Enregistrement Potentiel évoqué visuel dans un modèle de rat of Experimental Optic Nerve démyélinisation

L’objectif général de l’expérience suivante est de surveiller la démyélinisation du nerf optique in vivo. Ceci est réalisé en implantant d’abord des micro-électrodes sur le cortex visuel. Dans un deuxième temps, la lyine est micro-injectée dans le nerf optique, ce qui induit une lésion focale de démyélinisation.

Ensuite, des enregistrements potentiels visuellement évoqués peuvent être réalisés. En fin de compte, l’analyse de régression montre une forte corrélation linéaire entre le retard de latence potentiel évoqué visuel et le volume. Cette vidéo démontrera notre technique d’enregistrement des potentiels évoqués visuels chez les rats.

À l’aide d’électrodes crâniennes implantées, nous démontrerons également une technique de démyélinisation focale du nerf optique à l’aide d’une technique de micro-injection. Toutes les expériences sont menées ici, dans notre laboratoire, à la faculté de médecine de l’Université Macquarie. La technique sera démontrée par Nitin Chichi, notre doctorant : commencer à anesthésier un rat adulte de plus de 12 semaines avec une injection intrapéritonéale de kétamine et de meine avant de commencer la chirurgie.

Vérifiez l’absence de réflexes de retrait. Soyez prêt à administrer des doses de 10 % de kétamine au besoin pour faire face aux réflexes qui devraient revenir à l’animal pendant la chirurgie. Ensuite, rasez la peau au niveau du site chirurgical, puis placez l’animal sur un coussin chauffant pour terminer les préparations.

Frottez la peau avec de la povidone iodée, drapez l’animal et appliquez une pommade ophtalmique. Assurez-vous également de maintenir l’asepsie en utilisant des instruments stériles. Pour commencer la chirurgie, faites une incision cutanée longitudinale sur la ligne médiane de la tête.

Ensuite, nettoyez le tissu conjonctif pour obtenir une bonne exposition du crâne. Ensuite, à l’aide d’une micro-perceuse à main, placez soigneusement de petits trous de fraise, sept millimètres derrière le bgma et trois millimètres latéralement par rapport à la ligne médiane dans les trous. L’implant visse les électrodes à travers le crâne et à environ 0,5 millimètre dans le cortex.

Implantez ensuite une électrode à vis de référence sur la ligne médiane, à trois millimètres rostral par rapport au bgma si nécessaire. Appliquez du ciment dentaire pour envelopper et fixer les électrodes vissées. Enfin, suturez la peau fermée.

Les électrodes peuvent être laissées exposées afin que la peau n’ait pas besoin d’être rouverte pour chaque enregistrement. Maintenant, administrez rapidement un anti-inflammatoire non stéroïdien ou un AINS, ou un analgésique opioïde avant que l’animal ne se remette de l’anesthésie. Pour finir, traitez la peau avec une pommade antibiotique.

Mettez l’animal dans une cage de récupération avec un coussin chauffant et surveillez-le constamment jusqu’à ce qu’il soit complètement ambulatoire. Ensuite, laissez-le récupérer pendant au moins une semaine. Avant de faire des enregistrements VEP, préparez l’animal pour la chirurgie comme décrit précédemment, et faites une incision cutanée d’un à 1,5 centimètre au-dessus de l’orbite de l’œil, son œil avec de fines ciseaux à iris.

Ouvrez le tissu sous-cutané et accédez à la cavité orbitaire. Puis sous un stéréoscope, ouvrez la conjonctive et la capsule des tendons antérieurs. Ensuite, rétractez les muscles extraoculaires et les glandes lacrymales intra-orbitaires.

Pour exposer environ trois millimètres du nerf optique autour du nerf optique, utilisez une lame ophtalmique pour ouvrir les couches de dure-mère et de matière arachnoïdienne longitudinalement. Insérez ensuite une micro-pipette en verre attachée à une seringue Hamilton dans le nerf, deux millimètres en arrière du globe. Pendant 30 secondes, injectez un bolus de lyine avec un colorant pour terminer la procédure.

Suturez l’incision cutanée. Appliquez une pommade antibiotique pour prévenir l’infection. Déplacez l’animal vers un coussin chauffant et surveillez-le jusqu’à ce qu’il se rétablisse.

Après avoir anesthésié l’animal et préparé la peau comme précédemment, transférez-le dans une pièce sombre. Maintenir sa température corporelle à un demi-degré de 37 degrés Celsius, à l’aide d’un système de couverture homéothème et d’une sonde de température pendant qu’il est surveillé dans l’obscurité. Adaptez l’animal pendant cinq à 30 minutes.

Au bout d’une demi-heure, dilatez les pupilles avec des gouttes oculaires IDE à 1 % tropique. Puis à l’aide de ciseaux et de pinces. Ouvrez la peau sur le crâne et accédez aux deux électrodes à vis NC pré-placées.

Connectez les vis à l’impédancemètre. Mesurez et maintenez ensuite l’impédance de l’électrode en dessous de cinq kilo ohms. Connectez maintenant la vis sur le cortex visuel controlatéral de l’œil stimulé.

Ensuite, insérez une électrode à aiguille dans la queue pour faire surface au sol. Placez maintenant un mini stimulateur ganzfeld calibré sur la peau autour des paupières pour améliorer l’isolation oculaire. Ensuite, délivrez une stimulation photique à l’aide de 100 flashs à un hertz avec un filtre passe-bas à un hertz et le passe-haut de bande.

Filtre à 100 hertz. Une fois terminé, suturez la peau fermée et maintenez l’animal sur un coussin chauffant pour récupérer de l’anesthésie. Il est possible de réaliser des enregistrements répétés de quelques-uns par semaine à un toutes les quelques semaines.

L’intercession, les traces VEP montrent qu’il y a un retard significatif dans la latence N un. Après l’injection du nerf optique, des enregistrements ont été effectués quotidiennement pour démontrer la reproductibilité. Des lésions partielles de démyélinisation du nerf optique ont pu être observées dans des coupes de tissus colorées au luxal fast blue.

Après avoir mesuré le volume de la lésion, une corrélation entre le retard de latence et la taille de la lésion est apparue. Cette technique peut être utilisée pour induire des lésions dans le nerf optique et pour corréler ces lésions avec des changements de VP, elle peut être utilisée comme modèle de démyélinisation focale. Comme la taille de la lésion induite est assez variable, il est important de corréler les changements histologiquement.