Préparation et caractérisation de la personne et de multi-drogue Loaded Physiquement piégé micelles polymériques

L’objectif général de l’expérience suivante est de décrire un processus étape par étape de préparation et de caractérisation de mes cellules chargées de médicaments avant de les évaluer dans les états pathologiques d’intérêt. Ceci est réalisé en préparant la méthode de coulée de mes cellules par solvant pour générer des cellules de mes cellules reproductibles pour l’étude. Dans un deuxième temps, la stabilité et la taille de ma charge cellulaire sont évaluées, ce qui détermine la capacité de mes cellules à charger et à conserver des concentrations cliniquement pertinentes.

Ensuite, le taux de libération du médicament par les cellules My est déterminé afin de s’assurer que mes cellules ont des caractéristiques de libération in vitro appropriées avant d’évaluer la stabilité in vivo. Les résultats montrent que des cellules souches stables générées de manière reproductible peuvent fournir une plate-forme pour poursuivre l’administration de médicaments dans divers états pathologiques, sur la base des techniques d’évaluation présentées ici. Le principal avantage de cette technique ou des méthodes existantes telles que la charge d’équilibre ou les méthodes de dialyse, est que les myosines peuvent être préparées beaucoup plus rapidement avec une charge et une taille de médicament reproductibles.

Les implications de cette technique s’étendent à la thérapie ou au diagnostic de divers états pathologiques, car les médicaments à l’échelle nanométrique offrent des opportunités au-delà des formes conventionnelles, Généralement, les personnes qui débutent peuvent avoir du mal avec ces techniques, même si elles sont simples, car vous pouvez toujours faire les études de libération, vous ne pouvez pas vraiment évaluer l’effet d’éclatement. La démonstration de ces procédures sera faite par Shaman Duke, mon étudiant diplômé, et Deepa, ma collaboratrice. Pesez d’abord un milligramme de DTX, un milligramme d’EVR et 15 milligrammes de bloc de PLA 2200 Peg 4 000 pour le double médicament mes cellules ou DDM. Après la pesée, dissolvez les médicaments et le polymère dans 0,5 millilitre d’acéto-nitrile, puis transférez la solution dans un flacon à fond rond de cinq millilitres formant un mince film polymère distribué par médicament en évaporant la solution d’acéto de polymère médicamenteux sous pression réduite à l’aide d’un évaporateur rotatif.

Ensuite, réhydratez le film polymère du médicament avec 0,5 millilitre d’eau déminéralisée préchauffée à 50 degrés Celsius et secouez doucement le ballon dans un bain-marie à 50 degrés Celsius pour former les cellules de souris. Ajoutez la solution dans un tube à centrifuger et tournez à 7, 200 fois G pendant trois minutes. Aspirez la solution à l’aide d’une aiguille et filtrez la solution de Micella résultante dans un nouveau tube à centrifuger de 1,5 millilitre à l’aide d’un filtre en nylon de 0,2 micron pour éliminer tout médicament ou contaminant non résolu. À ce stade, effectuez une analyse HPLC en phase inverse avec une colonne C huit équilibrée à 40 degrés Celsius en mode socratique avec une phase mobile d’essai d’acétyle I et diluez à l’eau les mycells fraîchement préparées dans un essai oculaire à un rapport de un à 100 avant l’analyse par HPLC en phase inverse pour déterminer la charge initiale du médicament.

Après avoir stocké mes cellules non diluées à température ambiante pendant 48 heures, préparez des échantillons fraîchement dilués pour les réévaluer par HPLC en phase inverse et déterminer la stabilité du médicament dans mes cellules pendant 48 heures. Surveillez les pics DTX et DVR à 227 et 279 nanomètres avec des temps de rétention de 1,7 et 5,7 minutes respectivement. Présentez les données sous forme d’écart-type moyen plus ou moins de la charge du médicament.

Ensuite, diluez mes cellules fraîchement préparées et l’eau déminéralisée dans un rapport de un à 20 pour obtenir une concentration finale de polymère de 1,5 milligramme par millilitre. Transférez la solution à un vétérinaire pour une mesure dynamique de la diffusion de la lumière. Mesurez l’intensité du laser hélium néon à 173 degrés pour déterminer la diffusion.

Présentez les données sous la forme de la taille moyenne Z plus ou moins l’écart-type avec l’indice de polydispersité ou PDI de la distribution. Après avoir préparé le DDM comme décrit précédemment, chargez 2,5 millilitres de cellules my dans une cassette de dialyse de trois millilitres avec une coupure de poids moléculaire de 7 000 grammes par mole. Placez la cassette dans 2,5 litres de tampon phosphate de pH 7,4 de 10 millimolaires pendant les intervalles suivants.

Prélevez 150 microlitres de la solution et remplacez-la par 150 microlitres de tampon frais. Modifiez la mémoire tampon toutes les trois heures pour garantir les conditions de synchronisation. Analysez les échantillons à l’aide de la CLHP en phase inverse pour déterminer la courbe de concentration du médicament.

Ajustez les données de libération de médicament sur la base d’un modèle de diffusion simple avec une association exponentielle monophasée à l’aide du logiciel statistique D-T-X-E-V-R et le DDM a montré une stabilité similaire dans le bloc PEG 2000 PLA 1800 ou le bloc PEG 2000 PLA 2200 sur 48 heures. Toutes mes cellules ont conservé 97 % ou plus de la charge initiale à 48 heures à température ambiante. Sur la base des résultats de diffusion dynamique de la lumière, toutes mes cellules ont montré une distribution unimodale avec des valeurs PDI inférieures à 0,2.

D’après les données, la libération de DTX à partir de mycells individuels et de DDM était d’environ 60 % sur 48 heures. La libération d’EVR à partir de mes cellules individuelles et de DDM était respectivement de 60 % et 50 %. Le temps nécessaire pour la libération de 50 % du médicament à partir de mes cellules individuelles et du DDM et la qualité des données d’ajustement sont présentés ici.

La qualité de l’ajustement de la courbe pour toutes mes cellules, à l’exception de l’individu EVR, mes cellules est supérieure à 0,950, ce qui signifie que l’hypothèse de libération de premier ordre est une bonne approximation pour expliquer la libération de médicaments à partir de mes cellules individuelles et DDM Une fois maîtrisées, ces techniques peuvent être effectuées régulièrement sur une bibliothèque de médicaments et de polymères comme mes cellules en quelques heures à une semaine. Lors de cette procédure, il est important de se rappeler de caractériser complètement mes cellules avant d’accéder à la culture cellulaire ou aux modèles animaux suivant ces procédures. D’autres systèmes d’administration comme le système d’administration liposomale peuvent également être évalués ou caractérisés afin de répondre à la question sur le rôle du système d’administration de médicaments dans l’efficacité du traitement.

Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de préparer et de caractériser la charge de médicament de mes cellules avant de les évaluer dans la maladie. État d’intérêt.