Name: Mise en place dun segmentaire fémoral Critical-size Defect modèle chez la souris Stabilisé par Plate ostéosynthèse (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 38 s
Description: Découvrez la création d'un défaut osseux fémoral critique chez la souris stabilisé par ostéosynthèse à plaque. Cette méthode permet d'étudier la régénération osseuse et d'évaluer les capacités de guérison de substituts osseux spécifiques.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs tiennent à remercier Rena Bizios pour ses précieux commentaires sur le manuscrit.

Déclaration d&#39; éthique: Les souris utilisées dans la présente étude ont été traités conformément aux lignes directrices publiées par le Comité européen pour &quot;soin et l&#39; utilisation des animaux de laboratoire&quot; (directive 2010/63 / UE et la Convention européenne STE 123). Le protocole expérimental a été approuvé par le comité d&#39;éthique de la Faculté de médecine Lariboisière Saint-Louis (LCEE LV / 2010-01-04). 1. Les animaux <ol><li> Utilisez des souris athymiques (10 semaines). Utilisez un nombre minimal de 6 souris avec défaut gauche vide comme groupe témoin négatif. </li></ol> 2. échafauds Préparation <ol><li> Syngéniques Graft Préparation <ol><li> Utilisez isogreffe osseuse pour combler le défaut de fournir un groupe de contrôle avec un nombre minimum de 6 animaux. </li><li> Obtenir os isogreffes par la récolte excisées os fémoral de souris appartenant soit à des «défauts laissés vides ou&quot; défauts remplis de corail échafaudage &quot;groupes (eest évite l&#39;utilisation de l&#39; animal supplémentaire pour recueillir isogreffe osseuse) 11. </li><li> Rincer l&#39;os réséqué avec Phosphate Buffered Saline (PBS) et le garder stérile en utilisant humide compresse de gaze. </li></ol></li><li> Coral Échafaudages Préparation <ol><li> Utilisez échafaudage qui sont faits de corail naturel: Acropora sp. cubes exosquelette corail, 3 x 3 x 3 mm en tant que substitut osseux potentiel avec un minimum de 6 animaux. </li><li> Tailler à la main chaque cube de corail à la forme de cylindre (3,5 hauteur; 2 mm de diamètre). </li><li> Stériliser chaque échafaudage par autoclavage (121 ° C pendant 20 min), le laver avec du PBS stérile, et immergé dans un milieu de culture complet (α-MEM) pendant 24 heures avant l&#39;implantation chez la souris. </li></ol></li></ol> 3. Procédures anesthésiques et analgésie <ol><li> Fournir une analgésie préventive, 15 minutes avant l&#39;anesthésie, par injection sous-cutanée de la buprénorphine (0,1 mg / kg de poids corporel de l&#39;animal). </li><li> Appliquer une pommade chez l&#39;animalles yeux pour prévenir la sécheresse toutes les 30 minutes, tandis que les animaux sont sous anesthésie. </li><li> Placez la souris sur un coussin chauffant pour prévenir l&#39;hypothermie. </li><li> Anesthésie et analgésie pendant la procédure chirurgicale <ol><li> Injecter par voie intrapéritonéale d&#39;une solution contenant de la xylazine (8 mg / kg) et de kétamine (100 mg / kg). </li><li> Fournir de l&#39; oxygène par l&#39; intermédiaire d&#39; écoulement par (50 ml / min). </li><li> Confirmer la profondeur adéquate de l&#39; anesthésie par la présence d&#39; une bonne relaxation musculaire et l&#39; absence de réponse de l&#39; animal à un stimulus nocif (par exemple., Ferme pincée d&#39;orteil). </li><li> Injecter par voie sous- cutanée une dose unique de l&#39;enrofloxacine (0,05 mg / kg) en tant que prophylaxie microbiennes. </li></ol></li><li> Analgésie post-opératoire <ol><li> Fournir une analgésie postopératoire par injection sous-cutanée de la buprénorphine (0,1 mg / kg) toutes les 12 h pendant 3 jours consécutifs. </li></ol></li><li> Anesthésie au cours des procédures d&#39; imagerie diagnostique <ol><li> Placez les souris dans un anesthetizing-box, puis induire et maintenir une anesthésie à l&#39;aide d&#39;environ 4% et 2% d&#39;isoflurane dans de l&#39;oxygène, respectivement. </li><li> Confirmer la profondeur adéquate de l&#39;anesthésie par une bonne relaxation musculaire animal et le manque de mouvement. </li></ol></li><li> Conditions de récupération <ol><li> Gardez les souris sur coussin chauffant jusqu&#39;à guérison </li><li> Ne pas laisser un animal sans surveillance jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale après la chirurgie. </li><li> Ne retournez pas un animal qui a subi une intervention chirurgicale à la compagnie d&#39;autres animaux jusqu&#39;à guérison complète. </li></ol></li><li> Conditions post-opératoires <ol><li> Hôte les souris séparément pendant les 3 premiers jours Hôte les souris par 4 dans des cages après jour 3. </li><li> Fournir de l&#39; eau et de la nourriture adaptée ad libitum. Permettre aux souris de poids-ours, sans aucune restriction d&#39;activité pendant la période post-opératoire. </li></ol></li></ol> 4. Intervention chirurgicale:Fémoral segmentaire Defect Modèle 11,12 <ol><li> Après l&#39;anesthésie, placez chaque souris en décubitus ventral avec le membre postérieur gauche en extension. </li><li> Frotter la branche pour la chirurgie aseptique en utilisant 10% de povidone iode pendant 5 min, puis placez un champ stérile sous la branche pour créer une surface stérile (un drap transparent stérile est utilisé afin d&#39;être en mesure de surveiller les mouvements respiratoires pendant la procédure). On prend soin de maintenir la stérilité du champ opératoire pendant l&#39;opération. </li><li> Faire 15 - incision cutanée longitudinale de 17 mm sur la face antérolatérale du fémur, l&#39;extension de l&#39;articulation de la hanche à l&#39;articulation fémoro-tibiale. </li><li> Inciser le fascia lata, diviser le muscle vastus lateralis et muscle biceps fémoral pour exposer toute la longueur de la diaphyse fémorale. Il faut être prudent pour préserver le nerf sciatique caudale et la capsule articulaire distale (figure 1). </li><li> Pour améliorer fémorale diaphyse exposûr, recoupent le muscle fessier et biceps fémoral de la 3 ème trochanter. </li><li> Effectuer une dissection circulaire du fémur au milieu de la diaphyse. </li><li> Appliquer une plaque de titane micro-blocage 6 trous (10 mm de long, 1,5 mm de large, poids: 30 mg) sur le côté fémoral antérieur. NOTE: Les trous de la plaque, qui sont en forme de cône en retrait avec une partie cylindrique, accueillir titane auto-taraudage vis de blocage (2 mm de long, diamètre extérieur de 0,47 mm, poids: 5 mg, avec inférieure de la vis à tête filetée pour permettre le verrouillage au sein le trou de la plaque), qui sont reliés à une tige qui dévisse en position verrouillée. </li><li> Percer le trou le plus proximal de la plaque à l&#39; aide d&#39; un foret de 0,3 mm et soit la puissance du moteur dédié ou la puissance du moteur non dédié fonctionnant à 2500 tours par minute à environ 500 mW 12). </li><li> Insérez la première vis à l&#39; aide d&#39; un tournevis dédié, puis le verrouiller (Figure 2). NOTE: Depuis l&#39;alignement des til plaque est déterminée par application de la première vis, il est important de positionner la plaque parallèle au fémur lors de l&#39;insertion de la vis. </li><li> Percer le trou le plus distal de la plaque de la même façon, insérer et bloquer la vis (Figure 3). </li><li> Insérez, mais ne pas de verrou, les deux autres vis extérieures. </li><li> Placez le fil de l&#39;0,22 mm Gigli a vu de près autour de l&#39;os dans une orientation médio-latérale, puis l&#39; insérer dans les fentes du gabarit (Figure 4). </li><li> Insérer le gabarit dédié sur la tige des deux vis et l&#39; appliquer au- dessus de la plaque (figure 5). </li><li> Effectuer une ostéotomie fémorale de 3,5 mm de long mi-diaphysaire en utilisant la scie de Gigli sous irrigation (en utilisant une solution saline isotonique stérile) pour éviter la nécrose thermique. Avez-assistant du chirurgien prendre le gabarit. Avoir le chirurgien applique une tension constante et régulière. Veillez à ne pas emmêler le fil de scie et d&#39;utiliser les moyens des deux tiers du fil. Évitez exmouvement de processus afin d&#39;obtenir une coupe osseuse droite (figure 6). </li><li> Après l&#39;ostéotomie, retirez la scie de Gigli. Pour éviter d&#39;endommager les tissus mous, couper la scie de fil près de l&#39;os d&#39;un côté. </li><li> Retirez le gabarit et verrouiller les deux dernières vis (figure 7). </li><li> Soit laisser le défaut segmentaire vide ou chirurgicalement le remplir en mettant des matériaux à tester à l&#39;intérieur du défaut. </li><li> Abondamment rincer le champ opératoire avec une solution saline isotonique stérile. </li><li> Placez le muscle vastus lateralis librement sur la plaque. Fermez le fascia et les avions sous-cutané en utilisant un motif de suture continue simple et 5.0 glycomère 631 suture; fermer la peau avec un motif de suture interrompue simple à l&#39;aide 4.0 glycomère 631 suture. Alternativement, il est également possible de fermer la peau à l&#39;aide de la colle de peau. </li></ol> 5. Les évaluations in vivo de régénération osseuse <ol><li> Avec les souris sous anesthésie, effectuer radiographiqueévaluations de manière longitudinale en utilisant les deux rayons X classiques (26 kV, 10 sec; 2X grossissement; résolution spatiale de 20 lignes / mm) et haute résolution micro-tomographie par ordinateur (μCT). </li><li> Pour l&#39; analyse μCT, d&#39; acquérir des images à une résolution de 36 um (50 kV et 478 mA, à 40 msec de temps d&#39;exposition, en utilisant un filtre de 0,5 mm d&#39;aluminium, l&#39; étape de rotation de 0,7 ° et la rotation tomographique de 180 °). Analyser les images à l&#39;aide du logiciel résident. </li></ol> 6. Ex évaluations in vivo de régénération osseuse <ol><li> Dix semaines après la chirurgie, induire une anesthésie à l&#39;isoflurane dans de l&#39;oxygène, puis sacrifiez la souris par injection intrapéritonéale d&#39;une dose excessive d&#39;un barbiturique (1 ml de pentobarbital). </li><li> Exciser les os fémoral, retirer superposant tissu musculaire, et fixer les échantillons d&#39;os dans 4% de paraformaldehyde (pH 7,4) pendant quatre jours. </li><li> Retirer la plaque et les vis de chaque échantillon d&#39;os excisés après paraformaldehyde FIXAtion. </li><li> Analyse ex vivo u CT <ol><li> Placez chaque os excisés et fixés dans des tubes en polyéthylène remplis de 75% d&#39; alcool et analyser à l&#39;aide ex vivo μCT. </li><li> Acquérir des images à 80 kV et 100 pA (temps d&#39;exposition de 1,000 msec, d&#39; aluminium 0,5 filtre et 4 um de taille de pixel appareil photo (2400 x 4000 avec une taille de voxel de 7 um), quatre images moyennes pour chaque incrément de rotation de 0,9 °. </li><li> Reconstruire des images à trois dimensions (taille de voxel moyenne de 13 pm) en utilisant une rétroprojection filtrée Hamming avec le logiciel résidant. </li><li> Pour l&#39;analyse quantitative de la formation osseuse, utiliser un logiciel résident pour obtenir le volume des tissus minéralisés (seuil inférieur gris de 45 indices de niveaux de gris et gris seuil supérieur de 240 indices en niveaux de gris) dans une région déterminée et cohérente d&#39;intérêt correspondant au défaut. </li><li> Effectuer des analyses de la même manière pour chaque souris avec le même region d&#39;intérêt. </li><li> Utilisez le test d&#39;une manière analyse (intervalle de confiance - à 95% et le niveau significatif à p &lt;0,05) pour comparer le taux de syndicalisation des os et le volume des tissus minéralisés dans la région d&#39;intérêt entre les groupes. </li></ol></li><li> L&#39; analyse histologique <ol><li> Intégrer chaque excisée et fixé os fémoral en résine de méthacrylate de méthyle et le traiter pour l&#39;histologie décalcifié. </li><li> Couper chaque échantillon d&#39;os de la longueur en section épaisse (200 um) en utilisant une scie circulaire de diamant refroidi à l&#39;eau. </li><li> Broyer chaque section de l&#39;échantillon d&#39;os jusqu&#39;à une épaisseur de 100 um, polir, et tacher à l&#39;aide STEVENEL taches de picrofuchsin bleu et van Gieson. NOTE: Après coloration, les cellules apparaissent en bleu, l&#39;os en rose, et le corail en brun en microscopie optique. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Auer, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refining+animal+models+in+fracture+research%3A+seeking+consensus+in+optimising+both+animal+welfare+and+scientific+validity+for+appropriate+biomedical+use%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskelet+Disord%22%5BJournal%5D)">Refining animal models in fracture research: seeking consensus in optimising both animal welfare and scientific validity for appropriate biomedical use.</a> BMC Musculoskelet Disord. 8 (72), (2007).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+bone+healing+models%3A+standards%2C+tips%2C+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li>
<li>Horner, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+bone+defect+models+for+tissue+engineering+applications%3A+criteria+for+choice%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng.+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Long bone defect models for tissue engineering applications: criteria for choice.</a> Tissue Eng. Part B Rev. 16 (2), 263-271 (2010).</li>
<li>Srouji, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+tissue+engineering+applications%3A+femoral+critical+size+defect+in+immunodeficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng.+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">A model for tissue engineering applications: femoral critical size defect in immunodeficient mice.</a> Tissue Eng. Part C Methods. 17 (5), 597-606 (2011).</li>
<li>Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+intramembranous+ossification+during+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">A model for intramembranous ossification during fracture healing.</a> J Orthop Res. 20 (5), 1091-1098 (2002).</li>
<li>Harris, J. S., Bemenderfer, T. B., Wessel, A. R., Kacena, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+mouse+critical+size+defect+models+in+weight+bearing+bones%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">A review of mouse critical size defect models in weight bearing bones.</a> Bone. 55 (1), 241-247 (2013).</li>
<li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+LockingMouseNail--a+new+implant+for+standardized+stable+osteosynthesis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">The LockingMouseNail--a new implant for standardized stable osteosynthesis in mice.</a> J. Surg. Res. 169 (2), 220-226 (2011).</li>
<li>Garcia, P., Histing, T., Holstein, J. H., Pohlemann, T., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+non-union+models+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Femoral non-union models in the mouse.</a> Injury. 41 (10), 1093-1094 (2010).</li>
<li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+reliable+non-union+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">Development of a reliable non-union model in mice.</a> J. Surg. Res. 147 (1), 84-91 (2008).</li>
<li>Viateau, V., Logeart-Avramoglou, D., Guillemin, G., Petite, H. Animal Models for bone tisue enginering purposes. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aViateau%2C+V+%22Sourcebook+of+models+for+biomedical+research%22">Sourcebook of models for biomedical research</a>. Conn, P. M. , Humana Press. 725-738 (2008).</li>
<li>Manassero, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+murine+femoral+segmental+critical-sized+defect+model+stabilized+by+plate+osteosynthesis+for+bone+tissue+engineering+purposes%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng.+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel murine femoral segmental critical-sized defect model stabilized by plate osteosynthesis for bone tissue engineering purposes.</a> Tissue Eng. Part C Methods. 19 (4), 271-280 (2013).</li>
<li>Matthys, R., Perren, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Internal+fixator+for+use+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Internal fixator for use in the mouse.</a> Injury. 40 Suppl 4, S103-S109 (2009).</li>
<li>Becquart, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemia+is+the+prime+but+not+the+only+cause+of+human+multipotent+stromal+cell+death+in+tissue-engineered+constructs+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng.+Part+A%22%5BJournal%5D)">Ischemia is the prime but not the only cause of human multipotent stromal cell death in tissue-engineered constructs in vivo.</a> Tissue Eng. Part A. 18 (19-20), 2084-2094 (2012).</li>
<li>Deschepper, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proangiogenic+and+prosurvival+functions+of+glucose+in+human+mesenchymal+stem+cells+upon+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Proangiogenic and prosurvival functions of glucose in human mesenchymal stem cells upon transplantation.</a> Stem Cells. 31 (3), 526-535 (2013).</li>
<li>Oetgen, M. E., Merrell, G. A., Troiano, N. W., Horowitz, M. C., Kacena, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+femoral+non-union+model+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Development of a femoral non-union model in the mouse.</a> Injury. 39 (10), 1119-1126 (2008).</li>
<li>Liu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+femoral+segmental+defect+model+for+bone+tissue+engineering+using+a+novel+rigid+internal+fixation+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">A murine femoral segmental defect model for bone tissue engineering using a novel rigid internal fixation system.</a> J Surg Res. 183 (2), 493-502 (2013).</li>
<li>Zwingenberger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+a+femoral+critical-size+bone+defect+model+in+immunodeficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Establishment of a femoral critical-size bone defect model in immunodeficient mice.</a> J Surg Res. 181 (1), e7-e14 (2013).</li>
<li>Cheung, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> J. Orthop Res. 21 (4), 685-690 (2003).</li>
<li>Claes, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperhomocysteinemia+is+associated+with+impaired+fracture+healing+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Calcif.+Tissue+Int%22%5BJournal%5D)">Hyperhomocysteinemia is associated with impaired fracture healing in mice.</a> Calcif. Tissue Int. 85 (1), 17-21 (2009).</li>
<li>Drosse, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+a+femoral+critical+size+defect+model+for+orthotopic+evaluation+of+bone+healing%3A+a+biomechanical%2C+veterinary+and+trauma+surgical+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng.+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">Validation of a femoral critical size defect model for orthotopic evaluation of bone healing: a biomechanical, veterinary and trauma surgical perspective.</a> Tissue Eng. Part C Methods. 14 (1), 79-88 (2008).</li>
<li>Holstein, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+the+establishment+of+defined+mouse+models+for+the+study+of+fracture+healing+and+bone+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Orthop.+Trauma%22%5BJournal%5D)">Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration.</a> J. Orthop. Trauma. 23 (5 Suppl), S31-S38 (2009).</li>
<li>Johnson, K. D., August, A., Sciadini, M. F., Smith, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+ground+cortical+autograft+as+a+bone+graft+material+in+a+new+canine+bilateral+segmental+long+bone+defect+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Orthop.+Trauma%22%5BJournal%5D)">Evaluation of ground cortical autograft as a bone graft material in a new canine bilateral segmental long bone defect model.</a> J. Orthop. Trauma. 10 (1), 28-36 (1996).</li>
<li>Meinig, R. P., Buesing, C. M., Helm, J., Gogolewski, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+diaphyseal+bone+defects+using+resorbable+poly%28L%2FDL-lactide%29+and+poly%28D-lactide%29+membranes+in+the+Yucatan+pig+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Orthop.+Trauma%22%5BJournal%5D)">Regeneration of diaphyseal bone defects using resorbable poly(L/DL-lactide) and poly(D-lactide) membranes in the Yucatan pig model.</a> J. Orthop. Trauma. 11 (8), 551-558 (1997).</li>
<li>Wu, J. J., Shyr, H. S., Chao, E. Y., Kelly, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+osteotomy+healing+under+external+fixation+devices+with+different+stiffness+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bone+Joint+Surg.+Am%22%5BJournal%5D)">Comparison of osteotomy healing under external fixation devices with different stiffness characteristics.</a> J. Bone Joint Surg. Am. 66 (8), 1258-1264 (1984).</li>
<li>Xing, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+a+bilateral+femoral+large+segmental+bone+defect+mouse+model+potentially+applicable+to+basic+research+in+bone+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">Establishment of a bilateral femoral large segmental bone defect mouse model potentially applicable to basic research in bone tissue engineering.</a> J. Surg. Res. 192 (2), 454-463 (2014).</li>
<li>Manassero, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Survival+and+Osteogenic+Ability+of+Human+Mesenchymal+Stem+Cells+in+Orthotopic+and+Ectopic+Sites+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng.+Part+A%22%5BJournal%5D)">Comparison of Survival and Osteogenic Ability of Human Mesenchymal Stem Cells in Orthotopic and Ectopic Sites in Mice.</a> Tissue Eng. Part A. 22 (5-6), 534-544 (2016).</li>
<li>Bos, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Degradation+of+and+tissue+reaction+to+biodegradable+poly%28L-lactide%29+for+use+as+internal+fixation+of+fractures%3A+a+study+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Degradation of and tissue reaction to biodegradable poly(L-lactide) for use as internal fixation of fractures: a study in rats.</a> Biomaterials. 12 (1), 32-36 (1991).</li>
<li>Oest, M. E., Dupont, K. M., Kong, H. J., Mooney, D. J., Guldberg, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+assessment+of+scaffold+and+growth+factor-mediated+repair+of+critically+sized+bone+defects%5BTitle%5D)+AND+%22J.Orthop.+Res%22%5BJournal%5D)">Quantitative assessment of scaffold and growth factor-mediated repair of critically sized bone defects.</a> J.Orthop. Res. 25 (7), 941-950 (2007).</li>
<li>Pihlajamaki, H., Bostman, O., Tynninen, O., Laitinen, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+tissue+response+to+bioabsorbable+poly-L-lactide+and+metallic+screws%3A+an+experimental+study%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Long-term tissue response to bioabsorbable poly-L-lactide and metallic screws: an experimental study.</a> Bone. 39 (4), 932-937 (2006).</li>
<li>Rai, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+of+platelet-rich+plasma+with+polycaprolactone-tricalcium+phosphate+scaffolds+for+segmental+bone+defect+repair%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Mater+Res.+A%22%5BJournal%5D)">Combination of platelet-rich plasma with polycaprolactone-tricalcium phosphate scaffolds for segmental bone defect repair.</a> J. Biomed. Mater Res. A. 81 (4), 888-899 (2007).</li>
<li>Komlev, V. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+in+vivo+bone+deposition+by+bone+marrow+stromal+cells+into+porous+calcium+phosphate+scaffolds%3A+an+X-ray+computed+microtomography+study%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Kinetics of in vivo bone deposition by bone marrow stromal cells into porous calcium phosphate scaffolds: an X-ray computed microtomography study.</a> Tissue Eng. 12 (12), 3449-3458 (2006).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun intérêt financier concurrents.

Implantation ectopique de matériaux et dispositif chez des souris orthopédiques liées est généralement effectuée pour évaluer l&#39;os formant des capacités des diverses échafauds 13,14. Des différences importantes existent cependant entre les modèles ectopiques et orthotopique, y compris les facteurs de signalisation ostéogénique indigènes et les interactions paracrines avec les cellules osseuses formant hôtes. La présente étude établit un reproductible grand segmentaire murin, critique taille défaut fémoral (3,5 mm, environ 20-25% de la longueur du fémur). Compte tenu de la taille d&#39;un tel défaut et la stabilité fournie par la plaque ostéosynthèse résultante, ce modèle imite l&#39;os atrophique non-union cliniquement rencontré. La période post-opératoire choisi dans la présente étude, est en ligne avec les souris modèles non syndiqués décrits précédemment, montrant un manque de guérison adéquate après 8 à 12 semaines 4,9,15,16. Plus important encore, reproduet stable ostéosynthèse cible, ainsi que la stabilité des substituts osseux implantés ont été obtenus sans morbidité et une mortalité de 1,2 à l&#39;utilisation à la fois la plaque de verrouillage et un dispositif de serrage pour effectuer l&#39;ostéotomie. Ce résultat contraste également les résultats rapportés lorsque l&#39;un fixateur externe ou d&#39; un clou intramédullaire ont été utilisés 4,5,17-24. Pour les fixateurs externes inconvénients potentiels comprennent: la variabilité de la rigidité, les infections des voies broches, desserrant des broches, des potentiels de blessures dues aux broches et le poids des matériaux (4 à 20% du poids du corps de la souris). Pour le clou intramédullaire inconvénients potentiels incluent: le remplissage de la cavité médullaire avec l&#39;ongle et des lésions iatrogènes des surfaces articulaires. D&#39; autres segments de souris, la taille critique des défauts fémorale stabilisée par une plaque d&#39; ostéosynthèse ont été décrits par défaut osseux créé par une bavure et allant de 1,5 à 2 mm de long 16,25. In the modèle actuel, l&#39;utilisation d&#39;un gabarit et un fil de scie a permis une précision de 3,5 mm de long ostectomie sans muscles importants traumatismes. Cependant, pour réussir dans l&#39;accomplissement de la procédure il faut prendre en considération plusieurs points clés: Ne pas utiliser petite souris (souris Nude soit avec un poids de moins de 25 g ou de l&#39;âge de moins de 8 semaines), sinon la plaque devrait être trop long. Lorsque vous approchez de l&#39;os fémoral, prendre soin de préserver à la fois le nerf sciatique caudale et la capsule articulaire distale. Appliquer la plaque sur le côté antérieur de l&#39;os fémoral et depuis l&#39;alignement de la plaque est déterminée par application de cette première vis, prendre soin de positionner la plaque parallèle au fémur lors de l&#39;insertion de cette première vis. Avant de faire le ostectomie, prendre soin d&#39;effectuer une dissection circulaire du fémur au milieu de la diaphyse pour éviter un traumatisme musculaire. Lors de l&#39;exécution de la ostectomie, l&#39;assistant du chirurgien doit tenir fermement le guide et le surgeon doit être prudent (i) de ne pas emmêler le fil de scie, (ii) d&#39;utiliser les moyens des deux tiers du fil tout en appliquant une tension constante et régulière, et (iii) afin d&#39;éviter un mouvement excessif pour obtenir une coupe osseuse droite. la cicatrisation osseuse est possible dans le présent modèle pourvu d&#39;une greffe osseuse est utilisée. En outre, ce modèle permet d&#39;autres études sur les mécanismes impliqués dans les stratégies de remplacement des os lorsque soit des greffes d&#39;origine humaine ou des cellules sont utilisées dans un grand, segmentaire, défaut osseux bien standardisé. En outre, conformément aux tendances actuelles exigeant le raffinement et la réduction de l&#39; utilisation des animaux dans la recherche liée à l&#39; orthopédie, ce modèle peut être utilisé en conjonction avec des techniques d&#39;imagerie in vivo telles que la bioluminescence. Ces techniques non invasives permettent de suivre à la fois la survie des cellules implantées et la guérison des tissus sans exiger le sacrifice d&#39;animaux 26. Les principales limites du modèle actuel sont à la foisles conditions portantes et le volume du défaut osseux créé, car ils ne miment pas complètement celles rencontrées cliniquement chez les humains. Autres limites du modèle sont (i) la radio-opacité de la plaque qui peut nécessiter l&#39; enlèvement de la plaque avant ex vivo μCT analyse et peut compliquer l&#39; interprétation des résultats longitudinaux d&#39;examen radiographique et, (ii) l&#39;incapacité de moduler la rigidité de plaque peut être un paramètre clé mécanique dans la formation osseuse 27-30. Il faut garder à l&#39;esprit également, lors de l&#39;utilisation soit isogreffe osseuse ou d&#39;autres échafauds contenant un composant minéral (en particulier le carbonate de calcium), que certains biais sont introduits dans le processus de segmentation de l&#39;analyse micro-CT, parce que la densité osseuse nouvellement formée en partie recouverte par soit la densité de isogreffe ou de la densité de l&#39;échafaudage. Pour cette raison, le volume osseux obtenir par l&#39;analyse micro-CT refléter principalement le volume des tissus minéralisés (os nouvellement formé, plussubstitut osseux) 11,26,31.

Massive défauts osseux diaphysaires sont un grand défi pour le chirurgien orthopédiste. remplacement d&#39;os avec greffe osseuse autologue, actuellement considéré comme le traitement de l&#39;étalon-or, est en quantité limitée et est associée à une morbidité liées à la récolte. Pour toutes ces raisons, les constructions osseuses de l&#39;ingénierie tissulaire combinant des cellules souches mésenchymateuses de moelle osseuse avec échafauds ostéoconducteur ont été explorés comme une alternative pour les autogreffes dans la chirurgie orthopédique. À ce jour, la plupart des études ont été réalisées dans des modèles animaux cliniquement pertinents , tels que les chiens, les porcs et les moutons 1-3, mais l&#39; évaluation préliminaire de ces constructions dans orthotopique, segmentaire, critique de taille os défauts dans les modèles de petits animaux (comme souris) pourrait avoir plusieurs avantages: (i) de faibles charges, (ii) un grand nombre d&#39;animaux peuvent être utilisés; (Iii) contrairement aux grands modèles animaux, l&#39;homogénéité des souches de souris limite les variations individuelles de la résorption d&#39;un échafaudagee formation de l&#39;os et; (Iv) le plus important, la disponibilité d&#39;anticorps spécifiques et les animaux de gènes ciblés permettre l&#39;évaluation des processus biologiques impliqués dans la cicatrisation osseuse. Last but not least, l&#39;utilisation de souches immunodéficientes de souris permet également des études en utilisant soit des greffes ou des cellules d&#39;origine humaine sans réponses immunitaires indésirables chez les souris. Malgré les avantages mentionnés ci-dessus, les modèles de défauts osseux diaphysaires massives chez la souris sont rares. La plupart de ces modèles utilisent fixation d&#39;os d&#39;une broche intramédullaire qui remplit la cavité de la moelle osseuse (limitant ainsi le volume du matériau à tester) et empêche également la reproductibilité en ne fournissant pas la stabilité en rotation et axial 2,4-7. Les objectifs de l&#39;étude sont (i) mimant une situation de non-union osseuse clinique, pour décrire un, critique de taille reproductible, segmentaire, modèle de défaut fémorale chez la souris, qui est stabilisée par précis et reproductible blocage plaque osteosynthesis qui fournit un environnement biomécanique très stable 8-10; (Ii) pour illustrer le présent modèle avec deux substituts osseux potentiels et de décrire les analyses formation d&#39;os qui pourraient être utilisés.

<table><tbody><tr><td>&alpha ;-MEM , Minimum Essential Medium Eagle</td><td>Sigma-Aldrich, France</td><td>M4526</td><td>500 ml&nbsp ;</td></tr><tr><td>Acropora sp. cubes d’exosquelette de corail, Biocoral&reg ;</td><td>Biocoral&reg ;, Inoteb, France</td><td></td><td>3 cubes de 3 x 3 mm, autoclave (121 &deg ; C pour 20 min) stérilisation</td></tr><tr><td>Buprénorphine, Buprecare&reg ;</td><td>Axience, Pantin, France</td><td></td><td>0,3 mg/ml</td></tr><tr><td>Xylazine, Rompun&reg ; 2 %</td><td>Bayer HealthCare, Puteaux, France</td><td>20 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine, Kétamine 500&reg ;</td><td>Virbac, Carros, France</td><td></td><td>50 mg/ml</td></tr><tr><td>Isoflurane, For&egrave ; ne&reg ;</td><td>Abbott, Arcueil, France</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Enrofloxacine, Baytril&reg ; 5 %</td><td>Bayer HealthCare, Puteaux, France</td><td>50 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital, Dolethal&reg ;</td><td>V&eacute ; toquinol, Lure, France</td><td></td><td>182,2 mg/ml</td></tr><tr><td>Boîte anesthésique</td><td>Ugo Basile, Gemonio, Italie</td><td>7900/10</td><td></td></tr><tr><td>Champ stérile transparent en plastique, BusterOpCover 30 x 45 cm</td><td>Buster, Coveto, Montagu, France</td><td>613867</td><td></td></tr><tr><td>10 % povidone iodée, V&eacute ; t&eacute ; dîner&reg ; La solution</td><td>V&eacute ; toquinol, Leurre, France</td><td></td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Plaque micro-verrouillable en titane, MouseFix Plate XL</td><td>RISystem AG, Davos, Suisse, http://www.risystem.com/</td> <td>RIS.401.120</td><td>6 trous, 10 mm de long et 1,5 mm de large, autoclave (121 &deg ; C pour 20 min) stérilisation ou stérilisation à froid (oxyde d’éthylène)</td></tr><tr><td>Mèche 0,3 mm, Mèche 0,30 mm</td><td>RISystem AG, Davos, Suisse, http://www.risystem.com/</td> <td>RIS.592.200</td><td>autoclave (121 &deg ; C pour 20 min) stérilisation ou stérilisation à froid (oxyde d’éthylène)</td></tr><tr><td>Puissance du moteur</td><td>RISystem AG, Davos, Suisse, http://www.risystem.com/</td> <td>AccuPen</td><td>Stérilisation à froid (oxyde d’éthylène)</td></tr><tr><td>Tournevis, Handrill</td><td>RISystem AG, Davos, Suisse, http://www.risystem.com/</td> <td>RIS.390.130</td><td>autoclave (121 &deg ; C pour 20 min) stérilisation ou stérilisation à froid (oxyde d’éthylène)</td></tr><tr><td>Vis de blocage autotaraudeuses, vis MouseFix 2 mm</td><td>RISystem AG, Davos, Suisse, http://www.risystem.com/</td> <td>RIS.401.100</td> 2 <td>mm de long, 0,47 mm de diamètre extérieur et 0,34 mm de diamètre de noyau, autoclave (121 &deg ; C pour 20 min) stérilisation ou stérilisation à froid (oxyde d’éthylène)</td></tr><tr><td>Gabarit, guide de perceuse et de scie MouseFix XL</td><td>RISystem AG, Davos, Suisse, http://www.risystem.com/</td> <td>RIS.301.103</td><td>3,5 mm entre les fentes, autoclave (121 &deg ; C pour 20 min) stérilisation ou stérilisation à froid (oxyde d’éthylène)</td></tr><tr><td>Scies Gigli 0,22 mm (scies 0,22 mm)</td><td>RISystem AG, Davos, Suisse</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5.0 glycomère 631, Biosyn</td><td>Covidien, V&eacute ; toquinol, Lure, France</td><td></td><td>Aiguille Tapper-cut</td></tr><tr><td>4.0 glycomère 631, Biosyn</td><td>Covidien, V&eacute ; toquinol, Leurre, France</td><td></td><td>Radiographie à l’aiguille Tapper</td></tr><tr><td>, MX20</td><td>Faxitron X-ray Corp, Edimex, Le Plessis Grammorie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>In vivo microtomographie haute résolution, Skyscan 1176</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgique</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ex vivo microtomographie haute résolution, Skyscan 1172</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgique</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Logiciel résident : Nrecon (v1.6.9) / Ctan (v.1.14.4)</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgique</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

mise en place d&#39;un segmentaire fémoral critical-size defect modèle chez la souris stabilisé par plate ostéosynthèse

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

L’utilisation de constructions osseuses issues de l’ingénierie tissulaire est une stratégie attrayante pour surmonter les inconvénients des autogreffes pour le traitement des défauts osseux massifs. En tant qu’organisme modèle, la souris a déjà été largement utilisée dans la recherche sur les os. Les modèles de défauts osseux diaphysaires de grande taille chez la souris, cependant, sont rares et utilisent souvent une fixation osseuse qui remplit la cavité de la moelle osseuse et n’offre pas une stabilité mécanique optimale. Les objectifs de la présente étude étaient de développer une anomalie fémorale segmentaire de taille critique chez des souris nues. Une ostectomie fémorale diaphysaire médiane de 3,5 mm (environ 25 % de la longueur du fémur) a été réalisée à l’aide d’un gabarit dédié et a été stabilisée à l’aide d’une plaque de verrouillage située à l’avant et de 4 vis de verrouillage. Le défaut osseux a ensuite été soit laissé vide, soit rempli d’un substitut osseux (greffe osseuse syngénique ou échafaudage corallin). La cicatrisation osseuse a été surveillée de manière non invasive à l’aide de la radiographie et de la micro-tomodensitométrie in vivo, puis a été évaluée par micro-tomodensitométrie ex vivo et histologie non décalcifiée après un sacrifice d’animal, 10 semaines après l’opération. La récupération de toutes les souris a été excellente, une mise en charge complète a été observée dans la journée suivant l’intervention chirurgicale. De plus, une fixation osseuse stable et une fixation cohérente des matériaux implantés ont été obtenues chez tous les animaux testés tout au long de l’étude. Lorsque les défauts osseux étaient laissés vides, une non-consolidation était systématiquement obtenue. En revanche, lorsque les défauts osseux étaient comblés par des greffes osseuses syngéniques, l’union osseuse était toujours observée. Lorsque les défauts osseux ont été remplis d’échafaudages corallins, de l’os nouvellement formé a été observé à l’interface entre les bords de la résection osseuse et l’échafaudage, ainsi qu’à une courte distance à l’intérieur de l’échafaudage. 
Le présent modèle décrit une anomalie fémorale de taille critique reproductible stabilisée par ostéosynthèse sur plaque avec une faible morbidité chez la souris. Le nouveau modèle de défaut osseux segmentaire porteur pourrait être utile pour étudier les mécanismes sous-jacents de la régénération osseuse pertinents pour les applications orthopédiques.

Les interventions chirurgicales mentionnées ci-dessus ont duré entre 45 et 60 min. Ostectomy et ostéosynthèse étaient faciles à réaliser avec l&#39;aide de l&#39;assistant d&#39;un chirurgien, mais sans utiliser le système grossissant. Pas de complications peropératoires ont eu lieu. Dans une étude préliminaire sur 18 souris 11, radiographies post - opératoires ont fourni des preuves que la longueur du défaut osseux (3,43 ± 0,12 mm) et le positionnement de la plaque (distance entre la cavité articulaire étouffer et la partie distale de la plaque = 2,65 ± 0,56 mm) étaient reproductibles. Le taux de mortalité liée à l&#39;anesthésie était d&#39;environ 5%. La récupération fonctionnelle du membre opéré a été excellent dans tous les animaux et de poids-roulement complète a été observée dans un jour après la chirurgie (animée Figure 1). Le poids de l&#39;ostéosynthèse (plaque et des vis) utilisé dans la present étude était d&#39;environ 0,1% du poids corporel de la souris. Aucune complication postopératoire (par exemple, infection de la plaie, échec implant, l&#39; os migration de greffe, etc.) se sont produites. Pas automutilation ou de blessures causés par compagnons de cage ont eu lieu. Lorsque les défauts osseux chirurgicalement induites ont été laissées vides, aucune formation osseuse significative n&#39;a été observée avec l&#39;os cohérente non-union. Par contre, lorsque les défauts ont été remplis avec soit une isogreffe ou un échafaudage de corail, os nouvellement formé étendant à partir de l&#39;extrémité proximale et distale des bords de l&#39;os a été observée. En outre, alors que la formation osseuse a permis le rétablissement de la continuité de l&#39; os dans la plupart des défauts traités avec isogreffes (figure 8), il a été observé que l&#39; intérieur de l&#39;échafaudage de corail dans les défauts remplis avec ce matériau. En fait, aucun osseuse n&#39;a été observée à une distance supérieure à 1 mm des bords osseux. Absence de cartilage dans toutes les analyses histologiques résultats fournis preuve de lala stabilité de l&#39;ostéosynthèse obtenue (figure 9, figure 10). Radiographies et microCT analyses ont fourni des preuves que l&#39;union des os ne se produit pas chez un animal du groupe de défauts gauche vide, 10 semaines après l&#39;implantation. Le volume de tissu minéralisé évaluée par des analyses de microCT était de 0,8 ± 0,3 mm 3 et est représentatif de l&#39;os nouvellement formé. Dans les groupes d&#39;échafaudage isogreffe et de corail, l&#39;union des os a été obtenu en 4 et 4 animaux respectivement. Le volume de tissu minéralisé évaluée par des analyses de microCT était de 4,4 ± 0,9 mm et 3 8,9 ± 0,7 mm 3. Dans ces groupes, cependant, parce que le isogreffe et l&#39;échafaud de corail contenaient des minéraux, une nouvelle formation osseuse ne pouvait pas être vraiment distingué du matériau implanté restant (isogreffe ou échafaudage corail). Tant le taux d&#39;union de bon et le volume de tissu minéralisé obtenu à partir du groupe isogreffe etdans le groupe de squelette de corail étaient significativement (p &lt;0,001) plus élevées que celles obtenues dans le groupe de défauts gauche vide. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig1.jpg" /> Figure 1:. Exposition chirurgicale pour la création de l&#39;fémoral segmentaire Defect A 15 - 17 mm incision cutanée longitudinale, allant de l&#39;articulation de la hanche à l&#39;articulation fémoro - tibiale, a été faite sur la face antérolatérale du fémur. Le fascia lata est incisé; le muscle vastus lateralis et muscle biceps fémoral ont été divisés pour exposer toute la longueur de la diaphyse fémorale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig2.jpg" /> Figure 2: PlatePositionnement et proximal vis Placement. La plaque a été appliquée sur le côté fémoral antérieur. Le trou le plus proximal de la plaque a été foré; la première vis a été insérée et, puis, verrouillé. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig2large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig3.jpg" /> Figure 3:. Distal vis Placement Le trou le plus distal de la plaque a été foré et la vis a été insérée et verrouillée. (Reproduit avec la permission de Tissue Eng Partie C, 2013, 19 (4), 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig3large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig4.jpg" /> Figure 4: </strong&gt; Gigli Saw positionnement. Les deux autres vis extérieures ont été insérées mais non verrouillées et le fil des 0,22 mm scies Gigli était liée étroitement autour de l&#39;os dans une orientation médio-latérale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig4large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig5.jpg" /> Figure 5: Jig Positionnement Le gabarit a été inséré sur la tige des deux dernières vis et appliquée dessus de la plaque et le fil de la scie a ensuite été inséré dans les fentes du gabarit.. (Reproduit avec la permission de Tissue Eng Partie C, 2013, 19 (4), 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig5large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt= &quot;Figure 6&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 52940 / 52940fig6.jpg&quot; /&gt; Figure 6:. Ostectomy Ostectomy a été effectuée et la scie Gigli a été retirée. (Reproduit avec la permission de Tissue Eng Partie C, 2013, 19 (4), 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig6large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig7.jpg" /> Figure 7:. Vis de verrouillage intérieures Le gabarit a été retiré et les deux dernières vis verrouillée. Les défauts segmentaires étaient alors soit vide ou rempli gauche avec les matériaux testés. (Reproduit avec la permission de Tissue Eng Partie C, 2013, 19 (4), 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig7large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img al<html> t = &quot;Figure 8&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 52940 / 52940fig8.jpg&quot; /&gt; Figure 8: Représentant postopératoires Radiographies et sagittale μCT reconstruction de l&#39;os fémoral de souris de l&#39; os fémoral avec le défaut respectif soit gauche vide (AE), ou rempli de greffe massive osseuse syngénique (FJ), ou rempli d&#39;énormes échafaudages de corail Acropora (KO. ); immédiatement après la chirurgie (A, F, K), 4 semaines après la chirurgie (B, G, L), 6 semaines après l&#39; intervention chirurgicale (C, H, M) et 10 semaines après l&#39; intervention chirurgicale (D, E, I, J, N , O) (plaque longueur = 10 mm). (Reproduit avec la permission de Tissue Eng Partie C, 2013, 19 (4), 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig8large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> fichiers / ftp_upload / 52940 / 52940fig9.jpg &quot;/&gt; . Figure 9: Représentant Radiographie, μCT Reconstruction et histologie d&#39;un Defect Rempli avec le Coral Échafaudages Testé dans la présente étude Un grand montant de l&#39; os nouvellement formé a été observé en entre les bords osseux environnants et l&#39;échafaud de corail; en revanche, petit os était présent à l&#39;intérieur de l&#39;échafaud. Taches: Stevenel bleu et von Gieson picrofuchsin. Dans ces conditions, les os, les cellules, et de corail colorés en rouge, bleu et brun, respectivement. Barre d&#39;échelle = 500 um. ACS = Acropora d&#39;échafaudage corail; BN = os. (Reproduit avec la permission de Tissue Eng Partie C, 2013, 19 (4), 271-280) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig9large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 10" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig10.jpg" /> Figure 10: repré<html> repré- histologie d&#39;un Defect Gauche Empty (A), Rempli de Massive syngéniques de greffe osseuse (B), et Rempli Coral Échafaudages (C). Dans le défaut reste vide, l&#39; arrondi de l&#39;osseuse bords avec le remplissage du canal médullaire et de tissu fibreux abondant profond dans le défaut ont été observées. Dans le défaut rempli de greffe osseuse syngénique massif, la continuité osseuse a été observée entre le greffon osseux et les bords environnants; la moelle osseuse était présent dans toute la cavité originale. Dans le défaut rempli de corail échafaud, l&#39;os nouvellement formé a été observée entre les bords osseux environnants et l&#39;échafaud de corail, mais petit os était présent à l&#39;intérieur de l&#39;échafaud. Taches: Stevenel bleu et von Gieson picrofuchsin. Dans ces conditions, les os, les cellules, et de corail colorés en rouge, bleu et brun, respectivement. Barre d&#39;échelle = 500 mm. ACS, échafaudage corail; BN, os; BM, la moelle osseuse; FT, le tissu fibreux. (Reproduit avec la permission de Tissue Eng Partie C, 2013, 19 (4), 271-280)oad / 52940 / 52940fig10large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. <img alt="Animated Figure 11" src="/files/ftp_upload/52940/52940animfig1.jpg" /> Animés / vidéo Figure 1: vidéo représentatif de la démarche d&#39;une souris à un post - opératoire de la journée. Poids plein roulement a été observée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/Animated_Figure1.MOV" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir cette vidéo.</a>

Bien que les modèles murins soient des outils inestimables pour l’ingénierie des tissus osseux, les modèles de défauts osseux longs sont rares. Ce besoin a motivé le développement du protocole actuel qui utilise une plaque de verrouillage avec quatre vis et un gabarit dédié pour réaliser et stabiliser un défaut reproductible, fémoral, de taille critique avec une faible morbidité.

Mise en place d&#39;un segmentaire fémoral Critical-size Defect modèle chez la souris Stabilisé par Plate ostéosynthèse

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

L'objectif général de cette intervention chirurgicale est de créer un défaut osseux critique de taille contrôlée au niveau du fémur, stabilisé par une ostéosynthèse à la plaque chez la souris. Cette méthode permet de répondre à des questions clés dans le domaine du génie tissulaire osseux concernant les capacités de cicatrisation osseuse de substituts osseux spécifiques ou les processus impliqués dans la régénération osseuse. Le principal avantage de cette technique réside dans sa capacité à établir un défaut osseux reproductible dans un os porteur, pertinent pour des applications orthopédiques du modèle.Après la désinfection aseptique du membre, on place une serviette en plastique transparente stérile recouvrant la souris, et on fait une petite ouverture dans la serviette afin d'isoler la patte. Avec la souris anesthésiée en décubitus ventral et le membre pelvien gauche en extension, pratiquer une incision cutanée longitudinale de 15 à 17 millimètres sur la face antérolatérale du fémur, s'étendant de l'articulation de la hanche à l'articulation du genou. Ensuite, inciser le fascia lata et diviser les muscles vaste latéral et biceps fémoral afin d'exposer toute la longueur de la diaphyse fémorale.Pour améliorer l'exposition de la diaphyse fémorale, sectionner les muscles glutéaux et le biceps fémoral au niveau du trochanter troisième et disséquer circulairement le fémur au milieu de la diaphyse. Ensuite, appliquer une plaque micro-bloquante en titane à six trous sur la face antérieure du fémur. Puis utiliser un foret de zéro virgule trois millimètre pour percer le trou le plus proximal de la plaque.Utilisez un tournevis dédié pour insérer la première vis tout en maintenant la plaque parallèle au fémur. Ensuite, tout en maintenant la plaque en place, percez le trou le plus distal de la plaque et insérez puis verrouillez la deuxième vis. Insérez les deux dernières vis sans les verrouiller.Placez maintenant le fil d'une scie oscillante de zéro virgule deux millimètre de manière rapprochée autour du fémur selon une orientation médio-latérale. Insérez le guide dédié sur les tiges des deux dernières vis, puis appliquez le guide au-dessus de la plaque. Ensuite, sous irrigation stérile avec une solution saline isotonique, réalisez une fémoralistectomie de trois virgule cinq millimètres de long au niveau médio-diaphysaire, en utilisant les deux tiers centraux du fil et en appliquant une tension constante et régulière contre l'os.Lorsque l'os a été sectionné, coupez le fil de scie près de l'os d'un côté et retirez le gabarit. Verrouillez les deux dernières vis, puis rincez abondamment le champ chirurgical avec une solution saline isotonique stérile. Ensuite, comblez chirurgicalement le défaut segmentaire avec le matériau test à l'étude, puis positionnez le muscle vaste latéral de manière lâche au-dessus de la plaque.Enfin, utiliser des fils de glycomère 631 de calibre 5-0 en point continu simple pour fermer le plan fascial et sous-cutané, puis fermer la peau avec des fils de glycomère 631 de calibre 4-0 selon un schéma de points séparés simples. Le poids de l'ostéosynthèse utilisée dans la présente étude représentait environ zéro virgule un pour cent du poids corporel de la souris, et aucune complication postopératoire, automutilation ou blessure infligée par un congénère n'a été observée. La récupération fonctionnelle du membre opéré s'est révélée excellente chez tous les animaux, et un appui complet a été observé dès un jour après l'intervention chirurgicale.Lorsque les défauts osseux induits chirurgicalement étaient laissés vides, aucune formation osseuse significative n'a été observée, avec une absence constante de consolidation osseuse chez tous les animaux. En revanche, lorsque les défauts étaient remplis soit par un isogreffe, soit par une matrice en corail, un nouvel os formé, s'étendant à partir des bords osseux proximal et distal, a été observé.Cependant, alors que la formation osseuse a permis la réorganisation de la continuité osseuse, dans la plupart des défauts traités avec des isogreffes, la réorganisation osseuse n'a été observée qu'entre le support et les bords osseux des défauts remplis de corail. Aucune union osseuse n'a été observée chez aucun animal du groupe défaut vide dix semaines après l'implantation. Dans les groupes isogreffe et support en corail, l'union osseuse a été obtenue chez la majorité des animaux, avec très peu d'os observés à l'intérieur du support lui-même.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 45 à 60 minutes si elle est effectuée correctement. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de garder à l'esprit que la stabilité osseuse est assurée par l'ostéosynthèse à la plaque, et que par conséquent, la plaque doit être positionnée correctement sur l'os fémoral. Après cette procédure, d'autres méthodes telles que la micro-TDM ou l'imagerie de bioluminescence peuvent être utilisées pour répondre à des questions supplémentaires concernant la formation osseuse et les implants en conditions de survie, lorsque l'on utilise une forme d'échelle auto-ensemencée comme matériau de comblement du défaut.Depuis son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine du génie tissulaire osseux pour explorer les processus de régénération osseuse. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de créer un défaut osseux reproductible dans un os porteur de souris, stabilisé par une ostéosynthèse à la plaque. N’oubliez pas que le travail avec des animaux et des instruments chirurgicaux peut être extrêmement dangereux, et que des précautions telles que le maintien de la stérilité, l’utilisation prudente de l’anesthésie et l’attention au bien-être animal doivent toujours être prises lors de l’exécution de cette procédure.

establishment-segmental-femoral-critical-size-defect-model-mice

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Cet article décrit une méthode pour stabiliser les fractures des os longs qui est basé sur l'application de fixateurs externes modifiés...

Création fractures Rigidement stabilisées pour l&#39;évaluation de l&#39;ossification intramembranaires, ostéogenèse par distraction, ou de guérison des défauts critiques Sized

Une des contraintes de la recherche préclinique dans le domaine de la réparation osseuse est l’absence de contrôle expérimental sur l’environnement mécanique local au sein d’une lésion osseuse en voie de guérison. Nous rapportons la conception et l’utilisation d’un fixateur externe pour la réparation osseuse avec la possibilité de modifier la rigidité du fixateur in vivo.

Rigidité réglable, fixateur externe pour les modèles Rat fémur ostéotomie segmentaire et défauts osseux

Les modèles animaux sont fréquemment utilisés pour imiter des lésions osseuses graves dans la recherche biomédicale. En raison de leur petite taille, l’établissement de lésions osseuses stabilisées chez la souris dépasse les capacités de la plupart des groupes de recherche. Nous décrivons ici une méthode simple pour établir et analyser les défauts fémoraux expérimentaux chez la souris.

Une simple critique de taille fémorale défauts modèle chez la souris

Ce protocole décrit une technique d’ostéosynthèse utilisant un clou de verrouillage intramédullaire pour la fixation standardisée des ostéotomies du fémur, qui peut être utilisée pour analyser la cicatrisation osseuse normale et défectueuse chez la souris.

Un clou intramédullaire verrouillage pour Standardized Fixation de Fémur Ostéotomies pour l&#39;analyse normale et défectueuse des os de guérison chez la souris

Ce protocole décrit une technique d’ostéosynthèse mini-invasive utilisant une vis intramédullaire pour stabilisation normalisée des fractures du fémur, qui peut être utilisé pour analyser des os endochondral guérison chez les souris.

Un modèle mini-Invasive pour analyser Endochondral Fracture de guérison chez des souris dans des Conditions biomécaniques

Nous présentons un souris tibial distraction ostéogénèse modèle développé à l’aide d’un distracteur sur mesure. L’utilisation d’une souris comme une cible d’analyse est avantageuse pour faire avancer la recherche.

Un modèle murin d’ostéogenèse Distraction

Le modèle murin fracture fémorale fermée est une plateforme puissante pour étudier la guérison des fractures et nouvelles stratégies thérapeutiques pour accélérer la régénération osseuse. L’objectif de ce protocole chirurgical est de générer des fractures fémorales fermées unilatérales chez la souris à l’aide d’une tige intramédullaire en acier pour stabiliser le fémur.

La génération des Fractures fémorales fermées chez la souris : un modèle pour étudier la guérison osseuse

Modèles de mammifères in vivo des défauts osseux taille critique sont indispensables pour les chercheurs qui étudient les mécanismes de guérison et de traitements orthopédiques. Ici, nous introduisons un protocole pour la création de défauts reproductibles, segmentaires, fémorales chez les rats stabilisés à l’aide de fixation externe.

Un modèle fiable et reproductible taille critique segmentaire fémorale défaut chez les Rats stabilisé avec un fixateur externe personnalisée

Ce protocole décrit une intervention chirurgicale pour l’établissement d’une fracture diaphysaire dans le fémur de souris, qui est stabilisée avec un fil intramédullaire, pour les études de cicatrisation des fractures.

Établissement d’un modèle de fracture du fémur diaphysaire chez la souris

Un protocole pour la chirurgie de l’ostéotomie fémorale avec l’utilisation de la fixation de la plaque interne chez les axolotls matures est présenté. La procédure peut être utilisée pour effectuer des études comparatives sur la régénération des membres et la guérison des fractures chez les amphibiens aquatiques.

Stabilisation d’une ostéotomie fémurienne avec une fixation par plaque chez Ambystoma mexicanum

Cette étude a établi un modèle de défaut semi-segmentaire fémoral chez le rat afin d’évaluer la performance mécanique et ostéogénique des matériaux de substitution osseuse dans des conditions portantes, sans recours à fixation interne ou externe.

Modèle de défaut osseux diaphysaire semi-segmentaire chez les rats pour évaluer la performance des substituts osseux dans les régions portantes

Découvrez la création d'un défaut osseux fémoral critique chez la souris stabilisé par ostéosynthèse à plaque. Cette méthode permet d'étudier la régénération osseuse et d'évaluer les capacités de guérison de substituts osseux spécifiques.

Mise en place d'un segmentaire fémoral Critical-size Defect modèle chez la souris Stabilisé par Plate ostéosynthèse

Explorer plus de vidéos