Name: Microfluidique génipine dépôt Technique de la culture avancée de microélectrodes vasculaires musculaires Thin Films (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 3 s
Description: Découvrez la déposition microfluidique de génipine et de fibronectine sur substrats PDMS pour améliorer la viabilité des tissus vasculaires musculaires. Cette méthode permet d'étudier la contractilité vasculaire sur des durées prolongées.

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Nous remercions le soutien financier de l’American Heart Association Scientist Development Grant, 13SDG14670062 (PWA) et de la bourse de thèse de doctorat de l’Université du Minnesota (ESH). Nous reconnaissons également les ressources de microfabrication du Minnesota Nano Center (MNC) et les ressources de traitement d’images des University Imaging Centers (UIC), tous deux de l’Université du Minnesota. Une partie de ce travail a été réalisée à l’installation de caractérisation de l’Université du Minnesota, qui reçoit un soutien partiel de la NSF par le biais du programme MRS.

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<li>Agarwal, A., Goss, J. A., Cho, A., McCain, M. L., Parker, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+heart+on+a+chip+for+higher+throughput+pharmacological+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Chip%22%5BJournal%5D)">Microfluidic heart on a chip for higher throughput pharmacological studies.</a> Lab. Chip. 13, 3599-3608 (2013).</li>
<li>Huh, D., Torisawa, Y. S., Hamilton, G. A., Kim, H. J., Ingber, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microengineered+physiological+biomimicry%3A+organs-on-chips%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Chip%22%5BJournal%5D)">Microengineered physiological biomimicry: organs-on-chips.</a> Lab. Chip. 12, 2156-2164 (2012).</li>
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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ici, nous présentons un protocole qui repose sur la technologie vMTF précédemment développé, permettant des temps d&#39;expérimentation prolongées plus typique des voies de maladies vasculaires chroniques 1,23,24. Pour ce faire, nous motif fin génipine, qui a été montré précédemment pour fournir fonctionnalisation à long terme des substrats PDMS 11, en ​​utilisant une technique de dépôt microfluidique pour produire des lamelles artérielle d&#39;ingénierie avec amélioration de la viabilité du tissu ...

Les maladies vasculaires, tels que le vasospasme cérébral 1,2, 3 hypertension, l&#39;athérosclérose et 4, se développent lentement, sont généralement de nature chronique, et impliquent dysfonctionnel génération de force par les cellules musculaires lisses vasculaires (CMLV). Nous visons à étudier ces dysfonctionnements vasculaires progresse lentement à l&#39;aide de méthodes in vitro avec un contrôle plus fin des conditions expérimentales que les modèles in vivo. Films musculaires vasculaires Nous avons déjà développés minces (vMTFs) pour mesurer la contractilité fonctionnelle in vitro conçus tissus cardiovasculaires 5, mais cette méthode a été limitée à des études à relativement court terme. Ici, nous présentons une technique de modification du substrat qui élargit notre technique vMTF précédente pour les mesures à long terme. Bien que l&#39;endothélium est également critique en fonction globale vasculaire, lamelles artérielle conçue fournir un système de modèle utile pour évaluer les changements dans vasculairecontractilité pendant la progression de la maladie. Pour concevoir un modèle de tissu de maladie vasculaire fonctionnel, à la fois la structure et la fonction de la lamelle artériel, l&#39;appareil contractile de base de la cuve, doit être récapitulé avec une grande fidélité. Arterial lamelles sont concentriques feuilles de CMLV contractiles séparées par des feuilles de 6 élastine, la circonférence-alignés. L&#39;impression par microcontact de la matrice extracellulaire (MEC) protéines sur polydiméthylsiloxane (PDMS) substrats a déjà été utilisé pour fournir des signaux de guidage pour l&#39;organisation des tissus pour imiter aligné tissu cardiovasculaire 5,7-10. Cependant, tissus à motifs en utilisant l&#39;impression microcontact peuvent perdre leur intégrité après 3-4 jours de culture, limitant leur applicabilité dans les études chroniques. Ce protocole fournit une solution à ce problème en remplaçant les techniques d&#39;impression par microcontact précédentes avec une nouvelle technique de dépôt microfluidique. Genchi et al. PDMS substrats modifiés avec génipine et found viabilité des myocytes prolongée jusqu&#39;à un mois dans la culture 11. Ici, nous utilisons une approche similaire pour étendre la culture de cellules motifs musculaires lisses vasculaires sur PDMS. Génipine, un dérivé hydrolytique naturelle du fruit de gardénia, est un candidat souhaitable pour la modification du substrat en raison de sa toxicité relativement faible par rapport aux agents de reticulation similaires et son utilisation croissante comme biomatériau dans les domaines de la réparation des tissus 12,13 et modification de l&#39;ECM 14, 15. Dans ce protocole, la fibronectine est utilisée comme repère de guidage de la cellule, comme dans les méthodes d&#39;impression par microcontact précédentes; Toutefois, génipine est déposé sur PDMS substrats antérieurs à la fibronectine structuration. Ainsi, comme les cellules dégradent la matrice à motifs, ECM nouvellement synthétisé à partir de CMLV attachés peut se lier au substrat de PDMS génipine revêtu. Ce protocole utilise un dispositif de délivrance pour la génipine microfluidique en deux étapes et le dépôt ECM. La conception du dispositif microfluidique imite microcomotifs d&#39;impression NTACT utilisés pour lamelles artérielle conçu dans les études précédentes 16. Ainsi, nous nous attendons à ce protocole pour obtenir imite artérielle de lamelles qui récapitulent avec succès le très-alignés dans la structure in vivo et de la fonction contractile du artérielle lamelles. On évalue également la contractilité du tissu afin de confirmer que la génipine est un composé de modification de substrat approprié pour le long terme dans des modèles de maladies vasculaires in vitro.

<table><tbody><tr><td>Coverslip de coloration</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td><a href="http://www.emsdiasum.com/">www.emsdiasum.com/</a></td><td>72239-04</td></tr><tr><td>Verre de protection de microscope - 25 mm</td><td>Fisher Scientific, Inc.</td><td><a href="http://www.fishersci.com/">www.fishersci.com</a></td><td>12-545-102</td></tr><tr><td>Poly(N-iso-propylacrylamide) (PIPAAm)</td><td>Polysciences, Inc.</td><td><a href="http://www.polysciences.com/">www.polysciences.com/</a></td><td>#21458</td></tr><tr><td>1-butanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/">www.sigmaaldrich.com</a></td><td>360465</td></tr><tr><td>Spincoater</td><td>Specialty Coating Systems, Inc.</td><td><a href="http://www.scscoatings.com/">www.scscoatings.com</a></td><td></td></tr><tr><td>Polydiméthylsiloxane (PDMS)</td><td>Ellsworth Adhesives (Dow Corning)</td><td><a href="http://www.ellsworth.com/">www.ellsworth.com</a></td><td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td></tr><tr><td>Microbilles fluorescentes</td><td>Polysciences, Inc.</td><td><a href="http://www.polysciences.com/">www.polysciences.com/</a></td><td>17151</td></tr><tr><td>Plaquettes de silicium</td><td>Wafer World, Inc.</td><td><a href="http://www.waferworld.com/">www.waferworld.com</a></td><td>2398</td></tr><tr><td>Photoresist&nbsp ;</td><td>MicroChem Corp.</td><td><a href="http://www.microchem.com/">www.microchem.com</a></td><td></td></tr><tr><td>Aligneur de masque de contact</td><td>Suss MicroTec</td><td><a href="http://www.suss.com/">www.suss.com</a></td><td></td></tr><tr><td>Developer</td><td>MicroChem Corp.</td><td><a href="http://www.microchem.com/">www.microchem.com</a></td><td></td></tr><tr><td>Tridecafluro-trichlorosilane</td><td>UCT Specialties, Inc.</td><td><a href="http://www.unitedchem.com/">www.unitedchem.com</a></td><td>T2492</td></tr><tr><td>Poinçon de biopsie chirurgicale</td><td>Integra LifeSciences Corp.</td><td><a href="http://www.miltex.com/">www.miltex.com</a></td><td>33-31AA-P/25</td></tr><tr><td>Genipin</td><td>Cayman Chemical</td><td><a href="http://www.caymanchem.com/">www.caymanchem.com</a></td><td>10010622</td></tr><tr><td>1X solution saline tamponnée au phosphate</td><td>Mediatech, Inc.</td><td><a href="http://www.cellgro.com/">www.cellgro.com</a></td><td>21-031-CV</td></tr><tr><td>Fibronectin</td><td>Corning, Inc.</td><td><a href="http://www.corning.com/">www.corning.com</a></td><td>356008</td></tr><tr><td>Pénicilline/streptomycine</td><td>Life Technologies, Inc.</td><td><a href="http://www.lifetechnologies.com/">www.lifetechnologies.com</a></td><td>15140-122</td></tr><tr><td>Cellules musculaires lisses de l’artère ombilicale</td><td>Lonza</td><td><a href="http://www.lonza.com/">www.lonza.com</a></td><td>CC-2579</td></tr><tr><td>Composants de la solution Tyrode</td><td>Sigma-Aldrich</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/">www.sigmaaldrich.com</a></td><td>divers</td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Zeiss</td><td><a href="http://www.zeiss.com/">www.zeiss.com</a></td><td>4350020000000000</td></tr><tr><td>Plateforme à température contrôlée</td><td>Warner Instruments</td><td><a href="http://www.warneronline.com/">www.warneronline.com</a></td><td>641659 ; 640352 ; 641922</td></tr><tr><td>Endothelin-1</td><td>Sigma-Aldrich</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/">www.sigmaaldrich.com</a></td><td>E7764-50UG</td></tr><tr><td>HA-1077</td><td>Sigma-Aldrich</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/">www.sigmaaldrich.com</a></td><td>H139-10MG</td></tr></tbody></table>

microfluidique génipine dépôt technique de la culture avancée de microélectrodes vasculaires musculaires thin films

Microfluidic Genipin Deposition Technique for Extended Culture of Micropatterned Vascular Muscular Thin Films

La nature chronique de la progression des maladies vasculaires nécessite le développement de techniques expérimentales qui simulent les comportements vasculaires physiologiques et pathologiques sur des échelles de temps pertinentes pour la maladie. Auparavant, l’impression par microcontact a été utilisée pour fabriquer des imitations artérielles fonctionnelles bidimensionnelles par le biais de la structuration de protéines de matrice extracellulaire comme signaux de guidage pour l’organisation des tissus. Des couches minces de muscles vasculaires ont utilisé ces mimiques pour évaluer la contractilité fonctionnelle. Cependant, la technique de fabrication d’impression par microcontact utilisée intègre généralement des substrats PDMS hydrophobes. Au fur et à mesure que le tissu retourne la matrice extracellulaire sous-jacente, les nouvelles protéines doivent subir un changement de conformation ou une dénaturation afin d’exposer les résidus d’acides aminés hydrophobes aux surfaces hydrophobes du PDMS pour la fixation, entraînant une bioactivité altérée des protéines de la matrice, une délamination et la mort des tissus.
Ici, nous présentons une technique de dépôt microfluidique pour la structuration du composé de réticulation génipine. La génipine sert d’intermédiaire entre les tissus à motifs et les substrats PDMS, permettant aux cellules de déposer des protéines de matrice extracellulaire nouvellement synthétisées sur une surface plus hydrophile et de rester attachées aux substrats PDMS. Nous montrons également que les protéines de la matrice extracellulaire peuvent être modelées directement sur la génipine déposée, ce qui permet de dicter la structure tissulaire modifiée. Les tissus fabriqués avec cette technique montrent une grande fidélité dans l’alignement structurel et la fonction contractile du tissu musculaire lisse vasculaire dans un modèle de film mince musculaire vasculaire. Cette technique peut être étendue à l’aide d’autres types de cellules et fournit le cadre d’une étude future de la fonctionnalité chronique des tissus et des organes.

L&#39;objectif principal de ce travail était d&#39;étendre la viabilité de CMLV microélectrodes sur PDMS substrats hydrophobes. Ceci a été accompli en incorporant un système de délivrance pour déposer microfluidique génipine à motifs et de la fibronectine sur PDMS (figure 1). Dépôt de protéines ECM en utilisant la livraison microfluidique a abouti à un transfert de haute fidélité du modèle de canal avec PDMS nus entre les lignes de génipine et de la fibronectine (figure 1D). Les cellule...

Nous présentons une méthode pour le dépôt microfluidique de génipine et de fibronectine sur des substrats PDMS, permettant une viabilité prolongée des tissus denses en cellules musculaires lisses vasculaires. Cette méthode de fabrication tissulaire est combinée à la technologie précédente de couche mince musculaire vasculaire pour mesurer la contractilité vasculaire au cours de l’évolution temporelle de la maladie.

Microfluidique génipine dépôt Technique de la culture avancée de microélectrodes vasculaires musculaires Thin Films

The chronic nature of vascular disease progression requires the development of experimental techniques that simulate physiologic and pathologic vascular ...

L'objectif général de cette procédure est de développer un modèle in vitro de la fonction contractile du muscle lisse qui puisse être utilisé pour étudier les mécanismes des dysfonctionnements vasculaires, tels que les vasospasmes cérébraux, sur des échelles de temps pertinentes pour la maladie. Ceci est réalisé à l'aide de films minces musculaires vasculaires à long terme, en préparant d'abord des substrats élastomères par dépôt successif, par centrifugation, sur des lamelles, d'une bande de piam suivie de PDMS. La deuxième étape consiste à utiliser un dispositif de dépôt microfluidique pour déposer successivement de la géline et de la fibronectine à la surface.Afin de fournir des indices de guidage pour l'auto-organisation tissulaire sur des films minces vasculaires et musculaires, la dernière étape consiste à réaliser un test de contractilité en stimulant les films minces vasculaires et musculaires afin d'induire puis de relâcher la contraction, tout en imagerie l'échantillon. En définitive, cette approche permet d'obtenir des tissus qui conservent leur intégrité structurelle et leur contractilité fonctionnelle jusqu'à deux semaines en culture. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que les films minces musculaires imprimés par microcontact, est que l'intégrité tissulaire et la contractilité fonctionnelle sont maintenues pendant plusieurs semaines, alors que les tissus construits à l'aide des méthodes précédentes commencent à se dégrader après trois à quatre jours.En culture, cette méthode fournit une plateforme pour étudier des questions clés liées aux maladies vasculaires, telles que la manière dont les mécaniques fonctionnelles des artères sont modifiées au cours de la progression d'une maladie chronique. Ici, nous étudions la mécanique vasculaire, mais cette méthode peut être appliquée à d'autres systèmes organiques modèles, comme les technologies de puces d'organes, afin de reproduire le fonctionnement cardiaque ou musculaire squelettique. Nous avons eu l'idée de cette méthode lorsque nous avons cherché à étudier des dysfonctionnements vasculaires à développement lent et que nous avons constaté que les méthodes actuelles ne permettaient soit pas de quantifier la fonction des cellules musculaires lisses vasculaires, soit ne maintenaient pas l'intégrité pendant une durée suffisante.Le dépôt microfluidique Jin fournit un modèle pour l'auto-organisation cellulaire d'une manière similaire à celle de l'impression par microcontact, mais permet également aux tissus dessinés de conserver leur structure et leur intégrité pendant des durées adaptées à l'étude du remodelage vasculaire. Pour commencer, nettoyez un lot de lamelles en verre de 25 millimètres de diamètre comme décrit dans le protocole textuel accompagnant, puis recouvrez les bords des lamelles nettoyées en plaçant du ruban adhésif sur leurs côtés, en laissant une bande de verre exposée au centre. Ensuite, découpez les lamelles hors de la boîte et placez-les une par une sur un mandrin recouvert par dépôt centrifuge.À l’aide de pinces, ajoutez 150 microlitres d’une solution à 10 % de poly N isop profile. L’acrylamide, également appelé poly pam ou Piam, est dissous dans le butanol-1. Veillez à recouvrir complètement la zone exposée de la lame de couverture.Ensuite, allumez le centrifugeuse et augmentez la vitesse pendant 10 secondes jusqu'à 3000 tr/min. Attendez cinq secondes, puis augmentez la vitesse pendant 10 secondes jusqu'à 6 000 tr/min. Maintenez la vitesse à 6 000 tr/min pendant une minute, puis réduisez progressivement la vitesse jusqu'à 3000 tr/min sur une période de 10 secondes.Le maintenir en place pendant cinq secondes avant de terminer le cycle de dépôt par rotation. Une fois sec, retirer soigneusement le ruban adhésif de toutes les lamelles, laissant la lamelle entière exposée avec une fine couche de revêtement de piam au centre de la lamelle en verre. Ensuite, déposer par rotation une couche de PDMS dégazé sur chaque lamelle.Faites glisser et durcir les échantillons dans un four à 90 degrés Celsius pendant au moins 1,5 heure. Concevez un masque photo pour microfluidique tissulaire, puis préparez une plaquette de silicium selon le motif décrit dans le protocole textuel associé. Une fois le motif réalisé, gravez la plaquette à l’aide de techniques standard et placez-la, côté motifs vers le haut, dans une boîte de Pétri.Mélangez ensuite 100 grammes de PDMS avec un rapport de 10 pour 1 entre la base et l'agent de réticulation, puis aspirez le PDMS dans le plat de manière à recouvrir complètement et uniformément la plaquette structurée. Placez le plat dans un dessiccateur sous vide pendant environ 30 minutes, jusqu'à ce que toutes les bulles d'air soient éliminées. Ensuite, polymérisez le PDMS dans le plat à 90 degrés Celsius pendant au moins 1,5 heure.Une fois durci, retirez l'excès de PDMS et décollez lentement le PDMS restant, portant le motif, du côté de la tranche portant le motif. Retirez l'excès de PDMS autour des motifs à l'aide d'une lame de rasoir et taillez les dispositifs en forme de rectangles afin de faciliter leur retrait lors des étapes ultérieures. Ensuite, utilisez un poinçon chirurgical de biopsie de un millimètre pour créer les orifices d'entrée et de sortie.Soniquez les dispositifs microfluidiques dans de l’éthanol à 70 % pendant au moins 30 minutes avant chaque utilisation. Placez jusqu’à 10 lames recouvertes de films minces vasculaires musculaires dans un nettoyeur à ozone ultraviolet pendant huit minutes. Ensuite, préparez une solution de génine à cinq milligrammes par millilitre en ajoutant un millilitre d’eau doublement distillée stérile à un contenant de cinq milligrammes de génine lyophilisée.Mélanger la solution à l’aide d’un vortex et laisser le flacon reposer à température ambiante pendant au moins 30 minutes. Placer les dispositifs microfluidiques nettoyés, côté composants vers le bas, sur chaque couverture. Insérer un à la fois.Appuyez fermement sur les dispositifs pour assurer un joint étanche avec les lamelles recouvertes de PDMS. Déposez rapidement une goutte d'éthanol à 70 % à l'entrée de chaque dispositif afin de les amorcer. Après cinq à dix minutes, aspirez soigneusement l'excès d'éthanol à l'entrée et remplacez-le immédiatement par environ 100 microlitres de PBS.Utilisez un vide pour faire passer le PBS jusqu'à la sortie des dispositifs afin de rincer l'éthanol. Arrêtez lorsque seul un petit volume de PBS reste à l'entrée. Ensuite, déposez 60 microlitres de la solution de génine à cinq milligrammes par millilitre sur chaque entrée, puis faites passer la solution de génine à travers les dispositifs en remplaçant l'embout de l'aspirateur à vide à la sortie.Arrêtez l'aspiration lorsqu'il ne reste qu'une petite quantité de solution à l'entrée. Ensuite, déposez des gouttes de PBS à l'entrée et à la sortie pour éviter que la solution ne s'assèche. Pendant l'incubation, placez la boîte contenant les dispositifs dans une étuve ou un incubateur humidifié réglé à 37 degrés Celsius et incubez pendant quatre heures.Pendant l'incubation, resuspendre la fibronectine à une concentration de 50 microgrammes par millilitre dans de l'eau doublement distillée stérile et la placer sur de la glace pendant au moins 30 minutes après l'incubation avec Jin. Faire passer une quantité minimale de PBS à l'entrée. Ensuite, ajouter 100 microlitres d'une solution de fibronectine à 50 microgrammes par millilitre.À chaque entrée, faire passer la solution à travers les dispositifs à l’aide d’une pipette aspiratrice sous vide. À la sortie, déplacer la boîte non couverte contenant les dispositifs vers un four ou une étuve réglé à 37 degrés Celsius et incuber pendant 24 heures. Après l’incubation, retirer soigneusement les dispositifs des lamelles en décollant lentement le dispositif à partir d’un coin tout en tenant légèrement la lamelle de l’autre main, puis placer les lamelles dans des boîtes de culture stériles à six puits.Ajoutez au moins cinq millilitres de solution de pénicilline-streptomycine dans chaque puits, puis placez les boîtes dans un incubateur stérile à 37 degrés Celsius pendant au moins 30 minutes. Après stérilisation, aspirez la solution de pénicilline-streptomycine et ensemencez les lamelles avec des cellules musculaires lisses vasculaires de l'artère ombilicale humaine cultivées à une concentration de 80 000 cellules par centimètre carré. Incubez les cellules à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone pendant au moins 24 heures avant les tests.Pour commencer les tests, placez un échantillon de tissu dans une boîte de 100 millimètres. Ajoutez une solution de Tyro stérile préchauffée à pH 7,4 pour recouvrir l'échantillon. À l’aide d’un scalpel, effectuez plusieurs incisions parallèles à travers la feuille cellulaire, perpendiculairement au bord du bras de la pipette.Effectuez des incisions afin d'obtenir des sections de tissu plus larges, d'environ deux millimètres d'épaisseur. Celles-ci formeront des films minces vasculaires et musculaires alternant avec de fines bandes qui seront retirées ultérieurement. Ensuite, faites pivoter la boîte de 90 degrés et réalisez deux incisions droites parallèles au milieu du tissu, parallèlement à la bande de piam.Retirer les fines bandes situées entre les films minces vasculaires et musculaires afin d'éviter tout contact entre les films adjacents. Ensuite, placer la boîte sur une plateforme contrôlée en température située sur la platine du microscope stéréoscopique et commencer à acquérir des images en lumière transmise et en fluorescence, en laps de temps, aux intervalles souhaités tout au long du test. Traiter successivement les films minces vasculaires et musculaires avec 50 nanomolaires d'endothélium pendant 20 minutes afin d'induire des contractions, puis avec 100 micromolaires de HA 10 77 pendant 30 minutes afin d'induire une relaxation lors du refroidissement à une température inférieure à 32 degrés Celsius.Piam se dissout, libérant les films minces musculaires vasculaires. La mesure de la longueur de projection peut être convertie en un rayon de courbure, qui sert à calculer la contrainte moyenne dans la couche cellulaire sur le film, comme illustré ici par les images successives en lumière transmise d'un essai représentatif de contractilité. Ces images peuvent être converties en valeurs de contrainte à partir desquelles la tonicité de base et la contractilité induite sont calculées.Dans cette vidéo, un exemple de laps de temps représentatif d'un dosage complet de contractilité est présenté. Les films minces musculaires atteignent un équilibre contractile, puis se contractent davantage après l'ajout de 50 nM d'endothélium. Un film se relâche après l'ajout de 100 µM de ha 10 77.La légère baisse du tonus basal et de la contractilité tissulaire à la fin du dosage est probablement le résultat direct de la réduction du nombre de cellules composant le tissu. Étant donné que les cellules musculaires lisses vasculaires privées de sérum ne prolifèrent pas, les images en contraste de phase présentées ici montrent des cellules musculaires lisses cultivées sur des surfaces modifiées au gélin, à différents moments sacrificiels allant d'un jour à deux semaines. L'immunohistochimie a été utilisée ici pour mettre en évidence la confluence et l'alignement cellulaire des tissus en colorant les filaments d'actine F, en vert, après un, quatre et sept jours de privation de sérum.Une évaluation quantitative de la confluence tissulaire au cours de cette période a montré une détérioration minimale sur ces surfaces. L'alignement des filaments d'actine F a été quantifié et il a été confirmé que cet alignement était maintenu sur deux semaines. En culture, une fois maîtrisée, cette technique de fabrication de tissus in vitro peut être réalisée en deux jours.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler de commencer le dépôt microfluidique un jour avant la sémination cellulaire prévue et de maintenir une température physiologique constante pendant les expériences sur les films minces. Après cette procédure, des méthodes biochimiques classiques telles que le Western blot et la PCR peuvent être réalisées pour étudier les modifications de l'expression des protéines et des gènes afin de corréler le phénotype cellulaire avec le comportement fonctionnel. Cette technique ouvre la voie aux chercheurs pour explorer la progression de dysfonctionnements vasculaires à développement lent, tels que le vasospasme cérébral, l'hypertension et l'athérosclérose, ainsi que pour développer des modèles in vitro de la paroi artérielle humaine.

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