber l&#39;uretère avec un 8 P. le tube d&#39;alimentation. </li><li> Placez le rein sur la glace jusqu&#39;à ce que le début de la NEVKP. </li></ol></li></ol> 3. normothermique perfusion ex vivo rein (NEVKP) <ol><li> Préparation du circuit de perfusion Le circuit de perfusion est constituée de matériel de dérivation cardio-pulmonaire néonatale (figure 2). <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig2.jpg" /> Figure 2. Schéma plan du circuit de perfusion. Le circuit se compose de la technologie de circulation extracorporelle néonatale. La solution de perfusion est recueilli dans le réservoir veineux. Une pompe centrifuge propulse la solution dans l&#39;oxygénateur, où il est enrichi avec de l&#39;oxygène et chauffé à 37 ° C. Après passing le filtre à bulle artérielle, le liquide de perfusion est entraîné par une pression de 60-80 mm de Hg à travers l&#39;artère rénale dans le rein. Le drainage veineux (0 - 3 mmHg) mène perfusat dans le réservoir veineux. Seringue et les pompes à perfusion sécuriser l&#39;approvisionnement avec des composés supplémentaires. L&#39;urine est recueillie tout au long de la perfusion. caractéristiques du circuit de perfusion sont enregistrées en continu. Des échantillons de gaz veineuse et artérielle horaires, et les marqueurs de lésions rénales sont analysés. <ol> <li> Connectez le circuit de perfusion sur mesure au dispositif de perfusion rénale. </li><li> Branchez le tuyau au réservoir veineux et oxygénateur. Branchez le tuyau de ligne artérielle à l&#39;écoulement artériel de l&#39;oxygénateur et positionner le filtre de la bulle dans son support. Connectez la ligne de purge. Connectez le tube de cathéter veineux à l&#39;entrée du réservoir veineux. </li><li> Pour l&#39;évaluation au cours de la perfusion, branchez la sonde de température dans la prise artérielle, connecter le débitmètre et le bucapteur bble à la tubulure de ligne artérielle, et de connecter les lignes de pression. Connectez le capteur de niveau. </li><li> Connecter les lignes veineuses et artérielles échantillons vers les ports de l&#39;échantillon veineux et artériels. </li><li> Positionner la chambre d&#39;organe sur un support et introduire le tube veineux et artériel à travers les trous préparés. Fixer le tuyau à la table et chambre fermement. </li><li> Insérer le tube d&#39;aspiration dans la pompe à galet et positionner une extrémité dans la chambre pour collecter les liquides. </li><li> Raccorder la tubulure d&#39;oxygène dans le réservoir de gaz contenant de 95% O 2/5% CO 2 et de l&#39;oxygénateur. Raccorder le tuyau de l&#39;unité de chauffage de l&#39;oxygénateur et le compartiment pour organe. </li><li> Utiliser un tube de serrage pour fermer les lignes de drainage veineux et artériels. Appliquer une autre tubulure de serrage à la sortie du réservoir veineux. </li></ol></li><li> Préparation de la Solution de Perfusion, Suppléments et amorcé le circuit <ol><li> Utilisez une pompe à perfusion pour remplacer l&#39;urine produite avecLactate de Ringer. </li><li> Utilisez une pompe seringue pour administrer la nutrition (glucose 0,5 ml / h, acides aminés 0,5 ml / h) et d&#39;insuline (5 UI / h) dans le réservoir veineux. Utiliser une deuxième pompe à seringue pour injecter un vasodilatateur (verapamil, 0,25 mg / h) directement dans la ligne artérielle. </li><li> Remplir le réservoir veineux avec la solution de perfusion. En conséquence, verser le lactate de Ringer (175 ml), une solution STEEN (200 ml), DRO (27 ml), de l&#39;héparine (1000 IU), du bicarbonate de sodium pour ajuster le pH, et le gluconate de calcium dans le réservoir veineux. Enfin, ajouter des érythrocytes lavés (125 ml). </li><li> Mettez la machine coeur-poumon (HLM). Activer les panneaux pression, température, niveau, et capteur de bulle. Activer le système de gestion des données (DMS) pour enregistrer les données tout au long de la perfusion. Activer l&#39;unité de chauffage pour chauffer la solution de perfusion et le type compartiment pour organe à 37 ° C. Ouvrez l&#39;apport d&#39;O 2. </li><li> Ouvrez la pince de tube derrière le réservoir veineux et libérer le centrifugal tête de pompe de l&#39;air complètement. Démarrer la pompe centrifuge à 1000 tours par minute et laissez la solution être propulsé tout le circuit. Fixer le tube contournant le filtre artériel et libérer l&#39;air du filtre artériel. </li><li> Zéro les lignes de pression. Activez la seringue et les pompes à perfusion. </li></ol></li><li> Rein greffé Perfusion <ol><li> Retirer le rein de la glace, et positionner le rein sur la literie dans la chambre d&#39;organes. Placer le cathéter urinaire dans le collecteur d&#39;urine. Après s&#39;être assuré que le veineux et le tube artériel sont libres d&#39;air, brancher les connecteurs à la tubulure. </li><li> Fermez le raccourci entre la artériel et veineux tubulures. Régler la pression artérielle de 75 mmHg par régulation de la vitesse de la pompe centrifuge. </li><li> pressions de disques, flux artérielle, la température et la présence de bulles continu avec le DMS. Respecter les valeurs attentivement tout au long de la perfusion. Au cours de la perfusion, les fuites de sang dans la chambre est colleDECT via le tube d&#39;aspiration dans le réservoir veineux. </li><li> Noter la quantité d&#39;urine produite. Recueillir des échantillons de sang et d&#39;urine veineux horaire. Surveiller la perfusion veineuse et en prenant des échantillons de gaz du sang artériel et de l&#39;aspartate aminotransférase (AST), et l&#39;analyse de lactate. </li><li> À la fin de la perfusion, débrancher le tube de l&#39;artère et la veine rénales, rincer la greffe avec HTK froid, et le stocker sur la glace dans un sac d&#39;organes stérile jusqu&#39;à la transplantation. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis%2C+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation%2C+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+journal+of+medicine%22%5BJournal%5D)">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> The New England journal of medicine. 341 (23), 1725-1730 (1999).</li>
<li>Rabbat, C. G., Thorpe, K. E., Russell, J. D., Churchill, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+mortality+risk+for+dialysis+patients+and+cadaveric+first+renal+transplant+recipients+in+Ontario%2C+Canada%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology+%3A+JASN%22%5BJournal%5D)">Comparison of mortality risk for dialysis patients and cadaveric first renal transplant recipients in Ontario, Canada.</a> Journal of the American Society of Nephrology : JASN. 11 (5), 917-922 (2000).</li>
<li>Fuquay, R., Teitelbaum, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplant+outcomes+and+dialysis+modality%5BTitle%5D)+AND+%22Contributions+to+nephrology%22%5BJournal%5D)">Transplant outcomes and dialysis modality.</a> Contributions to nephrology. 178, 251-257 (2012).</li>
<li>Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+advantage+of+kidney+transplantation+over+dialysis+in+patients+with+hepatitis+C%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis.</a> Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).</li>
<li>Davis, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+extent+and+predictors+of+waiting+time+geographic+disparity+in+kidney+transplantation+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">The extent and predictors of waiting time geographic disparity in kidney transplantation in the United States.</a> Transplantation. 97 (10), 1049-1057 (2014).</li>
<li>Perico, N., Cattaneo, D., Sayegh, M. H., Remuzzi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delayed+graft+function+in+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Delayed graft function in kidney transplantation.</a> Lancet. 364 (9447), 1814-1827 (2004).</li>
<li>Maggiore, U., Cravedi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+marginal+kidney+donor%5BTitle%5D)+AND+%22Current+opinion+in+organ+transplantation%22%5BJournal%5D)">The marginal kidney donor.</a> Current opinion in organ transplantation. 19 (4), 372-380 (2014).</li>
<li>Dittrich, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+cold+storage+on+renal+ischemia+reperfusion+injury+after+non-heart-beating+donor+explantation%5BTitle%5D)+AND+%22Nephron.+Experimental+nephrology%22%5BJournal%5D)">Influence of cold storage on renal ischemia reperfusion injury after non-heart-beating donor explantation.</a> Nephron. Experimental nephrology. 96 (3), e97-e102 (2004).</li>
<li>Summers, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+donor+age+and+cold+storage+time+on+outcome+in+recipients+of+kidneys+donated+after+circulatory+death+in+the+UK%3A+a+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study.</a> Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).</li>
<li>Hosgood, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((et+al.+pilot+study+assessing+the+feasibility+of+a+short+period+of+normothermic+preservation+in+an+experimental+model+of+non+heart+beating+donor+kidneys%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+surgical+research%22%5BJournal%5D)">et al. pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys.</a> The Journal of surgical research. 171 (1), 283-290 (2011).</li>
<li>Hosgood, S. A., Patel, M., Nicholson, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+conditioning+effect+of+ex+normothermic+perfusion+in+an+experimental+kidney+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+surgical+research%22%5BJournal%5D)">The conditioning effect of ex normothermic perfusion in an experimental kidney model.</a> The Journal of surgical research. 182 (1), 153-160 (2013).</li>
<li>Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+transplantation+after+ex+vivo+normothermic+perfusion%3A+the+first+clinical+study.+American+journal+of+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22official+journal+of+the+American+Society+of+Transplantation+and+the+American+Society+of+Transplant+Surgeons%22%5BJournal%5D)">Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: the first clinical study. American journal of transplantation.</a> official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 13 (5), 1246-1252 (2013).</li>
<li>Seldinger, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catheter+replacement+of+the+needle+in+percutaneous+arteriography%3B+a+new+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+radiologica%22%5BJournal%5D)">Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique.</a> Acta radiologica. 39 (5), 368-376 (1953).</li>
<li>Stubenitsky, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exsanguinous+metabolic+support+perfusion--a+new+strategy+to+improve+graft+function+after+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Exsanguinous metabolic support perfusion--a new strategy to improve graft function after kidney transplantation.</a> Transplantation. 70 (8), 1254-1258 (2000).</li>
<li>Delpech, P. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+warm+ischaemia+combined+with+cold+preservation+on+the+hypoxia-inducible+factor+1%CE%B1+pathway+in+an+experimental+renal+autotransplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+British+journal+of+surgery%22%5BJournal%5D)">Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model.</a> The British journal of surgery. , (1002).</li>
<li>Cypel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normothermic+ex+vivo+lung+perfusion+in+clinical+lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+journal+of+medicine%22%5BJournal%5D)">Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation.</a> The New England journal of medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).</li>
<li>Knaak, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subnormothermic+Ex+vivo+liver+perfusion+reduces+endothelial+cell+and+bile+duct+injury+after+DCD+pig+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+transplantation+%3A+official+publication+of+the+American+Association+for+the+Study+of+Liver+Diseases+and+the+International+Liver+Transplantation+Society%22%5BJournal%5D)">Subnormothermic Ex vivo liver perfusion reduces endothelial cell and bile duct injury after DCD pig liver transplantation.</a> Liver transplantation : official publication of the American Association for the Study of Liver Diseases and the International Liver Transplantation Society. , (2014).</li>
<li>Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+normothermic+perfusion+of+declined+human+kidneys+after+inadequate+in+situ+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22American+journal+of+transplantation+official+journal+of+the+American+Society+of+Transplantation+and+the+American+Society+of+Transplant+Surgeons%22%5BJournal%5D)">Ex vivo normothermic perfusion of declined human kidneys after inadequate in situ perfusion.</a> American journal of transplantation official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 14 (2), 490-491 (2014).</li>
<li>Op den Dries, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+normothermic+machine+perfusion+and+viability+testing+of+discarded+human+donor+livers%5BTitle%5D)+AND+%22American+journal+of+transplantation+official+journal+of+the+American+Society+of+Transplantation+and+the+American+Society+of+Transplant+Surgeons%22%5BJournal%5D)">Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers.</a> American journal of transplantation official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 13 (5), 1327-1335 (2013).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Cette étude démontre que NEVKP avec une solution à base d&#39;érythrocytes peut être effectuée avec d&#39;excellents résultats pour une période de temps prolongée dans un modèle porcin. Pendant les 10 heures de perfusion ex vivo ont démontré les reins des paramètres stables de perfusion, métabolisme rénale active, l&#39;homéostasie, et une lésion rénale minime. production d&#39;urine et les lésions rénales dépendent de la composition de la solution de perfusion. Il est important de maintenir la pression et l&#39;osmolarité de la solution de perfusion oncotique dans une fourchette physiologique. En particulier, une pression oncotique faible se traduira par une production d&#39;urine non physiologique élevée avec un œdème important du rein et des marqueurs de plus en plus de lésions rénales. STEEN solution contenant de l&#39;albumine est choisi dans ce modèle de réguler la pression oncotique et pour simuler les conditions physiologiques pour le rein. Le bicarbonate de sodium et du gluconate de calcium sont ajoutés au système d&#39;atteindre des valeurs physiologiques du pH, HCO 3 </sub&gt;, le sodium, le potassium, le calcium et le chlorure. Le choix et le dosage du vasodilatateur est important pour garantir le flux sanguin suffisant et l&#39;apport d&#39;oxygène. La technique de la normothermique perfusion ex vivo rein a plusieurs limitations. Perfusion ex vivo n&#39;a pas été associée à un soutien hormonal du rein, ce qui pourrait avoir un impact négatif périodes de perfusion plus longues. En outre, la nouvelle technologie, à ce point dans le temps, est associée à une augmentation des coûts. Les améliorations futures pourraient simplifier la technologie et de réduire les coûts. La mise au point d&#39;un dispositif de perfusion de rein portable pourrait permettre d&#39;éviter complètement stockage rénale froid à l&#39;avenir. La pénurie d&#39;organes sévère et persistant conduit à une utilisation accrue des organes marginaux (DPE ou DCD rénaux greffes) 7. Actuellement, la préservation d&#39;organes est basée sur un stockage à froid statique ou hypothermique machine à perfusion. Comme un rhume temps d&#39;ischémie prolongée a un imp significativeLoi sur le résultat de la fonction rénale des critères standard 15 et greffons marginaux 8,9, de nouvelles techniques de conservation minimisant stockage de froid sont un intérêt particulier 16-19. Un obstacle majeur à utiliser des greffons marginaux plus largement est l&#39;incapacité à évaluer la qualité et la viabilité des organes avant la transplantation. Actuellement, les paramètres ne cliniques tels que l&#39;âge du donneur, les maladies liées à des bailleurs de fonds, et le temps d&#39;ischémie chaude des greffons sont utilisés pour la décision de savoir si un organe est acceptée ou refusée pour la transplantation. En préservant la greffe dans des conditions normothermiques, l&#39;évaluation de greffe basée sur les caractéristiques de perfusion et des données est possible. Paramètres en temps réel tels que le flux vasculaire rénale, la pression, la résistance intrarénale, la production d&#39;urine, la consommation d&#39;oxygène, et les paramètres de lésions rénales (comme l&#39;AST et de lactate) sont censés être des paramètres utiles pour évaluer la viabilité de la greffe. Dans addition, le métabolisme actif pendant NEVKP permet à l&#39;application de stratégies de réparation pour améliorer les greffes de reins marginaux avant la transplantation. Par exemple, l&#39;inhibition des voies pro-inflammatoires, l&#39;immunomodulation, transfert de gènes, ainsi que l&#39;administration de cellules souches peut être techniques futures pour modifier les greffes de rein au cours de la durée de conservation et d&#39;améliorer les résultats du destinataire.

Reins sont des organes solides les plus fréquemment transplantés. Pour les patients souffrant d&#39;une maladie rénale au stade terminal, la transplantation rénale offre une meilleure espérance de vie, et l&#39;amélioration de la qualité de vie par rapport à la dialyse 1-4. La pénurie d&#39;organes persistante représente un grave problème dans le domaine de la médecine de transplantation (tableau 1) 5. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td></td><td> États Unis * </td><td> Région Eurotransplant ** </td></tr><tr><td> Les patients sur la liste d&#39;attente de greffe de rein </td><td> 101563 (Février 2015) </td><td> 10689 (Décembre 2014) </td></tr><tr><td> Reins transplantés provenant de donneurs décédés en 2014 </td><td> 10650 </td><td> 3119 </td></tr><tr><td> Temps d&#39;attente médian pour une greffe de rein donneur décédé (en années) </td><td> Jusqu&#39;à 5 ans * </td><td> Jusqu&#39;à 4 ans ** </td></tr></tbody></table> Tableau 1. ReinGraft pénurie aux Etats-Unis et Eurotransplant Région. Le résultat de la transplantation rénale est négativement affectée par le temps d&#39;attente, avec de moins bons résultats pour les patients soumis à une dialyse prolongée 6. Cela a suscité un intérêt dans les greffes de rein marginaux comme une source supplémentaire des donateurs, tels que les reins de donneurs plus âgés, donneurs ayant des comorbidités multiples (critères étendus donateurs (DPE), et les reins donnés après la mort cardiocirculatoire (DDC). Reins de donneurs marginaux qui auraient été diminué dans le passé sont maintenant considérés pour la transplantation 7. Un obstacle majeur pour l&#39;utilisation de greffes de rein marginales est la technique de préservation de stockage froid anoxique. Actuellement, les greffes de rein sont stockées de manière statique sur la glace ou perfusées à 4 ° C en absence d&#39;oxygène. La technique de conservation anoxique froid est associé à un dommage en cours de greffage au cours de la conservation du rein et ne permet pas l&#39;évaluation de la greffe en raison de l&#39;absence de Metabolism et la production d&#39;urine. En particulier, les greffes de rein marginaux tolèrent mal stockage à froid, ce qui entraîne des lésions rénales significative, et des taux élevés de la fonction du greffon retardée (DGF) 8,9. DGF est un facteur pronostique pour le pauvre fonction du greffon à long terme. Extracorporelle perfusion rénale représente une méthode alternative pour la conservation, l&#39;évaluation et la réparation des organes. Dans un modèle porcin, des résultats bénéfiques ont été présentés pour les reins perfusés ex vivo dans des conditions normothermiques 10,11. Le premier essai clinique réalisé en 2013 a montré un taux plus faible de la fonction du greffon retardée lorsque les reins extraites de critères étendus donateurs ont été perfusés pendant 1 heure immédiatement avant la transplantation 12. Cet article présente un modèle de normothermique ex vivo perfusion rénale (NEVKP). Le but de cette étude est de réduire le temps d&#39;ischémie froide appliquée au minimum et prolonger la période de NEVKP. NEVKPest une méthode de conservation alternative qui vise à réduire les dommages qui peuvent être causés par des techniques de stockage à froid.

<table><tbody><tr><td>Technologie de dérivation cardiorespiratoire néonatale</td><td>SORIN GROUP Canada Inc (Markham, Canada)</td><td>Réservoir veineux néonatal sur mesure D100 (500 ml, 1/16" d’entrée et de sortie), oxygénateur néonatal D100, tête de pompe centrifuge (Revolution), filtre à bulles artérielles (D130)</td><td></td></tr><tr><td>Appareil cardio-pulmonaire, St&ouml ; ckert S3</td><td>SORIN GROUP Canada Inc (Markham, Canada)</td>Pompe centrifuge <td>sur mesure</td><td>, pompe à rouleau, panneau de commande (capteurs de pression, de débit, de température, de bulles et de niveau), mélangeur d’oxygène, unité de chauffage</td></tr><tr><td>Tube</td><td>SORIN GROUP Canada Inc (Markham, Canada)</td><td>01906BPC SG XS</td><td>3/16 » x 1/16"</td></tr><tr><td></td><td></td><td>019071PC SG XS</td><td>1/4 » x 1/16"</td></tr><tr><td></td><td></td><td>019060PC SG XH</td><td>Connecteurs de tubes 3/8 » x 1/16</td></tr> » <tr><td></td><td>SORIN GROUP Canada Inc (Markham, Canada)</td><td></td><td>Différentes tailles</td></tr><tr><td>STEEN solution</td><td>XVIVO (G&ouml ; teborg, SWE)</td><td>19004</td><td>200 ml</td></tr><tr><td>Lactate de Ringer</td><td>Baxter (Mississauga, ON, CAN)</td><td>JB2324</td><td>175 ml</td></tr><tr><td>Bicarbonate de sodium</td><td>Hospira (Montr&eacute ; al, QC, CAN)</td><td>6625050</td><td></td></tr><tr><td>Gluconate de calcium</td> dépendant <td>du pH Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON)</td><td>C31110</td><td>Héparine dépendante du calcium</td></tr><tr><td></td><td>Sandoz Canada Inc (Toronto, ON, CAN)</td><td>10750</td><td>1 000 UI</td></tr><tr><td>Acide aminé et glucose, Travasol 10 %</td><td>Baxter (Mississauga, ON, CAN)</td><td>JB6760</td><td>1 ml/h</td></tr><tr><td>Insuline à action rapide, Novorapid</td><td>Novo Nordisk Canada Inc (Mississauga, ON, CAN)</td><td>DS6H748</td><td>5 IE/h</td></tr><tr><td>Verapamil</td><td>Sandoz Canada Inc (Québec, QC, CAN)</td><td>52216</td><td>0,25 mg/h</td></tr></tbody></table>

normothermique<em&gt; ex vivo</em&gt; kidney perfusion pour la préservation du rein greffes avant la transplantation

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

La transplantation rénale est devenue une option de traitement bien établie pour les patients atteints d’insuffisance rénale terminale. La pénurie persistante d’organes reste un grave problème. Par conséquent, les critères d’acceptation des donneurs d’organes ont été étendus, ce qui a conduit à l’utilisation de greffes de rein marginales. Ces organes marginaux tolèrent mal le stockage au froid, ce qui entraîne une augmentation des dommages de conservation et des taux plus élevés de retard de la fonction de greffe. Pour pallier les limites de l’entreposage frigorifique, des recherches approfondies sont axées sur des méthodes de conservation normothermiques alternatives.
La perfusion d’organes normothermiques ex vivo est une technique de conservation innovante. Les premiers essais expérimentaux et cliniques sur les perfusions pulmonaires, hépatiques et rénales ex vivo ont montré des résultats favorables.
En plus de la réduction des lésions ischémiques dues au froid, la méthode de stockage normothermique des reins offre la possibilité d’évaluer et de réparer les organes. Ce manuscrit fournit des informations sur le prélèvement rénal, les techniques de préservation des organes et la perfusion rénale normothermique ex vivo isolée (NEVKP) dans un modèle porcin. Les techniques chirurgicales, la mise en place de la solution de perfusion et du circuit, les options d’évaluation potentielles et les résultats représentatifs sont présentés.

Dans la suite, les résultats de six expériences en utilisant un modèle de récupération du rein cœur arrêté sont présentés. Après ras in situ et l&#39;extraction du rein dans les greffes ont été stockés sur de la glace pendant 3 heures (SCS), tandis que les érythrocytes ont été préparés. Pour le contexte clinique, ce simule le temps nécessaire à la récupération et à la préparation de la table arrière. NEVKP a été réalisée pendant 10 heures. Afin de maintenir des conditions physiologiques et simuler in vivo environnant pour le rein, le compartiment pour organe doit être chauffé et étanche. Perfusion et une solution de remplacement de l&#39;urine devraient représenter des valeurs physiologiques pour l&#39;analyse des gaz du sang, la pression oncotique, et l&#39;osmolarité. Les valeurs normales (valeurs de référence) obtenus à partir de porcs Yorkshire in situ, sont situés dans la description de chaque figure, respectivement (figures 3-13). Le but de NEVKP est d&#39;assurer que le greffon est alimenté en oxygène et de la nutrition suffisante. Comme ischémie cautilise vasoconstriction, augmentant ainsi la résistance intrarénale, atteindre un débit constant avec une pression stable est un bon indicateur pour une oxygénation adéquate. Après que la température de greffage cible de 37 ° C est atteinte par l&#39;organe de réchauffement après SCS, les valeurs de débit et de la résistance intrarenal restent stables à une pression physiologique constant autour de 60 à 80 mm Hg tout au long de l&#39;ensemble de perfusion (figures 3 et 4). La quantité de la production d&#39;urine dépend principalement de la composition de la solution de perfusion (Figure 5). Des mesures horaires d&#39;veineux et artériel pO 2 révèle l&#39;activité métabolique du rein. La consommation d&#39;oxygène a été calculée en utilisant l&#39;équation ((PO 2 art - PO 2 ven) x débit / poids) (figure 6) 14. Au cours de la perfusion pH, HCO 3, et d&#39;électrolytes sont stables sans nécessiter des interventions (figures 7-10). En temps réel AST et les mesures lactate servent à surveiller les dommages cellulaires. Aucune augmentation des paramètres de lésion cellulaire est détectée pendant la période NEVKP (figures 11 et 12). L&#39;osmolarité de la solution de perfusion est stable (figure 13). L&#39;évaluation histologique révèle des changements mineurs (Figure 14 - 16). <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig3.jpg" /> Figure flux artériel 3. moyenne avec une déviation standard (ml / min). Tout au long de la perfusion du flux reste dans une gamme physiologique. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: signifient art. débit: 170 ± 57 ml / min (intervalle de 83 à 325 ml / min). <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig4.jpg" /> Figure 4. Résistance intrarénale (TRI), la moyenne et la déviation standard (mmHg / </strong&gt; Ml / min). La pression artérielle moyenne (MAP) reste constante entre 60 et 80 mmHg. La résistance intrarenal est inférieure à 0,5 mm Hg / ml / min constamment. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig5.jpg" /> Figure 5. volume d&#39;urine total, la moyenne et l&#39;écart type (ml). Le volume d&#39;urine totale dépend principalement de la composition de la solution de perfusion. Plus la pression oncotique et l&#39;osmolarité, plus la production d&#39;urine. <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig6.jpg" /> Figure 6. la consommation d&#39;oxygène, moyenne et l&#39;écart standard (ml / min / g). <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig7.jpg" /> Figure 7. pH veineux, écart moyen et standard. Le REMA de pHins constante dans une gamme physiologique sans administration de bicarbonates. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: pH 7,46 ± 0,06 (intervalle de 7,34 à 7,63). <img alt="Figure 8" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig8.jpg" /> Figure 8. HCO 3 veineuse, moyenne et écart type (mmol / l). Le HCO 3 reste dans une gamme physiologique sans administration de bicarbonates. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: HCO 3 30,3 ± 2,4 mmol / L (plage de 21,6 à 35,8 mmol / L). <img alt="Figure 9" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig9.jpg" /> Figure 9. concentration de sodium veineuse, moyenne et l&#39;écart standard (mmol / L). Le sodium reste dans une gamme physiologique. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: 137.1 &amp;# 177; 3,8 mmol / L (plage de 118,7 à 140,9 mmol / L). <img alt="Figure 10" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig10.jpg" /> Figure 10. concentration de potassium veineuse, moyenne et l&#39;écart standard (mmol / L). Le potassium reste constante dans une gamme physiologique. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: 3,85 ± 0,46 mmol / L (plage de 3,5 à 5,36 mmol / L). <img alt="Figure 11" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig11.jpg" /> Figure 11. veineuse aspartate aminotransférase, moyenne et écart type. (AST; U / L) Dans l&#39;ex vivo normothermique perfusion rénale, AST démontre un marqueur de lésion des cellules. valeurs d&#39;AST sont faibles tout au long de la perfusion. <img alt="Figure 12" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig12.jpg" /> Figure 12: Lactate<html> , Écart moyen et standard (mmol / L). Dans l&#39;ex vivo normothermique perfusion rénale, lactate représente un marqueur de lésion des cellules. Les valeurs sont stables tout au long de la perfusion. <img alt="Figure 13" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig13.jpg" /> Figure 13:. Osmolarité du sérum, moyenne et écart type (mosm / L) Une osmolarité constante dans la solution de perfusion sécurise faible mais constante, la production d&#39;urine. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: 282 ± 1,7 mosm / L (plage de 279 à 283 mosm / L). <img alt="Figure 14" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig14.jpg" /> Figure 14:. Histologie (H &amp; E) 50X / 200X grossissement de la jonction cortico montrant vacuolisation tubulaire doux. Aucun signe de nécrose.Arget = &quot;_ blank&quot;&gt; S&#39;il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure. <img alt="Figure 15" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig15.jpg" /> Figure 15: histologie (PAS) 50X / 200X de grossissement de la jonction cortico montrant vacuolisation tubulaire doux.. Aucun signe de nécrose. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52909/52909fig15large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît, cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 16" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig16.jpg" /> Figure 16:. Histologie (TUNEL de coloration) 25X / 200X. Très occasionnellement noyaux sont colorés démontrant taux d&#39;apoptose très faibles. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52909/52909fig16large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>

La pénurie grave d&#39;un organe a entraîné une utilisation accrue des greffes de reins marginaux pour la transplantation. Cela a suscité un intérêt dans les méthodes de stockage alternatives, depuis greffons marginaux tolèrent en particulier le stockage à froid mal. La technique de normothermique ex vivo perfusion rénale (NEVKP) représente une méthode de conservation roman pour rénaux greffes avant la transplantation.

Normothermique<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Kidney Perfusion pour la préservation du rein Greffes avant la transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

L'objectif général de cette procédure est de préserver un greffon rénal dans des conditions physiologiques thermiques normales, ex vivo avant la transplantation. Cela est réalisé en canulant d'abord les vaisseaux rénaux du rein donneur. Le greffon est ensuite raccordé au circuit et perfusé dans des conditions normothermiques.En fin de compte, les paramètres fonctionnels de la lésion et l'histologie du rein sont surveillés afin de déterminer l'aptitude de la greffe à la transplantation. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes de préservation existantes, telles que le stockage statique ou la perfusion mécanique hypothermique, est que la perfusion normothermique XVE évite les lésions ischémiques à froid des greffons provenant de donneurs aux critères standard ou étendus avant la transplantation, non, non, non, non, Non, non. Après avoir complètement disséqué l'aorte et la veine cave du donneur, passez un ligature autour de l'aorte en position craniale par rapport aux branches rénales, suivie de la mise en place de deux ligatures en position craniale par rapport à la bifurcation iliaque.Passer un ligature autour de la veine cave distalement au-dessus de la bifurcation iliaque, et placer un lien autour de l'artère rénale gauche. Ensuite, libérer le rein droit de son tissu adhérent et disséquer la veine rénale, l'artère et l'uretère. Puis, ouvrir le diaphragme et administrer 1000 unités internationales d'héparine par kilogramme de poids du donneur dans le cœur.Pour prélever le sang, reliez les tubulures des poches CPDA au cathéter veineux jugulaire gauche supérieur. Serrez les ligatures au niveau de l'artère rénale gauche, de l'aorte et de la veine cave, puis placez une canule aortique au-dessus de la bifurcation iliaque afin de réaliser un lavage. Lavez immédiatement le rein avec la solution HTK sous une pression de 100 centimètres de H2O en sectionnant la veine cave abdominale en dessous de la veine rénale pour assurer un lavage optimal.Clamper simultanément la veine cave thoracique et recueillir le sang par le cathéter jugulaire. Lorsque le rein a été complètement lavé, récupérer la greffe avec un segment de l'aorte, sectionner la veine rénale et laisser l'uretère long. Fermer ensuite l'extrémité crâniale de l'aorte avec un ligature et canuler l'extrémité inférieure à l'aide d'un réducteur d'un quart de pouce sur trois huitièmes de pouce.Ensuite, canuler directement la veine rénale à l’aide d’un réducteur d’un quart de pouce sur trois huitièmes de pouce. Intuber l’uretère avec un tube d’alimentation de huit millimètres de calibre français et placer le rein sur de la glace. Avant de commencer la perfusion, relier le circuit de perfusion sur mesure au dispositif de perfusion rénale.Ensuite, positionnez la chambre d'organe sur un support et introduisez les tubulures veineuse et artérielle à travers les trous préparés. Après avoir fixé les tubulures, reliez la tubulure d'aspiration au réservoir veineux et placez l'autre extrémité dans la chambre afin de recueillir la solution de perfusion qui fuit. À l'aide de pinces sur tubulure, fermez les lignes de sortie veineuse et artérielle ainsi que la sortie du réservoir veineux.Utilisez une pompe à perfusion pour remplacer l'urine produite par une solution de Ringer lactate. Tout au long de la perfusion, en fonction de la quantité d'urine produite, utilisez une pompe à seringue pour administrer la nutrition et l'insuline dans le réservoir veineux, et une autre pour infuser un vasodilatateur directement dans la ligne artérielle neuf. Remplissez également à ce moment le réservoir veineux avec la solution de perfusion.Ensuite, pour amorcer le circuit, mettre sous tension la machine cœur-poumon et activer les panneaux de contrôle de la pression, de la température, du niveau et des détecteurs de bulles. Activer le système de gestion des données afin d'enregistrer les données tout au long de la perfusion ainsi que l'unité de chauffage. Réchauffer la solution de perfusion et la chambre d'organe à 37 degrés Celsius.Ouvrez l’alimentation en oxygène et la pince du tube située à l’arrière du réservoir veineux afin d’éliminer complètement l’air de la pompe centrifuge. Ensuite, démarrez la pompe centrifuge à 1 000 tours par minute et faites circuler la solution dans tout le circuit. Pincez le tube pour dériver le flux et contourner le filtre artériel, ce qui permet d’éliminer l’air du filtre artériel.Enfin, mettre à zéro les lignes de pression à 125 millilitres d'érythrocytes lavés et activer les pompes à seringue et de perfusion une fois le circuit amorcé. Transférer le rein de la glace vers le lit du compartiment d'organe et placer le cathéter urinaire dans le collecteur d'urine. Après s'être assuré que les tubes veineux et artériels sont exempts d'air, brancher les connecteurs au tube.Ensuite, fermer le raccourci entre les tubulures artérielle et veineuse et régler la pression artérielle à 75 millimètres de mercure. Enregistrer en continu les pressions, le débit artériel, la température et la présence de bulles à l’aide d’un système de gestion des données, en surveillant attentivement les valeurs tout au long de la perfusion. Noter la quantité d’urine produite et prélever des échantillons sanguins veineux et d’urine chaque heure afin de surveiller la fonction de l’organe pendant la perfusion ; prélever également des échantillons de sang artériel et veineux pour analyse des gaz sanguins, de l’aspartate aminotransférase et du lactate.À la fin de la perfusion, déconnectez le tube de l'artère et de la veine rénales. Rincez la greffe avec du HTK froid et conservez le rein sur de la glace dans un sac stérile pour organe jusqu'à la transplantation. L'objectif de la perfusion rénale ex vivo à température normale est de garantir que la greffe reçoit suffisamment d'oxygène et de nutriments pendant la perfusion.En effet, après que la température cible de la greffe atteint 37 degrés Celsius par réchauffage de l'organe. Après trois heures de conservation sur glace, les valeurs de débit et la résistance intrarénale restent stables avec une pression physiologique constante d'environ 70 millimètres de mercure tout au long de la perfusion. La quantité de production d'urine dépend principalement de la composition de la solution de perfusion.Bien que les mesures horaires de la pression partielle veineuse et artérielle en oxygène confirment l'activité métabolique du rein pendant la perfusion, le pH, le bicarbonate et les électrolytes restent également stables et ne nécessitent aucune intervention. La mesure en temps réel de l'aspartate, de l'aminotransférase et du lactate permet de surveiller les lésions cellulaires. En l'absence d'augmentation de ces paramètres de lésion cellulaire observée pendant la période de perfusion rénale ex vivo à température normale, l'osmolarité de la solution de perfusion reste également stable.En outre, l'histologie démontre des modifications minimes du tissu avec une inflammation légère et des taux très faibles d'apoptose. Une fois maîtrisée, cette technique peut être utilisée comme méthode alternative de préservation d'organes pour les greffons rénaux, offrant ainsi davantage d'options pour l'évaluation et la réparation des organes avant la transplantation.

normothermic-ex-vivo-kidney-perfusion-for-preservation-kidney-grafts

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Dans cette vidéo, nous décrivons une technique pour induire des dommages de préservation via le temps de stockage ischémique à froid prolongé dans le rein de donneur porcin.

Modélisation des lésions de préservation chez le rein d’un donneur porcin : une procédure pour induire un dysfonctionnement du greffon en soumettant le rein à une ischémie prolongée par le froid

L’étude de la physiologie des organes animaux peut être réalisée en réalisant un système de perfusion expérimental ex vivo. L’ajout d’un rein porcin, en tant qu’organe homéostatique, à notre modèle de perfusion hépatique ex vivo précédemment développé peut être une étape principale pour obtenir un meilleur environnement physiologique.

Étapes de l’expérience foie-rein porcin autologue perfusé ex vivo

Greffons marginaux, tels que les foies gras, les greffes de donneurs plus âgés, ou des foies prélevés après la mort cardiocirculatoire (DDC) tolèrent, stockage statique classique froide mal. Nous avons développé un nouveau modèle de subnormothermic ex vivo perfusion du foie pour la conservation, l'évaluation et la réparation des greffes de foie marginaux avant la transplantation.

Technique de Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Foie de perfusion pour l&#39;entreposage, de l&#39;évaluation et de réparation des marginaux greffes du foie

Nous présentons ici un protocole décrivant ex situ oxygénée machine à perfusion de greffes de foie donateurs. Cet article contient une étape par étape protocole de se procurer et de préparer la greffe du foie pour la machine perfusion, préparer le liquide de perfusion, amorcer la machine à perfusion et d'effectuer oxygénée normothermique machine à perfusion de la greffe de foie.

Ex Situ Normothermique machine perfusion de foies de donneurs

Il y a pénurie d’importants donateurs du foie, et les critères pour les donateurs du foie ont été élargies. La perfusion normothermique ex vivo du foie (NEVLP) a été développée pour évaluer et modifier les fonctions organiques. Cette étude illustre un modèle de rat de NEVLP et teste la capacité de pégylé-catalase, d’atténuer les lésions hépatiques de préservation.

Un petit modèle Animal de Perfusion hépatique normothermique Ex Vivo

Les grands modèles animaux jouent un rôle essentiel dans la recherche sur la transplantation préclinique. En raison de ses similitudes avec la configuration clinique, le modèle porcin de l’auto-transplantation orthotopique de rein décrit dans cet article fournit un excellent arrangement in vivo pour l’essai des techniques de conservation d’organe et des interventions thérapeutiques.

Auto-transplantation orthotopique de rein dans un modèle porcin utilisant la conservation d’organe de 24 heures et la télémétrie continue

La perfusion machine ex vivo normamère (NEVP) n’a guère été explorée pour la préservation des allogreffes du pancréas. Nous présentons une technique innovante de conservation des allogreffes de pancréas avant transplantation.

Perfusion pancréatique ex vivo normamère pour la conservation des allogreffes de pancréas avant transplantation

Ici, nous présentons un protocole qui détaille un modèle chirurgical pour l’approvisionnement en reins dans un modèle porcin préclinique pour une perfusion ou une transplantation ultérieure en machine.

Prélèvement rénal dans un modèle préclinique de grand animal

La préservation du cœur par donneur est un facteur déterminant majeur du succès dans la transplantation cardiaque. Les avancées technologiques ont permis d’optimiser les conditions de conservation, ainsi que d’évaluer plus précisément le cœur donneur avant la transplantation. Nous décrivons ici deux technologies innovantes actuellement appliquées à la préservation cardiaque : la conservation du refroidissement uniforme et la perfusion cardiaque normotherme ex situ .

Stratégies innovantes pour la préservation des organes en transplantation cardiaque : préservation uniforme du refroidissement et perfusion normère ex situ

Ce protocole décrit la perfusion normothermique ex vivo d’un rein de rat pour une transplantation ultérieure dans un rat receveur.

Perfusion de machines normères de reins de rats pour transplantation

Découvrez la perfusion rénale ex vivo normothermique pour la préservation des greffes rénale avant transplantation. Cette méthode évite les lésions d'ischémie froide et maintient des conditions physiologiques stables.

Normothermique

Explorer plus de vidéos